Name: Une approche d’implantation rétrograde pour la mise en place d’un cathéter de dialyse péritonéale chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-07-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 27 s
Description: Découvrez une technique d'implantation rétrograde de cathéter de dialyse péritonéale chez la souris. Cette méthode améliorée prévient les dysfonctionnements mécaniques et permet des études à long terme sur la fibrose péritonéale.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par NIH 1R01HL132325 et R21 DK119740-01 (VCC) et AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (VCC et SL).

Pour cette étude, huit souris C57BL/6J femelles, âgées de 8 à 12 semaines, et pesant en moyenne 20 g ont été utilisées. Les souris ont été logées dans des conditions standard et ont été nourries avec du chow et de l’eau ad libitum. Cette étude a été réalisée avec l’approbation de l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), Boston University Medical Center (AN-1549). Les procédures décrites ici ont été effectuées dans des conditions stériles.
1. Anesthésier la souris dans une chambre d’isoflurane et injecter l’analgésique par voie sous-cutanée
<ol><li>Tenez l’animal de la base de la queue. Gardez l’animal sur la surface dorsale de la main non dominante.</li>
	<li>Transférer l’animal dans la chambre d’induction anesthésique continue remplie d’isoflurane à 3 % à 4 %. Confirmer une anesthésie générale adéquate par l’absence de réflexe de pincement des orteils dans les membres postérieurs droit et gauche. Gardez le maintien de l’anesthésie générale avec Isoflurane 1% -3%.</li>
	<li>Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux.</li>
	<li>Administrer une injection sous-cutanée de buprénorphine.<ol><li>Dissoudre le stock de buprénorphine à une concentration de 0,3 mg/mL dans du chlorure de sodium (NaCl) à 0,9 % pour atteindre la concentration finale de 0,03 mg/mL.</li>
		<li>Injecter une dose de 0,05-0,1 mg/kg de 0,03 mg/mL de buprénorphine, avec 500 μL de NaCl stérile 0,9 %, 20 min avant la chirurgie chez une souris de 20 g (2 μg ou 66 μL de 0,03 mg/mL de buprénorphine par souris).</li>
	</ol></li>
</ol>2. Préparation de la peau
<ol><li>Placez la souris entièrement anesthésiée en position latérale gauche, en exposant son flanc droit à la couverture chauffante. Rasez le côté droit de l’abdomen, juste près de la ligne médiane de la région paraspinale et jusqu’à la queue de l’animal.</li>
	<li>Désinfectez la zone rasée trois fois à l’aide d’un coton-tige avec l’application alternée de la solution antiseptique ou du gommage et de l’alcool à 70% ou d’une solution saline stérile dans un mouvement circulaire, en commençant par le site de l’incision chirurgicale et en se déplaçant vers l’extérieur. Jeter le coton-tige après chaque utilisation. Veillez à ne pas trop mouiller les zones non chirurgicales de l’animal avec de l’alcool ou un antiseptique, car cela pourrait aggraver l’hypothermie. REMARQUE: Il est important de diluer correctement les solutions antiseptiques et de ne pas laisser de gommages chirurgicaux sur la peau pendant la chirurgie, car ils peuvent être irritants et doivent être rincés. Vérifiez fréquemment la température de la couverture chauffante pendant la procédure pour vous assurer que la température ne baisse pas.</li>
</ol>3. Mesurer la longueur du cathéter et marquer le point d’insertion dans l’abdomen et le tube sur la peau préparée
<ol><li>Attribuez la poche du port d’accès à 1 cm au-dessus de la queue de l’animal. Tenez le segment d’installation avec l’index non dominant et le doigt du pouce sur la zone assignée près de la queue.</li>
	<li>Placez le cathéter au-dessus de la peau et estimez l’emplacement de l’insertion du tube du cathéter dans la cavité abdominale. Marquez l’endroit assigné pour l’insertion du tube, en respectant la flexion minimale du tube près de la ligne médiane antérieure. REMARQUE: Toutes les procédures doivent être effectuées avec des gants stériles et le cathéter doit rester stérile pendant la mesure. Les outils chirurgicaux doivent être autoclavés à 121 °C avant utilisation. Reportez-vous à la figure supplémentaire S1 pour les instruments requis pour la procédure.</li>
</ol>4. Personnaliser la section du réservoir du cathéter péritonéal
<ol><li>Percez un trou latéral sur le cadre de la section du réservoir à l’aide de l’étiquette auriculaire de la souris (Figure 1 et Figure 2). Il convient de noter que le poinçon d’oreille est un outil chirurgical et qu’il doit être stérile.</li>
</ol>5. Placez le port d’instillation
<ol><li>Faites une incision cutanée horizontale de 1 cm de large à 1 cm au-dessus de la queue. Disséquez carrément le plan sous-cutané de la couche musculaire sous-jacente pour faire une poche pour le placement du cathéter afin de s’assurer que l’orifice d’instillation réside librement dans la poche d’orifice idéale.</li>
	<li>Gardez l’extrémité des ciseaux de l’iris vers la ligne médiane pour créer un tunnel oblique pour la mise en place du tube (Figure 3A).</li>
	<li>Passez la suture 3.0 du trou latéral personnalisé. Fixez l’orifice d’accès au lit musculaire en serrant la suture passée, en gardant la céphalade de cours de tubulure.</li>
</ol>6. Faites l’incision du site d’insertion de l’embout du cathéter
<ol><li>Faites une incision de 1 cm sur la zone précédemment marquée près de la ligne médiane. Confirmez le tractus bien développé en passant des ciseaux à travers le tract.</li>
	<li>Cueillez doucement l’embout du cathéter avec une pince pour placer le cathéter dans une trajectoire rétrograde. REMARQUE: Évitez de pincer les trous latéraux du tube.</li>
	<li>Faire passer le tube du cathéter dans le tractus préparé (figure 3B). Faites une incision de 1 cm sur la couche musculaire près de la ligne médiane droite.</li>
</ol>7. Confirmer le fonctionnement du cathéter
<ol><li>Avant de fermer toutes les incisions, assurez-vous que le cathéter placé est fonctionnel. Vérifiez la fonction avec une seringue de 1 mL fixée à l’aiguille Huber spécifique pour le port.</li>
	<li>Injectez 200 μL de solution saline normale dans l’orifice d’instillation. Recherchez un écoulement lisse avec une tolérance zéro pour la résistance.</li>
	<li>Rincer l’orifice et le cathéter avec 10% d’héparine pour maintenir la perméabilité.</li>
</ol>8. Fermez les incisions cutanées
<ol><li>Fermez les incisions cutanées autour du réservoir d’orifice (Figure 3C) avec des sutures résorbables 3-0.</li>
</ol>9. Fixez l’extrémité du cathéter à l’intérieur de la cavité abdominale
<ol><li>Placez une suture lâche avec une suture résorbable ronde 4-0 autour du muscle de la paroi abdominale incisée. Passez le feutre proximal du cathéter à l’intérieur de l’incision.</li>
	<li>Serrez la suture préparée autour du tube tout en maintenant le deuxième feutre à l’extérieur du cordon de la bourse, sur la couche musculaire (Figure 3D), et fermez la peau avec 3-0 sutures résorbables (Figure 2).</li>
</ol>10. Surveiller les animaux postopératoirement et quotidiennement, administrer des analgésiques et des liquides postopératoires et conserver des dossiers postopératoires quotidiens pendant au moins 7 jours et jusqu’à leur rétablissement complet.
<ol><li>Gardez le cathéter fonctionnel avec une injection quotidienne de 200 μL de solution saline normale à travers le cathéter.</li>
</ol>11. Injections de liquide
<ol><li>Confirmez le processus post-opératoire sans incident en inspectant soigneusement l’incision cutanée.</li>
	<li>Préparer le LPS 2 mg/kg de poids corporel pour les injections intrapéritonéales (i.p.) en diluant 40 μg du LPS avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) stérile à la concentration utile de 0,2 μg/μL (essentiellement, 10 μL pour 2 μg/g de poids corporel et 200 μL de LPS pour les souris de 20 g).</li>
	<li>Commencez les injections dans la deuxième semaine suivant l’implantation du cathéter.<ol><li>Tenez doucement l’animal avec la main non dominante et retenez l’orifice d’instillation tout en déplaçant l’index et le pouce dans la direction de la céphale.</li>
		<li>Désinfectez la peau recouvrant le réservoir avec de l’alcool isopropylique à 70%. Utilisez la seringue fixée à l’aiguille Huber pour injecter le LPS.<ol><li>Après être entré dans le port avec l’aiguille Huber, injectez 100 μL de solution saline normale dans le port pour confirmer le cours du brevet.</li>
			<li>Injectez les 200 μL préparés de LPS, suivis des 100 μL de solution saline normale pour l’irrigation par tube, et assurez-vous qu’il n’y a pas de résistance.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>12. Anesthésiez les souris avant de prélever le péritoine et recueillez le liquide péritonéal
<ol><li>Après 7 jours d’injections de LPS et 2 semaines d’implantation de cathéter, prévoyez la biopsie péritonéale.</li>
	<li>Prévoyez une anesthésie générale.<ol><li>Anesthésiez la souris dans une chambre d’isoflurane et injectez l’analgésique par voie sous-cutanée.</li>
		<li>Tenez l’animal à la base de la queue et maintenez-le sur la surface dorsale de la main.</li>
		<li>Transférer l’animal dans la chambre d’induction anesthésique continue remplie d’isoflurane à 3 % à 4 %. Confirmer une anesthésie générale adéquate par l’absence de réflexe de pincement des orteils dans les membres postérieurs droit et gauche. Maintenir le maintien de l’anesthésie générale avec de l’isoflurane 1% -3%.</li>
	</ol></li>
</ol>13. Biopsie péritonéale
<ol><li>Placez l’animal sur la couverture chauffante en décubitus dorsal. Faites une incision cutanée médiane de la sous-xiphoïde à la vessie.</li>
	<li>Perfuser le plan sous-fascial avec du PBS froid (Figure 3E).</li>
	<li>Assurez-vous que l’avion est complètement disséqué sans perturber l’intégrité du péritoine. Commencez à disséquer le péritoine à partir de la réflexion péritonéale latérale au quadrant inférieur gauche, en commençant par le hile jusqu’au flanc gauche, et la vessie dans l’aspect inférieur pour maintenir la cohérence des échantillons entre les animaux (figure 3F).</li>
	<li>Après la récolte péritonéale, euthanasier l’animal par luxation cervicale.</li>
</ol>

<ol><li>Saran, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((US+Renal+Data+System+2019+Annual+Data+Report%3A+Epidemiology+of+Kidney+Disease+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">US Renal Data System 2019 Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States.</a> American Journal of Kidney Diseases. 75, 1 Suppl 1 6-7 (2020).</li>
<li>ESRD, U.S.R.D.S.M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2017+USRDS+Annual+Data+Report%3A+Epidemiology+of+Kidney+Disease+in+the+United+States%2C+Bethesda%2C+MD%2C+National+Institutes+of+Health%2C+National+Institute+of+Diabetes+and+Digestive+and+Kidney+Diseases%5BTitle%5D)+AND+%22USRD%22%5BJournal%5D)">2017 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States, Bethesda, MD, National Institutes of Health, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases.</a> USRD. , (2017).</li>
<li>Center of Disease Control, U.S.D.o.H.a.H.S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+Kidney+Disease+in+the+United+States%2C+2019%5BTitle%5D)+AND+%22CDC+Publications+and+Resources%22%5BJournal%5D)">Chronic Kidney Disease in the United States, 2019.</a> CDC Publications and Resources. , (2019).</li>
<li>Cho, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peritoneal+dialysis+use+and+practice+patterns%3A+An+international+survey+study%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">Peritoneal dialysis use and practice patterns: An international survey study.</a> American Journal of Kidney Diseases. 77 (3), 315-325 (2021).</li>
<li>Xieyi, G., Xiaohong, T., Xiaofang, W., Zi, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urgent-start+peritoneal+dialysis+in+chronic+kidney+disease+patients%3A+A+systematic+review+and+meta-analysis+compared+with+planned+peritoneal+dialysis+and+with+urgent-start+hemodialysis%5BTitle%5D)+AND+%22Peritoneal+Dialysis+International%22%5BJournal%5D)">Urgent-start peritoneal dialysis in chronic kidney disease patients: A systematic review and meta-analysis compared with planned peritoneal dialysis and with urgent-start hemodialysis.</a> Peritoneal Dialysis International. 41 (2), 179-193 (2021).</li>
<li>Gokal, R., Figueras, M., Olle, A., Rovira, J., Badia, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcomes+in+peritoneal+dialysis+and+haemodialysis--a+comparative+assessment+of+survival+and+quality+of+life%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology+Dialysis+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Outcomes in peritoneal dialysis and haemodialysis--a comparative assessment of survival and quality of life.</a> Nephrology Dialysis Transplantation. 14, Suppl 6 24-30 (1999).</li>
<li>Gardezi, A. I., Sequeira, A., Narayan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Going+home%3A+Access+for+home+modalities%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Chronic+Kidney+Disease%22%5BJournal%5D)">Going home: Access for home modalities.</a> Advances in Chronic Kidney Disease. 27 (3), 253-262 (2020).</li>
<li>van de Luijtgaarden, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trends+in+dialysis+modality+choice+and+related+patient+survival+in+the+ERA-EDTA+Registry+over+a+20-year+period%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology+Dialysis+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Trends in dialysis modality choice and related patient survival in the ERA-EDTA Registry over a 20-year period.</a> Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (1), 120-128 (2016).</li>
<li>Schaefer, F., Warady, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peritoneal+dialysis+in+children+with+end-stage+renal+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Peritoneal dialysis in children with end-stage renal disease.</a> Nature Reviews. Nephrology. 7 (11), 659-668 (2011).</li>
<li>Gonzalez-Mateo, G. T., Pascual-Anton, L., Sandoval, P., Aguilera Peralta, A., Lopez-Cabrera, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+techniques+for+catheter+placement+and+5%2F6+nephrectomy+in+murine+Models+of+Peritoneal+Dialysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Surgical techniques for catheter placement and 5/6 nephrectomy in murine Models of Peritoneal Dialysis.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e56746(2018).</li>
<li>Chow, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Straight+versus+coiled+peritoneal+dialysis+catheters%3A+A+randomized+controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Kidney+Diseases%22%5BJournal%5D)">Straight versus coiled peritoneal dialysis catheters: A randomized controlled trial.</a> American Journal of Kidney Diseases. 75 (1), 39-44 (2020).</li>
<li>LaPlant, M. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peritoneal+dialysis+catheter+placement%2C+outcomes+and+complications%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Surgery+International%22%5BJournal%5D)">Peritoneal dialysis catheter placement, outcomes and complications.</a> Pediatric Surgery International. 34 (11), 1239-1244 (2018).</li>
<li>Al-Hwiesh, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+peritoneal+dialysis+catheter+with+a+new+technique%3A+Farewell+to+catheter+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Saudi+Journal+of+Kidney+Diseases+and+Transplantation%22%5BJournal%5D)">A modified peritoneal dialysis catheter with a new technique: Farewell to catheter migration.</a> Saudi Journal of Kidney Diseases and Transplantation. 27 (2), 281-289 (2016).</li>
<li>Crabtree, J. H., Chow, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peritoneal+dialysis+catheter+insertion%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Peritoneal dialysis catheter insertion.</a> Seminars Nephrology. 37 (1), 17-29 (2017).</li>
<li>Flessner, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peritoneal+changes+after+exposure+to+sterile+solutions+by+catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter.</a> Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).</li>
<li>Kowalewska, P. M., Margetts, P. J., Fox-Robichaud, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peritoneal+dialysis+catheter+increases+leukocyte+recruitment+in+the+mouse+parietal+peritoneum+microcirculation+and+causes+Fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Peritonial+Dialysis+International%3A+Journal+of+the+International+Society+for+Peritonial+Dialysis%22%5BJournal%5D)">Peritoneal dialysis catheter increases leukocyte recruitment in the mouse parietal peritoneum microcirculation and causes Fibrosis.</a> Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 36 (1), 7-15 (2016).</li>
<li>Kowalewska, P. M., Patrick, A. L., Fox-Robichaud, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Syndecan-1+in+the+mouse+parietal+peritoneum+microcirculation+in+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Syndecan-1 in the mouse parietal peritoneum microcirculation in inflammation.</a> PLoS One. 9 (9), 104537(2014).</li>
<li>Yanez-Mo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peritoneal+dialysis+and+epithelial-to-mesenchymal+transition+of+mesothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Peritoneal dialysis and epithelial-to-mesenchymal transition of mesothelial cells.</a> The New England Journal of Medicine. 348 (5), 403-413 (2003).</li>
<li>Arinze, N. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tryptophan+metabolites+suppress+Wnt+pathway+and+promote+adverse+limb+events+in+CKD+patients%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Tryptophan metabolites suppress Wnt pathway and promote adverse limb events in CKD patients.</a> The Journal of Clinical Investigation. 132 (1), (2021).</li>
<li>Belghasem, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolites+in+a+mouse+cancer+model+enhance+venous+thrombogenicity+through+the+aryl+hydrocarbon+receptor-tissue+factor+axis%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis.</a> Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).</li>
<li>Krediet, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+peritoneal+membrane+in+chronic+peritoneal+dialysis%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">The peritoneal membrane in chronic peritoneal dialysis.</a> Kidney International. 55 (1), 341-356 (1999).</li>
<li>Gonzalez-Mateo, G. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+exposure+of+mouse+peritoneum+to+peritoneal+dialysis+fluid%3A+structural+and+functional+alterations+of+the+peritoneal+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Peritonial+Dialysis+International%3A+Journal+of+the+International+Society+for+Peritonial+Dialysis%22%5BJournal%5D)">Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane.</a> Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 29 (2), 227-230 (2009).</li>
<li>Sukul, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient-reported+advantages+and+disadvantages+of+peritoneal+dialysis%3A+results+from+the+PDOPPS%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Patient-reported advantages and disadvantages of peritoneal dialysis: results from the PDOPPS.</a> BMC Nephrology. 20 (1), 116(2019).</li>
<li>Lu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+islet+transplantation+to+the+omentum+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A method for islet transplantation to the omentum in mouse.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e57160(2019).</li>
<li>Gotloib, L., Wajsbrot, V., Shostak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+short+review+of+experimental+peritoneal+sclerosis%3A+from+mice+to+men%5BTitle%5D)+AND+%22The+International+Journal+of+Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">A short review of experimental peritoneal sclerosis: from mice to men.</a> The International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 97-104 (2005).</li>
<li>Tateda, K., Matsumoto, T., Miyazaki, S., Yamaguchi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipopolysaccharide-induced+lethality+and+cytokine+production+in+aged+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Infection+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Lipopolysaccharide-induced lethality and cytokine production in aged mice.</a> Infection and Immunity. 64 (3), 769-774 (1996).</li>
<li>Vila Cuenca, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+in+peritoneal+response+after+exposure+to+low-GDP+bicarbonate%2Flactate-buffered+dialysis+solution+compared+to+conventional+dialysis+solution+in+a+uremic+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22International+Urology+and+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Differences in peritoneal response after exposure to low-GDP bicarbonate/lactate-buffered dialysis solution compared to conventional dialysis solution in a uremic mouse model.</a> International Urology and Nephrology. 50 (6), 1151-1161 (2018).</li>
<li>Penar, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selected+indices+of+peritoneal+fibrosis+in+patients+undergoing+peritoneal+dialysis%5BTitle%5D)+AND+%22Postepy+Higieny+Medycyny+Doswiadczalnej+%28Online%29%22%5BJournal%5D)">Selected indices of peritoneal fibrosis in patients undergoing peritoneal dialysis.</a> Postepy Higieny Medycyny Doswiadczalnej (Online). 63, 200-204 (2009).</li>
<li>Yung, S., Chan, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiological+changes+to+the+peritoneal+membrane+during+PD-related+peritonitis%3A+the+role+of+mesothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Mediators+of+Inflammation%22%5BJournal%5D)">Pathophysiological changes to the peritoneal membrane during PD-related peritonitis: the role of mesothelial cells.</a> Mediators of Inflammation. 2012, 484167(2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Trois modèles murins de MP sont décrits. Cela comprend une ponction aveugle de la surface péritonéale, un système ouvert-permanent et un système fermé10. La ponction aveugle de la surface péritonéale implique un accès péritonéal direct similaire aux injections intrapéritonéales mais ne permet pas le drainage du dialysat. Étant une procédure en aveugle, cette méthode peut blesser les organes viscéraux abdominaux. Le modèle de système ouvert-permanent maintient le cathéter de dialyse et l’orifice d’...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/63689">A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice</a>. The Authors section was updated from:
Saran Lotfollahzadeh1 
Mengwei Zhang1 
Marc Arthur Napoleon1 
Wenqing Yin1 
Josephine Orrick1 
Nagla Elzind1 
Austin Morrissey1 
Isaac E. Sellinger1 
Lauren D. Stern1 
Mostafa Belghasem2 
Jean M. Francis1 
Vipul C. Chitalia1,3,4 
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine 
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine 
3Veterans Affairs Boston Healthcare System 
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology
to:
Saran Lotfollahzadeh1 
Mengwei Zhang1 
Marc Arthur Napoleon1 
Wenqing Yin1 
Josephine Orrick1 
Nagla Elzind1 
Austin Morrissey1 
Isaac E. Sellinger1 
Lauren D. Stern1 
Mostafa Belghasem2 
Jean M. Francis1 
Vipul C. Chitalia1,3,4 
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian &#38; Edward Avedisian School of Medicine 
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine 
3Veterans Affairs Boston Healthcare System 
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/63689">A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice</a>. The Authors section was updated.

Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice

Charge de morbidité rénale terminale L’insuffisance rénale chronique (IRC) est un problème de santé mondial1. Les estimations actuelles suggèrent que plus de 850 millions de personnes dans le monde souffrent d’une maladie rénale. La prévalence de la maladie rénale double presque le nombre de personnes atteintes de diabète (422 millions) et est plus de 20 fois supérieure à la prévalence du cancer (42 millions) ou du VIH/sida (36,7 millions) dans le monde2. Environ un Américain sur sept souffre d’IRC et deux Américains sur 1 000 ont une MRT nécessitant une greffe de rein ou une dialyse3. Compte tenu du fardeau croissant de l’IRT dans le monde entier, l’optimisation de la technologie de dialyse est cruciale3.
Dialyse péritonéale La MP est une modalité considérablement sous-utilisée pour le traitement de la MRT aux États-Unis. Selon le système de données rénales des États-Unis (USRDS), le pourcentage de patients atteints de MP prévalents n’était que de 11% en 2020 4,5. La MP confère plusieurs avantages par rapport à l’hémodialyse en centre (HD), notamment une meilleure qualité de vie, moins de visites à la clinique et une diminution des dépenses de Medicare 6,7. De plus, la MP est une thérapie à domicile et est associée à un risque beaucoup plus faible d’infections graves telles que la bactériémie et l’endocardite qui sont souvent liées aux cathéters d’hémodialyse. De plus, la MP peut être initiée rapidement avec un protocole de démarrage urgent, ce qui réduit le besoin d’initiation de la dialyse avec des cathéters vasculaires à demeure8. La MP est considérée comme la méthode de dialyse préférée dans la population pédiatrique de MRT9.
Insuffisance péritonéale induite par la dialyse péritonéale La MP implique l’introduction de liquide (dialysat) dans le péritoine, ce qui entraîne une inflammation et un remodelage de la membrane péritonéale au fil du temps. L’inflammation péritonéale déclenche la fibrose, aboutissant à la perte potentielle des capacités d’ultrafiltration de la membrane au fil du temps. La préservation de la membrane péritonéale est un défi important dans la MP, et d’autres recherches sont d’une importance cruciale pour s’assurer que les meilleures pratiques cliniques sont disponibles pour les praticiens. Il existe des modèles murins bien établis pour aider à mieux comprendre les mécanismes physiopathologiques de l’infection péritonéale et de l’inflammation, du soluté, de la cinétique du transport de l’eau et de la défaillance membranaire; Pourtant, des problèmes techniques avec le cathéter limitent souvent ces modèles10.
Analyse des changements de la membrane péritonéale Chez les patients atteints d’IRT, le dialysat est traditionnellement introduit dans la cavité péritonéale par un cathéter Tenkhoff avec un brassard profond et superficiel. Les patients peuvent potentiellement présenter des complications liées au cathéter, notamment la migration du cathéter, la douleur à la perfusion et un mauvais drainage du dialysat11,12,13. Deux grands types de cathéters péritonéaux ont été introduits pour les humains, enroulés ou droits, afin de minimiser ces complications12. Plusieurs modifications, y compris un brassard supplémentaire aux cathéters conventionnels à deux manchettes, ont été ajoutées aux cathéters originaux pour prolonger la survie du cathéter11. La technique d’insertion varie en fonction de plusieurs facteurs en évitant l’ajout de la migration du cathéter après la survie, notamment la disponibilité des ressources et le niveau d’expertise14.
En revanche, les modèles murins de dialyse péritonéale présentent des différences fondamentales dans les techniques et le but par rapport aux cathéters péritonéaux humains. Par exemple, les cathéters péritonéaux dans les modèles murins sont principalement utilisés pour étudier les altérations de la membrane et sont moins destinés aux fonctions de drainage bidirectionnel. La technique actuelle souffre d’un déplacement potentiel du port et de la migration du cathéter en raison de la manipulation des animaux. Dans les modèles murins conventionnels, les ports d’accès n’étaient pas fixés à la peau. Cet aspect a créé un port d’accès instable, qui, chez les animaux éveillés, pourrait être délogé, entraînant la migration des cathéters. Compte tenu de l’importance des modèles murins dans la recherche sur la membrane péritonéale, il est impératif de créer des techniques chirurgicales efficaces pour générer des modèles fiables. Par conséquent, nous avons entrepris d’optimiser le modèle conventionnel de placement du cathéter. Il est important de noter que le cathéter lui-même provoque des altérations histopathologiques de la membrane péritonéale et, par conséquent, toute conclusion concernant l’effet des solutions de MP dans les études animales doit être interprétée dans le contexte du cathéter comme un corps étranger15,16,17.
Histopathologie de la membrane péritonéale L’échec de la MP est principalement lié à la fibrose et à l’angiogenèse excessive entraînant la perte d’un gradient de concentration osmolaire. De plus, la capacité de filtration de la membrane péritonéale pourrait être affectée par une péritonite. En outre, la péritonite infectieuse est une cause bien établie de changement dans la modalité de dialyse de la dialyse péritonéale à l’hémodialyse. 18.

<table><tbody><tr><td>10 % d’héparine&nbsp ;</td><td>Canada Inc., Boucherville, QC, Canada)</td><td>Produit</td><td></td> pharmaceutique</tr><tr><td> &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Buprénorphine 0,3 mg/mL</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; PAR Pharmaceutical</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; NDC 42023-179-05</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>souris The Jackson Lab</td><td>IMSR_JAX :000664</td><td></td></tr><tr><td>CD31</td><td>Abcam</td><td>Ab9498</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Pince</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Outils de science fine</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; 13002-10</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Forceps</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Outils de science fine</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; 11002-12</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5SF Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Dumont Vessel Caneps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11282-11</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins - Grandes boucles</td><td>Fine Science Tools</td><td>14040-10</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand&nbsp ; Animal Ear-Punch</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-812-201</td><td></td></tr><tr><td>Hill Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13111-12</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille à pointe de Huber</td><td>&nbsp ; Accès&nbsp ; technologies&nbsp ;</td><td>PG25-500</td><td>Aiguille pour injections</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Isoflurane, USP</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Convoitise</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; NDC 11695-6777-2</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Lipopolysaccharide de E.coli</td>&<td>nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; SIGMA&</td><td>nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; L4391</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Nikon Eclipse Microscope Inversé</td><td>TE2000</td><td></td></tr><tr><td>Minute Souris Port 4Français avec perles de rétention et trous transversaux</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Accès&nbsp ; technologies&nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; MMP-4S-061108A</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; Aiguilles à pointe de Huber Posi-Grip 25 G x 1/2&acute ; &aigu ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; Accès&nbsp ; technologies</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; PG25-500</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Ciseaux</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Outils de science fine</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; 14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Suture Vicryl</td><td>AD-Chirurgicale</td><td>#L-G330R24</td><td></td></tr></tbody></table>

une approche d’implantation rétrograde pour la mise en place d’un cathéter de dialyse péritonéale chez la souris

A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice

Des modèles murins sont utilisés pour sonder divers aspects de la dialyse péritonéale (MP), tels que l’inflammation péritonéale et la fibrose. Ces événements entraînent une défaillance de la membrane péritonéale chez l’homme, qui reste un domaine de recherche intense en raison de ses profondes implications cliniques dans la prise en charge des patients atteints d’insuffisance rénale terminale (MRT). Malgré l’importance clinique de la MP et de ses complications, les modèles murins expérimentaux actuels souffrent de défis techniques clés qui compromettent la performance des modèles. Ceux-ci comprennent la migration et le pliage du cathéter et justifient généralement un retrait plus précoce du cathéter. Ces limites entraînent également la nécessité d’un plus grand nombre d’animaux pour compléter une étude. Abordant ces inconvénients, cette étude introduit des améliorations techniques et des nuances chirurgicales pour prévenir les complications courantes du cathéter de MP observées dans un modèle murin. De plus, ce modèle modifié est validé en induisant une inflammation péritonéale et une fibrose à l’aide d’injections de lipopolysaccharidiques. Essentiellement, cet article décrit une méthode améliorée pour créer un modèle expérimental de MP.

Tous les cathéters implantés étaient fonctionnels jusqu’à la fin de l’étude, et le déplacement ou le pliage du cathéter n’a compliqué aucun des cathéters implantés. La technique actuelle modifiée a été validée avec un modèle induit par la péritonite à l’aide de LPS. Les souris témoins ont reçu 200 μL d’injections quotidiennes normales de solution saline, tandis que les souris expérimentales ont reçu 200 μL de LPS, comme indiqué à l’étape 11 du protocole, pendant un total de 7 jours après l’implantation du cathéter.
<...

Cet article décrit les modifications d’une procédure d’implantation d’un cathéter de dialyse péritonéale dans un modèle murin afin d’éviter les problèmes techniques majeurs observés avec les techniques conventionnelles.

Une approche d’implantation rétrograde pour la mise en place d’un cathéter de dialyse péritonéale chez la souris

Murine models are employed to probe various aspects of peritoneal dialysis (PD), such as peritoneal inflammation and fibrosis. These events drive ...

Les protocoles précédents pour les modèles murins de dialyse péritonéale souffrent de limitations empêchant leur utilisation à long terme. Ces limites, telles que l’enroulement du cathéter et le déplacement, sont abordées dans cette étude. Cette technique empêche le dysfonctionnement du cathéter pour des raisons mécaniques, permettant leur utilisation plus longtemps pour étudier des pathologies, telles que la fibrose péritonéale.Cette technique fournira un meilleur modèle murin pour sonder la pathogenèse moléculaire et de nouvelles thérapies de la fibrose péritonéale. Une limitation clé de la MP chez l’homme. La MP est le pilier de la thérapie de remplacement rénal chez les patients pédiatriques atteints d’IRT.Ce modèle optimisé fournira un meilleur banc d’essai pour étudier tous les problèmes liés à la MP chez l’homme. La génération d’un modèle animal a une courbe d’apprentissage. Cette vidéo étape par étape aidera une personne à mettre en œuvre cette technique pour générer avec succès un modèle durable de dialyse péritonéale.Pour commencer, placez la souris C57 noire/6J entièrement anesthésiée âgée de huit à 12 semaines en position latérale gauche. Après avoir rasé la souris comme spécifié dans le manuscrit, désinfectez la zone chirurgicale en exposant le flanc droit de la souris à la couverture chauffante. Placez ensuite le champ chirurgical stérile sur la souris.Attribuez la poche du port d’accès un centimètre au-dessus de la queue de la souris. Tenez le segment d’installation avec l’index non dominant et le doigt du pouce sur la zone assignée près de la queue. Placez le cathéter au-dessus de la peau et estimez l’emplacement de l’insertion du tube du cathéter dans la cavité abdominale.Marquez ensuite l’endroit assigné pour l’insertion du tube, en respectant la flexion minimale du tube près de la ligne médiane antérieure. Percez un trou latéral sur le cadre de la section du réservoir avec le tagueur d’oreille de souris. Faites une incision cutanée horizontale d’un centimètre de large à un centimètre au-dessus de la queue.Ensuite, disséquez carrément le plan sous-cutané de la couche musculaire sous-jacente pour créer une poche pour le placement du cathéter afin de vous assurer que l’orifice d’installation réside librement dans la poche d’orifice idéale. Passé la suture 3-0 du trou latéral personnalisé. Fixez l’orifice d’accès au lit musculaire en serrant la suture passée, en gardant la céphalade de cours de tubulure.Faites une incision d’un centimètre sur la zone formellement marquée près de la ligne médiane. Placez une suture de cordon de bourse lâche avec une suture résorbable ronde 4-0 autour du muscle de la paroi abdominale incisée. Faites une incision d’un centimètre sur la couche musculaire près de la ligne médiane droite et passez le feutre proximal du cathéter à l’intérieur de l’incision.Passez le tube du cathéter à travers le tractus préparé. Serrez la suture préparée autour du tube, tout en gardant le deuxième feutre à l’extérieur de la corde de la bourse sur la couche musculaire, et fermez la peau avec des sutures résorbables 3-0. Assurez-vous que le cathéter placé est fonctionnel.Vérifiez la fonction avec une seringue d’un millilitre fixée à l’aiguille Huber spécifique pour le port. Injectez une solution saline normale dans le port d’installation. Après avoir confirmé un écoulement régulier avec une tolérance zéro pour la résistance, fermez les incisions cutanées autour du réservoir de port avec 3-0 sutures résorbables.Entrez dans le port avec l’aiguille Huber et injectez 100 microlitres de solution saline normale dans le port pour confirmer le cours du brevet. Injectez ensuite 200 microlitres de lipopolysaccharide, suivis de 100 microlitres de solution saline pour l’irrigation par tube et assurez-vous qu’il n’y a pas de résistance. Après sept jours d’injections de LPS et deux semaines d’implantation de cathéter, planifiez la biopsie péritonéale.Après avoir confirmé la réussite de l’anesthésie, faites une incision cutanée médiane de la vessie au sous-xiphoïde. Puis perfusez le plan sous-fascial avec du PBS froid. Assurez-vous que l’avion est complètement disséqué sans perturber l’intégrité du péritoine.L’analyse des coupes colorées à l’hématoxyline et à l’éosine a montré une augmentation substantielle de la matrice extracellulaire, ou ECM, dans l’espace sous-péritonéal. L’ECM moyenne dans l’espace sous-péritonéal des souris témoins était la moitié de celle des souris exposées au LPS. La coloration Trichrome de Masson détecte la fibrose, mesurée par la densité d’intensité normalisée à la surface.La vascularisation altérée et l’élargissement de l’espace sous-péritonéal ont été analysés à l’aide du marqueur de cellules endothéliales CD31 et mesurés en densité intégrée dans des images de champ de haute puissance sélectionnées au hasard. Par rapport au contrôle, les souris induites par le LPS ont montré une multiplication par trois de la fibrose sous-péritonéale, une augmentation d’environ huit à neuf fois de la vascularité et une augmentation de deux fois de l’espace sous-péritonéal, marquée comme SP, ont été observées. Placez le cathéter au-dessus de la peau et marquez le point d’insertion du cathéter, tout en évitant la flexion du tube.L’insertion doit être près de la ligne médiane intérieure. Fournir la méthode de placement de cathéter murin plus durable permettra aux chercheurs de concevoir et d’exécuter des expériences à plus long terme pour sonder et cibler la défaillance de la membrane péritonéale.

a-retrograde-implantation-approach-for-peritoneal-dialysis-catheter

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Dans cette vidéo, nous développons un modèle murin orthotopique de carcinome à cellules rénales. Ce modèle aboutit à des tumeurs primaires reproductibles dans le rein injecté et à des tumeurs métastatiques dans le poumon, permettant d’évaluer la progression de la maladie et le traitement.

Génération d’un modèle de carcinome à cellules rénales : un protocole pour développer un modèle murin orthotopique de RCC par implantation intrarénale de cellules cancéreuses

Nous décrivons une méthode pour cibler les médicaments pour le système nerveux central soit par l'implantation d'un cathéter ou d'effectuer une injection en bolus dans le ventricule latéral droit chez la souris. Nous nous concentrons particulièrement sur la prestation des oligonucléotides antisens. Cette technique est facilement adaptable à d'autres médicaments et à des rats.

Livraison intraventriculaire directe des médicaments pour le système nerveux central rongeurs

Les modèles de métastases de carcinome à cellules rénales (RCC), la progression de la maladie spontanée peuvent être utilisées pour l'évaluation des traitements dans un cadre clinique. Ce protocole illustre différentes procédures d'implantation orthotopique de cellules de tumeur du rein, une néphrectomie proprement dit, et présente enfin un guide de notation visuelle de l'autopsie et bioluminescent de charge métastatique et de la localisation.

Modélisation spontanée carcinome rénal métastatique (MRCC) chez des souris après néphrectomie

Pour améliorer notre connaissance de la formation néo-tissu cellulaire et moléculaire, un modèle murin de la TEVG a été récemment mis au point. Les greffons ont été implantés en sous-rénaux des greffes de la veine cave d'interposition de souris C57BL / 6. Ce modèle permet d'obtenir des résultats similaires à ceux obtenus dans notre étude clinique, mais sur un temps bien sûr beaucoup plus courte.

Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Anesthésiés souris présentent artérielle systémique non physiologiques, qui s’oppose à une évaluation pertinente de tonus autonome étant donné la relation intime entre la pression artérielle et le système nerveux autonome. Ainsi, une nouvelle méthode pour l’activité nerveuse sympathique rénale en même temps record et la pression artérielle avec une perfusion intraveineuse chez des souris conscientes est exposée.

Nouvelle approche pour l’enregistrement simultané de l’activité nerveuse sympathique rénale et de la pression artérielle avec une perfusion intraveineuse, conscients, souris sans retenue.

Cet article présente la méthode pour le placement chirurgical chez les souris d’un cathéter intrapéritonéal attaché à un port d’accès qui est placé à l’arrière de l’animal. En outre, il explique la procédure pour une néphrectomie 5/6 ressembler à l’État et urémique de patients Parkinsoniens.

Techniques chirurgicales pour le Placement de cathéter et néphrectomie 5/6 dans les modèles murins de la dialyse péritonéale

Le baroréflexe est un mécanisme de régulation de la fréquence cardiaque par le système nerveux autonome en réponse aux changements de pression artérielle. Nous décrivons une technique chirurgicale pour implanter des transmetteurs de télémétrie pour la mesure continue et simultanée de l’électrocardiogramme et de la pression artérielle chez la souris. Cela peut déterminer la sensibilité spontanée aux baroréflexes, un marqueur pronostique important des maladies cardiovasculaires.

Implantation d’ECG télémétrique et de transmetteurs de pression artérielle combinés pour déterminer la sensibilité spontanée aux baroréflexes chez des souris conscientes

Ce protocole détaille les étapes chirurgicales de la création de fistules artérioveineuses iliaques communes murines. Nous avons développé ce modèle pour étudier la physiopathologie des membres liée à l’accès à l’hémodialyse.

Un modèle murin de dysfonctionnement de la main lié à l’accès à l’hémodialyse

Ici, nous présentons un protocole pour la réalisation de la technique Seldinger assistée par laparoscopie (LAST) pour l’insertion d’un cathéter de dialyse péritonéale (DP), mettant en évidence une combinaison du caractère invasif minimal de la méthode Seldinger avec la visualisation améliorée de la laparoscopie.

Technique de Seldinger assistée par laparoscopie pour l’insertion d’un cathéter de dialyse péritonéale

Le brassard de constriction présentés dans cet article est conçu pour induire l'athérosclérose dans l'artère carotide commune murin. Grâce à la forme conique de sa lumière intérieure de la coiffe des implantée génère régions bien définies de la basse, la contrainte de cisaillement élevées et oscillatoires déclenchant le développement des lésions athérosclérotiques des différents phénotypes inflammatoires.

Implantation d&#39;une manchette carotidienne pour le déclenchement de cisaillement-stress athérosclérose induite chez la souris

Découvrez une technique d'implantation rétrograde de cathéter de dialyse péritonéale chez la souris. Cette méthode améliorée prévient les dysfonctionnements mécaniques et permet des études à long terme sur la fibrose péritonéale.

Une approche d’implantation rétrograde pour la mise en place d’un cathéter de dialyse péritonéale chez la souris

Explorer plus de vidéos