Name: Développement et évaluation d’un modèle de rats-de-cartilage de pleine épaisseur (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-05-19T14:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 34 s
Description: Découvrez un modèle de défauts cartilagineux de pleine épaisseur chez le rat pour évaluer les traitements thérapeutiques. Cette méthode chirurgicale permet d'étudier l'hyperalgésie et les changements histopathologiques post-lésion.

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Cette étude a été financée par la Fondation des sciences naturelles du Zhejiang (numéro de subvention LQ20H270009), la Fondation des sciences naturelles de Chine (numéros de subvention 82074464 et 82104890), la Fondation des sciences médicales traditionnelles chinoises du Zhejiang (numéros de subvention 2020ZA039, 2020ZA096 et 2022ZB137) et le Projet des sciences et technologies médicales de la santé de la Commission provinciale de la santé du Zhejiang (numéro de subvention 2016KYA196).

Les expériences sur les animaux ont été approuvées par le Comité des normes médicales et de l’éthique de l’Université de médecine traditionnelle chinoise du Zhejiang, qui est conforme à la législation chinoise sur l’utilisation et les soins des animaux de laboratoire. Dans la présente étude, des rats Sprague-Dawley (SD) mâles âgés de 6 semaines pesant de 150 à 180 g ont été utilisés. Les animaux ont été obtenus d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux).
1. Etablissement d’un modèle de défauts cartilagineux de pleine épaisseur chez le rat
<ol><li>Après 1 semaine d’acclimatation au nouvel environnement, divisez les rats de manière aléatoire et égale en deux groupes (n = 8 rats / groupe). Les rats du groupe simulé subiront la chirurgie simulée, tandis que les rats du groupe modèle subiront la chirurgie expérimentale consistant à percer des trous dans le sillon trochléaire fémoral. REMARQUE : Chaque cage doit être recouverte de rembourrages stériles en épis de maïs (voir le tableau des matériaux) pour protéger les orteils des rats.</li>
	<li>Anesthésier les rats par injection intrapéritonéale (i.p.) de pentobarbital sodique (40 mg/kg). Ensuite, appuyez doucement sur les orteils des rats pour confirmer une anesthésie adéquate. Utilisez une pommade vétérinaire sur les yeux des rats pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. REMARQUE: La chirurgie animale doit être effectuée dans une salle d’opération dédiée à l’aide d’instruments chirurgicaux autoclavés. Les opérateurs doivent porter des sarraus de laboratoire, des masques faciaux, des couvre-chefs et des gants stériles propres pendant la chirurgie. Placez des tampons stériles sur la zone chirurgicale et stérilisez tout l’équipement avant utilisation. Fournir un support thermique tout au long de la procédure.</li>
	<li>Placez le rat sur la table d’opération en décubitus dorsal, rasez les membres postérieurs gauche et droit et nettoyez la zone de l’articulation du genou avec un savon chirurgical, suivi d’une alternance de solution antiseptique de povidone iodée et d’alcool trois fois dans des conditions stériles. Placez un champ stérile sur le rat et exposez uniquement l’articulation désinfectée du genou.</li>
	<li>Faites une incision de 1 cm avec une lame de scalpel (numéro 11) au milieu de l’articulation du genou du rat de haut en bas, et coupez la capsule articulaire et le tendon quadriceps fémoris le long du bord médial de la rotule après la dissection superficielle. NOTE: Le tendon du quadriceps fémoral est attaché à la rotule et au condyle fémoral lors de la flexion de l’articulation du genou13. Le sillon observé dans la capsule articulaire est le sillon trochléaire fémoral, et le condyle fémoral distal forme les condyles médial et latéral.</li>
	<li>Tournez la rotule vers l’extérieur et fléchissez le tibia et le péroné à un angle de 90° pour exposer complètement la trochlée du condyle fémoral. Utiliser un foret circulaire de 1,6 mm de diamètre (voir le tableau des matériaux) vertical à la surface du cartilage à 4 000 tr/min pendant 10 s pour faire un défaut cartilagineux de pleine épaisseur dans la rainure trochléaire fémorale avec une profondeur de 0,1 mm. REMARQUE: Utilisez une solution saline par intermittence pour minimiser les traumatismes thermiques du tissu osseux environnant pendant la procédure de forage.</li>
	<li>Essuyez le site chirurgical avec des boules de coton imbibées d’une solution saline à 0,9%, replacez la rotule, maintenez le genou en position d’extension et suturez l’incision couche par couche avec des sutures 4-0 non résorbables (voir le tableau des matériaux).<ol><li>Placez les animaux sur des coussins chauffants avec une position couchée sternale, surveillez-les jusqu’à leur réveil, puis retournez-les dans leurs cages. Injectez de la buprénorphine (0,05 mg/kg) par voie sous-cutanée toutes les 8 heures trois fois après l’opération pour soulager la douleur.</li>
	</ol></li>
	<li>Testez le comportement lié à la douleur de tous les rats 3 jours, 10 jours et 17 jours après la chirurgie, comme décrit dans la rubrique 2.</li>
</ol>2. Seuil de retrait mécanique (MWT)
NOTE: Le MWT de la plantaire postérieure bilatérale de rats a été mesuré par la méthode classique de mesure de la douleur filamentaire de von Frey14.
<ol><li>Placez le rat dans une seule chambre en plastique (17 cm x 11 cm x 13 cm) sur une plate-forme en treillis métallique (voir le tableau des matériaux) et placez la base en treillis métallique à 50 cm au-dessus d’une table. Mesurer le MWT après 30 min d’adaptation.</li>
	<li>Appuyez perpendiculairement sur la surface plantaire de la patte postérieure de chaque rat et pliez la brosse pendant environ 2 s, en évitant la partie la plus épaisse du centre de la patte postérieure.</li>
	<li>Augmentez progressivement le poids du stimulus à partir des 4 g les plus bas jusqu’à ce qu’une réponse positive (retrait de la patte ou léchage de la patte) se produise. REMARQUE: L’intervalle entre chaque stimulation doit être supérieur à 1 min. Le MWT est défini comme trois réponses positives en cinq stimulations; Enregistrer le poids du stimulus en grammes.</li>
	<li>Calculez les valeurs moyennes pour les groupes fictif et modèle en fonction du poids de stimulus minimal enregistré en grammes.</li>
</ol>3. Analyse histopathologique et immunohistochimique
<ol><li>À 17 et 56 jours après la chirurgie, anesthésier les rats avec un pentobarbital sodique (i.p.) de 40 mg/kg et sacrifier tous les rats en prélevant le sang du cœur. Isolez les genoux en coupant l’os au milieu du fémur et du tibia moyen, et disséquez le tissu musculaire environnant. Retirez les articulations du genou pour une analyse histologique.</li>
	<li>Fixer les articulations du genou dans 20 mL de solution de paraformaldéhyde à 10 % pendant 48 h à température ambiante, puis décalcifier avec 20 mL de solution d’EDTA à 10 % dans un agitateur orbital pendant 8 semaines à 4 °C. Changez la solution EDTA tous les jours.</li>
	<li>Coupez l’articulation du genou pour l’adapter à la taille de la boîte d’intégration. Intégrez les articulations déshydratées du genou dans 100% de paraffine15.</li>
	<li>Placez les articulations du genou incrustées de paraffine sur le support d’un microtome, ajustez l’angle et coupez l’échantillon de paraffine avec une lame jusqu’à ce que la surface soit plane.</li>
	<li>Régler l’épaisseur des tranches de paraffine à 3 μm et aplatir les tranches au bain-marie à 40 °C.</li>
	<li>Collez les tranches sur des lames de verre, placez-les dans une machine à pâtisserie à 45 °C (voir le tableau des matériaux) jusqu’à ce qu’elles soient sèches et conservez-les à température ambiante.</li>
	<li>Déparaffinage et réhydratation : Décirer les tranches dans une étuve à 60 °C pendant 4 h, puis déposer successivement les tranches dans 100 % de xylène (trois fois), 100 % éthanol (deux fois), 95 % d’éthanol, 80 % d’éthanol et 75 % d’éthanol pendant 5 min à chaque fois.</li>
	<li>Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E)<ol><li>Décirer, réhydrater et laver les tranches avec de l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Colorer les tranches avec de l’hématoxyline à 0,5 % (voir le tableau des matières) pendant 3 minutes et laver les tranches avec de l’eau bidistillée jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résidus d’hématoxyline sur les surfaces des tranches.</li>
		<li>Immerger les tranches dans de l’alcool chlorhydrique à 1% pendant 3 s et laver les tranches à l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Faire tremper les tranches dans de l’eau ammoniacale à 1% pendant 10 s et laver les tranches avec de l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Colorer les tranches avec de l’éosine (voir le tableau des matériaux) pendant 1 min, et laver les tranches avec de l’eau bidistillée jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résidus d’éosine sur les surfaces des tranches.</li>
		<li>Immergez les tranches dans de l’éthanol à 95 %, 100 % éthanol et 100 % xylène (trois fois) successivement pendant 1 min à chaque fois.</li>
		<li>Ajouter une goutte de résine neutre (voir le tableau des matières) à chaque tranche et la sceller avec un couvercle.</li>
	</ol></li>
	<li>Safranin O/Fast Freen (SO) coloration<ol><li>Décirer, réhydrater et laver les tranches avec de l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Colorer les tranches avec 0,05% de Fast Green (voir le tableau des matériaux) pendant 3 minutes et laver les tranches avec de l’eau bidistillée jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résidus Fast Green à la surface des tranches.</li>
		<li>Tremper les tranches dans une solution d’acide acétique à 1% pendant 10 s et laver les tranches à l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Colorer les tranches avec 2,5 % de SO (voir le tableau des matières) pendant 2 min, puis laver les tranches avec de l’eau bidistillée jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résidus de SO sur les surfaces des tranches.</li>
		<li>Immergez les tranches dans de l’éthanol à 95 %, 100 % éthanol et 100 % xylène (trois fois) successivement pendant 1 min à chaque fois.</li>
		<li>Ajoutez une goutte de résine neutre à chaque tranche et scellez-la avec un couvercle.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloration au bleu de toluidine (TB)<ol><li>Décirer, réhydrater et laver les tranches avec de l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Immerger les tranches dans une solution de TB à 1 % (voir le tableau des matières) pendant 2 min, et laver les tranches avec de l’eau bidistillée jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résidus de bleu de toluidine à la surface des tranches.</li>
		<li>Immergez les tranches dans de l’éthanol à 95 %, 100 % éthanol et 100 % xylène (trois fois) successivement pendant 1 min à chaque fois.</li>
		<li>Ajoutez une goutte de résine neutre à chaque tranche et scellez-la avec un couvercle.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloration Masson<ol><li>Décirer, réhydrater et laver les tranches avec de l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Ajouter la solution de bouin (voir le tableau des matières) goutte à goutte aux tranches, les colorer à 37 °C pendant 2 h et les laver à l’eau bidistillée jusqu’à ce que la couleur jaune à la surface des tranches disparaisse.</li>
		<li>Colorer les tranches avec du bleu de célestite (voir le tableau des matériaux) pendant 3 minutes et laver les tranches avec de l’eau bidistillée jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résidus de bleu de célestite sur les surfaces des tranches.</li>
		<li>Colorer les tranches avec de l’hématoxyline pendant 3 minutes et laver les tranches avec de l’eau bidistillée jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résidus d’hématoxyline sur les surfaces des tranches.</li>
		<li>Plonger les tranches dans de l’éthanol acide pendant 5 s et laver les tranches à l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Colorer les tranches avec du Ponceau fuchsin (voir le tableau des matières) pendant 10 min, et laver les tranches avec de l’eau bidistillée jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résidus de Ponceau fuchsin sur les surfaces des tranches.</li>
		<li>Immerger les tranches dans de l’acide phosphomolybdique (voir le tableau des matières) pendant 10 min, puis les immerger dans une solution de TB pendant 5 min, et laver les tranches avec de l’eau bidistillée jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résidus de tuberculose à la surface des tranches.</li>
		<li>Plongez les tranches dans une solution acide faible pendant 2 min et lavez les tranches à l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Immergez les tranches dans 95% d’éthanol, 100% d’éthanol et 100% de xylène (trois fois) successivement pendant 1 min à chaque fois.</li>
		<li>Ajoutez une goutte de résine neutre à chaque tranche et scellez-la avec un couvercle.</li>
	</ol></li>
	<li>Observez toutes les tranches au microscope en double aveugle pour déterminer le degré de dégénérescence du cartilage articulaire selon le système de notation de Mankin16.</li>
	<li>Immunohistochimie<ol><li>Décirer et réhydrater les tranches régulièrement, et laver les tranches avec du PBS pendant 2 min.</li>
		<li>Immerger les tranches dans une solution de citrate de sodium et placer les tranches dans une étuve à 60 °C pendant 4 h pour réparer l’antigène. Lavez les tranches avec du PBS trois fois pendant 3 minutes chacune.</li>
		<li>Immergez les tranches dans une solution de Triton X-100 à 0,3 % pendant 10 min et lavez les tranches deux fois avec du PBS pendant 3 minutes à chaque fois.</li>
		<li>Bloquer l’activité endogène de la peroxydase en ajoutant une solution à 3% H2O2 dans du méthanol à température ambiante pendant 30 min. Lavez les tranches deux fois avec du PBS pendant 3 minutes à chaque fois.</li>
		<li>Incuber les sections avec du sérum de chèvre à 5% dans du PBS pendant 30 min à température ambiante pour bloquer toute liaison non spécifique. Lavez les tranches deux fois avec du PBS pendant 3 minutes à chaque fois.</li>
		<li>Ajouter 100 μL d’anticorps primaires dilués au PBS (anti-col1, 1:50; anti-col3, 1:50; anti-col2, 1:100; et anti-MMP13, 1:100; voir le tableau des matières) à chaque tranche et les incuber pendant une nuit à 4 °C. Lavez les tranches deux fois avec du PBS pendant 3 minutes à chaque fois.</li>
		<li>Incuber chaque tranche avec 100 μL d’anticorps secondaire dilué au PBS (1:100) (chèvre anti-lapin ou chèvre anti-souris, voir le tableau des matières) à température ambiante pendant 20 min. Lavez les tranches deux fois avec du PBS pendant 3 minutes à chaque fois.</li>
		<li>Ajouter 100 μL de solution de travail 3,3'-diaminobenzidine (DAB, voir le tableau des matières) à chaque tranche.</li>
		<li>Observer et enregistrer le temps d’apparition d’une couleur brune au microscope; La réaction chromogène rend les sites épitopiques bruns17. Traiter le reste des échantillons avec le même temps de réaction enregistré.</li>
		<li>Une fois que les tranches deviennent brunes, laver les tranches deux fois avec de l’eau bidistillée pendant 3 minutes à chaque fois.</li>
		<li>Re-colorer les tranches avec de l’hématoxyline pendant 1 min, et laver les tranches avec de l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Immerger les tranches dans l’acide chlorhydrique pendant 3 s et laver les tranches à l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Faire tremper les tranches dans de l’eau ammoniacale à 1% pendant 10 s et laver les tranches avec de l’eau bidistillée pendant 2 min.</li>
		<li>Immergez les tranches dans de l’éthanol à 95 %, 100 % éthanol et 100 % xylène (trois fois) successivement pendant 1 min à chaque fois.</li>
		<li>Ajoutez une goutte de résine neutre à chaque tranche et scellez-la avec un couvercle.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Zhang, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chondrons+and+the+pericellular+matrix+of+chondrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering.+Part+B%2C+Reviews%22%5BJournal%5D)">Chondrons and the pericellular matrix of chondrocytes.</a> Tissue Engineering. Part B, Reviews. 21 (3), 267-277 (2015).</li>
<li>Correa, D., Lietman, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Articular+cartilage+repair%3A+Current+needs%2C+methods+and+research+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Cell+%26+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Articular cartilage repair: Current needs, methods and research directions.</a> Seminars in Cell & Developmental Biology. 62, 67-77 (2017).</li>
<li>Kuo, S. M., Wang, Y. J., Weng, C. L., Lu, H. E., Chang, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+alginate+on+type+II+collagen+fibrillogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Science.+Materials+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Influence of alginate on type II collagen fibrillogenesis.</a> Journal of Materials Science. Materials in Medicine. 16 (6), 525-531 (2005).</li>
<li>Li, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+immune+microenvironment+in+cartilage+injury+and+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">The immune microenvironment in cartilage injury and repair.</a> Acta Biomaterialia. 140, 23-42 (2022).</li>
<li>Epanomeritakis, I. E., Lee, E., Lu, V., Khan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+autologous+chondrocyte+and+mesenchymal+stem+cell+implants+for+the+treatment+of+focal+chondral+defects+in+human+knee+joints-A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">The use of autologous chondrocyte and mesenchymal stem cell implants for the treatment of focal chondral defects in human knee joints-A systematic review and meta-analysis.</a> International Journal of Molecular Sciences. 23 (7), 4065(2022).</li>
<li>Jiang, Y. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cross-linking+methods+of+type+I+collagen-based+scaffolds+for+cartilage+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Cross-linking methods of type I collagen-based scaffolds for cartilage tissue engineering.</a> American Journal of Translational Research. 14 (2), 1146-1159 (2022).</li>
<li>Southworth, T. M., Naveen, N. B., Nwachukwu, B. U., Cole, B. J., Frank, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthobiologics+for+focal+articular+cartilage+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Clinics+in+Sports+Medicine%22%5BJournal%5D)">Orthobiologics for focal articular cartilage defects.</a> Clinics in Sports Medicine. 38 (1), 109-122 (2019).</li>
<li>Chen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kindlin-2+promotes+chondrogenesis+and+ameliorates+IL-1beta-induced+inflammation+in+chondrocytes+cocultured+with+BMSCs+in+the+direct+contact+coculture+system%5BTitle%5D)+AND+%22Oxidative+Medicine+and+Cellular+Longevity%22%5BJournal%5D)">Kindlin-2 promotes chondrogenesis and ameliorates IL-1beta-induced inflammation in chondrocytes cocultured with BMSCs in the direct contact coculture system.</a> Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2022, 3156245(2022).</li>
<li>Richter, D. L., Schenck, R. C., Wascher, D. C., Treme, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knee+articular+cartilage+repair+and+restoration+techniques%3A+A+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Sports+Health%22%5BJournal%5D)">Knee articular cartilage repair and restoration techniques: A review of the literature.</a> Sports Health. 8 (2), 153-160 (2016).</li>
<li>Tessaro, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+cartilage+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Regulators+and+Homeostatic+Agents%22%5BJournal%5D)">Animal models for cartilage repair.</a> Journal of Biological Regulators and Homeostatic Agents. 32 (6), 105-116 (2018).</li>
<li>Kim, J. E., Song, D. H., Kim, S. H., Jung, Y., Kim, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+characterization+of+various+osteoarthritis+models+for+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Development and characterization of various osteoarthritis models for tissue engineering.</a> PLoS One. 13 (3), e0194288(2018).</li>
<li>Mrosek, E. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subchondral+bone+trauma+causes+cartilage+matrix+degeneration%3A+An+immunohistochemical+analysis+in+a+canine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">Subchondral bone trauma causes cartilage matrix degeneration: An immunohistochemical analysis in a canine model.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 14 (2), 171-178 (2006).</li>
<li>Ralphs, J. R., Benjamin, M., Thornett, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+and+matrix+biology+of+the+suprapatella+in+the+rat%3A+A+structural+and+immunocytochemical+study+of+fibrocartilage+in+a+tendon+subject+to+compression%5BTitle%5D)+AND+%22Anatomical+Record%22%5BJournal%5D)">Cell and matrix biology of the suprapatella in the rat: A structural and immunocytochemical study of fibrocartilage in a tendon subject to compression.</a> Anatomical Record. 231 (2), 167-177 (1991).</li>
<li>Jin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+somatosensory+cortex+input+to+the+caudal+dorsolateral+striatum+controls+comorbid+anxiety+in+persistent+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A somatosensory cortex input to the caudal dorsolateral striatum controls comorbid anxiety in persistent pain.</a> Pain. 161 (2), 416-428 (2020).</li>
<li>Zhanmu, O., Yang, X., Gong, H., Li, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paraffin-embedding+for+large+volume+bio-tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Paraffin-embedding for large volume bio-tissue.</a> Scientific Reports. 10 (1), 12639(2020).</li>
<li>Mankin, H. J., Dorfman, H., Lippiello, L., Zarins, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochemical+and+metabolic+abnormalities+in+articular+cartilage+from+osteo-arthritic+human+hips.+II.+Correlation+of+morphology+with+biochemical+and+metabolic+data%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery.+American+Volume%22%5BJournal%5D)">Biochemical and metabolic abnormalities in articular cartilage from osteo-arthritic human hips. II. Correlation of morphology with biochemical and metabolic data.</a> Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 53 (3), 523-537 (1971).</li>
<li>Levey, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+light+and+electron+microscopic+procedure+for+sequential+double+antigen+localization+using+diaminobenzidine+and+benzidine+dihydrochloride%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Histochemistry+and+Cytochemistry%22%5BJournal%5D)">A light and electron microscopic procedure for sequential double antigen localization using diaminobenzidine and benzidine dihydrochloride.</a> Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 34 (11), 1449-1457 (1986).</li>
<li>Pace, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurobiology+of+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cellular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Neurobiology of pain.</a> Journal of Cellular Physiology. 209 (1), 8-12 (2006).</li>
<li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+nanocarriers+as+a+therapeutic+drug+delivery+strategy+for+promoting+pain-related+motor+functions+in+a+rat+model+of+cartilage+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Science.+Materials+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Magnetic nanocarriers as a therapeutic drug delivery strategy for promoting pain-related motor functions in a rat model of cartilage transplantation.</a> Journal of Materials Science. Materials in Medicine. 32 (4), 37(2021).</li>
<li>Siebold, R., Suezer, F., Schmitt, B., Trattnig, S., Essig, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Good+clinical+and+MRI+outcome+after+arthroscopic+autologous+chondrocyte+implantation+for+cartilage+repair+in+the+knee%5BTitle%5D)+AND+%22Knee+Surgery%2C+Sports+Traumatology%2C+Arthroscopy%22%5BJournal%5D)">Good clinical and MRI outcome after arthroscopic autologous chondrocyte implantation for cartilage repair in the knee.</a> Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 26 (3), 831-839 (2018).</li>
<li>Katagiri, H., Mendes, L. F., Luyten, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Definition+of+a+critical+size+osteochondral+knee+defect+and+its+negative+effect+on+the+surrounding+articular+cartilage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">Definition of a critical size osteochondral knee defect and its negative effect on the surrounding articular cartilage in the rat.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 25 (9), 1531-1540 (2017).</li>
<li>Farnham, M. S., Larson, R. E., Burris, D. L., Price, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+injury+on+the+tribological+rehydration+and+lubrication+of+articular+cartilage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Mechanical+Behavior+of+Biomedical+Materials%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical injury on the tribological rehydration and lubrication of articular cartilage.</a> Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 101, 103422(2020).</li>
<li>Wu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lysophosphatidic+acid+mediates+fibrosis+in+injured+joints+by+regulating+collagen+type+I+biosynthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">Lysophosphatidic acid mediates fibrosis in injured joints by regulating collagen type I biosynthesis.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 23 (2), 308-318 (2015).</li>
<li>Chu, C. R., Szczodry, M., Bruno, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+cartilage+regeneration+and+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering.+Part+B%2C+Reviews%22%5BJournal%5D)">Animal models for cartilage regeneration and repair.</a> Tissue Engineering. Part B, Reviews. 16 (1), 105-115 (2010).</li>
<li>Murphy, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Articular+cartilage+regeneration+by+activated+skeletal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Natural+Medicines%22%5BJournal%5D)">Articular cartilage regeneration by activated skeletal stem cells.</a> Natural Medicines. 26 (10), 1583-1592 (2020).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cette étude décrit un modèle animal pour imiter les défauts cartilagineux cliniques en perçant des trous dans la rainure trochléaire fémorale de rats (Figure supplémentaire 1). Après une lésion cartilagineuse, l’excitabilité ou la réactivité des nocicepteurs périphériques est améliorée, ce qui peut entraîner une diminution du seuil de douleur et l’amélioration de la réactivité à la stimulation18. Dans les études précliniques, la modélisation des défauts cartilagin...

Le cartilage articulaire est un tissu hautement différencié et dense constitué de chondrocytes et de la matrice extracellulaire1. La couche superficielle du cartilage articulaire est une forme de cartilage hyalin, qui a une surface lisse, un faible frottement, une bonne résistance et élasticité, et une excellente tolérance aux contraintes mécaniques2. La matrice extracellulaire comprend du collagène protéoglycane et de l’eau, et le collagène de type II est le principal composant structurel du collagène, car il représente environ 90% du collagènetotal 3. Comme aucun vaisseau sanguin ou nerf n’existe dans le tissu cartilagineux, il n’a pas la capacité de s’auto-réparer après une blessure4. Par conséquent, les défauts cartilagineux causés par un traumatisme ont toujours été une maladie articulaire réfractaire dans les cliniques; De plus, cette maladie articulaire a tendance à frapper les jeunes, et l’incidence mondiale est en hausse 5,6. L’articulation du genou est le site le plus courant de défauts cartilagineux, et les défauts ici sont accompagnés de douleurs articulaires, de dysfonctionnements articulaires et de dégénérescence du cartilage articulaire, conduisant éventuellement à l’arthrose du genou (kOA)7. Les défauts cartilagineux de l’articulation du genou entraînent des charges économiques et physiologiques pour les patients et affectent gravement leur qualité de vie8. Cette maladie pose un défi clinique majeur et urgent sans solution imminente. Actuellement, la chirurgie est le pilier du traitement des défauts cartilagineux, mais ses résultats à long terme restent insatisfaisants9.
Les défauts cliniques du cartilage conduisent finalement à la kOA, et, par conséquent, les modèles animaux kOA sont couramment utilisés pour l’étude pathologique des défauts du cartilage et le développement de médicaments. L’établissement de modèles animaux est important pour comprendre le processus physiopathologique de réparation des défauts cartilagineux, qui peuvent être utilisés pour observer la régénération du cartilage et l’altération entre le fibrocartilage et le cartilage hyalin10. Cependant, les modèles animaux kOA couramment utilisés, tels que les modèles chirurgicaux de la transsection du ligament croisé antérieur (ACLT), de la déstabilisation du ménisque médial (DMM), de l’ovariectomie (OVX) et de Hulth, nécessitent généralement une modélisation à long terme et ne permettent que des évaluations pathologiques et douloureuses, ce qui limite l’efficacité du développement de médicaments11. Outre les modèles chirurgicaux, les modèles chimiques, tels que le monoiodoacétate (MIA) et l’injection de papaïne, entraînent également des défauts du cartilage, mais le degré du défaut ne peut pas être bien géré et les conditions sont loin de la réalité clinique11. La collision est une autre approche pour modéliser les défauts cartilagineux chez les grands animaux, mais cette méthode dépend de l’utilisation d’instruments spécifiques et est rarement appliquée12.
En résumé, les modèles kOA existants ne sont pas idéaux pour étudier la pathogenèse des défauts du cartilage ou développer de nouveaux médicaments, et un modèle spécifique et standardisé pour les défauts du cartilage est nécessaire. Cette étude a établi un modèle de défauts cartilagineux de pleine épaisseur (FTCD) en forant des trous dans la rainure trochléaire fémorale chez le rat. Une observation globale, des tests de comportement douloureux et une analyse histopathologique ont été effectués pour l’évaluation du modèle. Contrairement à d’autres modèles animaux de kOA, ce modèle a peu d’effet sur l’état général des rats. Cette approche de modélisation est accessible, peut être bien gérée et soutient la compréhension de la progression des défauts du cartilage au kOA et le développement de thérapies efficaces. Ce modèle peut également être utilisé pour tester des thérapies qui préviennent le kOA en guérissant les défauts des articulations pré-arthrosiques.

<table><tbody><tr><td>3, 3 '-diaminobenzidine &nbsp ;</td><td>Hangzhou Zhengbo Biotechnology Co., Ltd.</td><td>ZLI-9019</td><td>Le colorant pour la coloration IHC</td></tr><tr><td>Anticorps anti-collagène III</td><td>Novus</td><td>NB600-594</td><td>Anticorps primaire pour IHC</td></tr><tr><td>Anticorps anti-collagène II</td><td>Abcam (UK)</td><td>34712</td><td>Anticorps primaire pour IHC</td></tr><tr><td>Anti-Collagène I Anticorps</td><td>Novus</td><td>NB600-408</td><td>Anticorps primaire pour IHC</td></tr><tr><td>Bouin solution</td><td>Shanghai Yuanye Technology Co., Ltd.</td><td>R20381</td><td>Le colorant pour Masson colorant le</td></tr><tr><td>bleu célestite</td><td>Shanghai Yuanye Technology Co., Ltd.</td><td>R20381</td><td>La teinture pour les rembourrages en</td></tr><tr><td>épis de maïs Masson</td><td>Xiaohe Technology Co., Ltd&nbsp ;</td><td></td><td>Litière pour animaux&nbsp ;</td></tr><tr><td>Eosin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>861006</td><td>Le colorant pour la coloration</td></tr><tr><td>HE Fast Green FCF</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7252</td><td>Le colorant pour la coloration SO</td></tr><tr><td>Anticorps anti-souris de chèvre</td><td>ZSGQ-BIO (Pékin, Chine)</td><td>PV-9002</td><td>Anticorps secondaire pour IHC</td></tr><tr><td>Anticorps anti-lapin</td><td>de chèvre ZSGQ-BIO (Pékin, Chine)</td><td>PV-9001</td><td>Anticorps secondaire pour l’hématoxyline IHC</td></tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3163</td><td>Le colorant pour coloration HE</td></tr><tr><td>Masson</td><td>Shanghai Yuanye Technology Co., Ltd.</td><td>R20381</td><td>Le colorant pour la coloration Masson</td></tr><tr><td>Microdrill</td><td>Rwd Life Science Co., Ltd</td><td>78001</td><td>Équipement pour la chirurgie</td></tr><tr><td>MMP13</td><td>Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>69926</td><td>Anticorps primaire pour IHC</td></tr><tr><td>Centre modulaire d’enrobage tissulaire</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>EC 350</td><td>Produire des blocs de paraffine</td></tr><tr><td>Résine neutre</td><td>Hangzhou Zhengbo Biotechnology Co., Ltd.</td><td>ZLI-9555</td><td>Joint pour</td></tr><tr><td>suture non résorbable</td><td>IHC Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.</td><td>4-0</td><td>Matériel pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodique&nbsp ;</td><td>Hangzhou Zhengbo Biotechnology Co., Ltd.</td><td>WBBTN5G</td> Acide phosphomolybdique <td>animal anesthésié</td></tr><tr><td>.</td><td>Shanghai Yuanye Technology Co., Ltd.</td><td>R20381</td><td>Le colorant pour la coloration Masson</td></tr><tr><td>Ponceau fuchsin</td><td>Shanghai Yuanye Technology Co., Ltd.</td><td>R20381</td><td>Le colorant pour la coloration Masson</td></tr><tr><td>Microtomes rotatifs et coulissants</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>HM325</td><td>Sections précises de paraffine</td></tr><tr><td>Safranin-O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2255</td><td>Le colorant pour la coloration SO</td></tr><tr><td>Lame de scalpel</td><td>Shanghai Lianhui Medical Supplies Co., Ltd.</td><td>11</td><td>Équipement pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Solution de citrate de sodium (20x)</td><td>Hangzhou Haoke Biotechnology Co., Ltd.</td><td>HK1222</td><td>Récupération de l’antigène chez les rats IHC</td></tr><tr><td>Sprague Dawley (SD)</td><td> Shanghai Slake Experimental Animal Co., Ltd.</td><td>SD</td><td>Experimental animal</td></tr><tr><td>Tissue-Tek VIP 5 Jr</td><td>Sakura (Japon)</td><td></td><td>Processeur d’infiltration</td></tr><tr><td>sous vide Toluidine</td><td>Blue Sigma-Aldrich</td><td>89640</td><td>Le colorant pour coloration TB</td></tr><tr><td>Von Frey filament</td><td>UGO Basile (Italie)&nbsp ;</td><td>37450-275</td><td>Équipement pour l’essai MWT</td></tr><tr><td>Plate-forme en treillis métallique&nbsp ;</td><td>Shanghai Yuyan Instruments Co., Ltd.</td><td></td><td>Équipement pour le dosage MWT</td></tr></tbody></table>

développement et évaluation d’un modèle de rats-de-cartilage de pleine épaisseur

Development and Evaluation of a Rat Model of Full-Thickness Cartilage Defects

Les défauts cartilagineux de l’articulation du genou causés par un traumatisme sont une blessure articulaire sportive courante en clinique, et ces défauts entraînent des douleurs articulaires, des troubles du mouvement et, éventuellement, de l’arthrose du genou (kOA). Cependant, il existe peu de traitement efficace pour les défauts du cartilage ou même le kOA. Les modèles animaux sont importants pour le développement de médicaments thérapeutiques, mais les modèles existants pour les défauts du cartilage ne sont pas satisfaisants. Ce travail a établi un modèle de défauts cartilagineux de pleine épaisseur (FTCD) en forant des trous dans la rainure trochléaire fémorale de rats, et le comportement de la douleur et les changements histopathologiques ultérieurs ont été utilisés comme expériences de lecture. Après la chirurgie, le seuil de retrait mécanique a été abaissé, les chondrocytes sur le site blessé ont été perdus, l’expression de la métalloprotéinase matricielle MMP13 a été augmentée et l’expression de collagène de type II a diminué, conformément aux changements pathologiques observés dans les défauts du cartilage humain. Cette méthodologie est facile et simple à réaliser et permet une observation globale immédiatement après la blessure. En outre, ce modèle peut imiter avec succès les défauts cartilagineux cliniques, fournissant ainsi une plate-forme pour étudier le processus pathologique des défauts du cartilage et développer des médicaments thérapeutiques correspondants.

Dans ce travail, un modèle de FTCD chez le rat a été établi en perçant des trous dans le sillon trochléaire fémoral et en détectant le comportement douloureux et les changements histopathologiques ultérieurs. Comme le montre la figure 1, 3 jours après la modélisation, par rapport au groupe fictif, le MWT des rats du groupe modèle a été significativement réduit, suggérant une hyperalgésie causée par le FTCD. À 17 jours après la modélisation, le seuil de retrait mécanique des rats du groupe mo...

Ce protocole établit un modèle de défauts cartilagineux de pleine épaisseur (FTCD) en perçant des trous dans la rainure trochléaire fémorale de rats et en mesurant le comportement douloureux et les changements histopathologiques ultérieurs.

Développement et évaluation d’un modèle de rats-de-cartilage de pleine épaisseur

Cartilage defects of the knee joint caused by trauma are a common sports joint injury in the clinic, and these defects result in joint pain, impaired ...

Ce protocole imite non seulement l’apparition et le développement de la DFTC clinique, mais fournit également un modèle animal fiable pour évaluer les traitements thérapeutiques contre le FTCD. Mais cette technique est facile à réaliser et permet d’observer la croissance immédiatement après la blessure. Cette technique peut imiter avec succès les défauts cartilagineux cliniques en fournissant une plate-forme pour étudier le processus pathologique des défauts du cartilage et développer des médicaments thérapeutiques correspondants.Cette méthode pourrait être appliquée pour étudier les défauts traumatiques du cartilage, à savoir l’arthrose post-traumatique. Lorsque vous essayez cette technique pour la première fois, il est important de fléchir le tibia et le péroné à un angle de 90 degrés pour exposer complètement la cochléaire du condyle fémoral et maintenir le foret perpendiculaire à la surface du cartilage. Commencez par placer un rat anesthésié sur la table d’opération en décubitus dorsal.Placez un champ stérile sur le rat, exposant l’articulation du genou rasée et désinfectée. À l’aide d’une lame de scalpel numéro 11, faites une incision verticale d’un centimètre au milieu de l’articulation du genou. Et coupez la capsule articulaire et le tendon du quadriceps fémoral le long du bord médial de la rotule.Ensuite, tournez la rotule vers l’extérieur et fléchissez le tibia et le péroné à un angle de 90 degrés, pour exposer le cochléaire du condyle fémoral. À l’aide d’un foret circulaire de 1,6 millimètre, on obtient un défaut cartilagineux de 0,1 millimètre de profondeur sur toute l’épaisseur du cochléaire du condyle fémoral. Essuyez le site chirurgical avec des boules de coton imbibées de solution saline à 0,9% et remplacez la rotule.Ensuite, en gardant le genou en position étendue, suture l’incision couche par couche à l’aide de sutures 4-0 non résorbables. Pour mesurer le seuil de retrait mécanique ou MWT des rats, placez l’animal dans une seule chambre en plastique sur une plate-forme en treillis métallique. Placez la base en treillis métallique à 50 centimètres au-dessus d’une table.Commencez la mesure MWT après 30 minutes d’adaptation. Ensuite, appuyez perpendiculairement sur le filament de Von Frey sur la surface de la jardinière de la patte postérieure du rat. Ensuite, pliez la brosse pendant deux secondes en évitant la partie la plus épaisse de la partie centrale de la patte.Augmentez progressivement le poids de stimulus à partir de 4 grammes, jusqu’à ce qu’une réponse positive comme le retrait de la patte ou le léchage se produise. 3 jours après la modélisation, les rats du groupe modèle ont montré une TMM réduite par rapport au groupe simulé. Suggérant une hyperalgésie dans le groupe modèle.Le MWT du groupe modèle est resté faible même après 17 jours. Indicatif de la durée de la sensibilité à la douleur. La coloration histopathologique du groupe simulé a montré une surface cartilagineuse articulaire et intacte claire, une distribution uniforme des chondrocytes et une expression élevée du collagène de type II.En revanche, le groupe modèle démontre des surfaces cartilagineuses déprimées, des chondrocytes perdus, une expression accrue de la métalloprotéinase matricielle MMP13 et une diminution de l’expression du collagène de type II. La chose la plus importante à retenir est que la rotule doit être réduite avant la suture.

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