Name: Mesure du diamètre des vaisseaux rétiniens à partir d’images d’angiographie par fluorescence de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-05-19T13:20:00.000+00:00
Duration: 4 min 4 s
Description: Apprenez à mesurer automatiquement le diamètre des vaisseaux rétiniens chez la souris anesthésiée par angiographie à la fluorescéine. Cette méthode utilise un programme MATLAB personnalisé pour analyser les images de fond d'œil et fournir des marqueurs cliniques quantifiables.

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Ce travail a été soutenu par une bourse postdoctorale du Fonds islandais de recherche (217796-052) (A.G.L.) et du Fonds commémoratif Helga Jónsdóttir et Sigurlidi Kristjánsson (A.G.L et T.E.). Les auteurs remercient le professeur Eiríkur Steingrímsson d’avoir fourni les souris.

Toutes les expériences ont été approuvées par l’Autorité alimentaire et vétérinaire islandaise (licence MAST n° 2108002). Toutes les études sur les animaux ont été menées conformément à la déclaration de l’Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) sur l’utilisation des animaux dans la recherche ophtalmique et visuelle. Des souris C57BL/6J et Mitfmi-vga9/+ mâles et femelles ont été utilisées dans cette étude. Des souris C57BL/6J (n = 7) ont été utilisées comme témoin. Les types sauvages ont été obtenus commercialement (voir la table des matériaux), mais toutes les souris mutantes (n = 7) ont été élevées dans des animaleries du Centre biomédical de l’Université d’Islande. Dans la présente étude, des animaux âgés de 3 mois ont été utilisés ; Cependant, le protocole s’applique même aux animaux de 1 mois et plus.
1. Préparation expérimentale
<ol><li>Préparez le mélange d’anesthésie. Prélever une ampoule d’une solution mère de kétamine de 2 mL (25 mg/mL) et d’une solution mère de xylazine de 250 μL (2 %) pour préparer une solution de travail d’un mélange de kétamine et de xylazine (25 mg/mL de kétamine et 20 mg/mL de xylazine) (voir le tableau des matières).</li>
	<li>Anesthésier la souris avec une injection intrapéritonéale du mélange kétamine/xylazine, avec un volume de liquide égal à quatre fois le poids corporel de la souris ; par exemple, une souris pesant 20 g a besoin de 35 μL de solution de travail de xylazine/kétamine pour obtenir une dose de travail de xylazine (4 mg/kg de poids corporel) et de kétamine (40 mg/kg de poids corporel).</li>
	<li>Dilater les pupilles avec un collyre de chlorhydrate de phényléphrine à 10 % et de tropicamide à 1 % immédiatement après l’anesthésie.</li>
	<li>Attendez que l’animal soit complètement anesthésié et que ses pupilles soient largement dilatées.</li>
	<li>Préparez une solution saline de fluorescéine. Ajouter 9 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS ; 1x) à 1 mL de solution de fluorescéine (concentration mère de 100 mg/mL) (voir le tableau des matières). La concentration finale de la solution de travail est de 10 mg/mL.</li>
</ol>2. Imagerie in vivo du système vasculaire rétinien à l’aide d’un système d’imagerie rétinienne de rongeur
<ol><li>Administrer la solution de travail de fluorescéine par voie intrapéritonéale (5 μL/g de poids corporel) à l’animal anesthésié.</li>
	<li>Appliquez une goutte de gel de méthylcellulose à 2 % sur la surface de la cornée, puis placez l’animal sur la platine de positionnement du système d’imagerie (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Positionnez l’objectif de la caméra d’imagerie rétinienne du fond d’œil de manière à ce qu’il touche directement et doucement la cornée de la souris. Pour placer la tête du nerf optique au milieu du champ visuel, ajustez légèrement l’alignement.</li>
	<li>Passez au canal fluorescent vert sur la caméra du fond d’œil.</li>
	<li>Concentrez-vous sur les vaisseaux rétiniens pour prendre des images.</li>
	<li>Pour trouver le moment idéal, prenez un certain nombre de photos à 1, 3, 5 et 10 minutes (mais pas plus de 10 minutes) après l’injection de fluorescéine. REMARQUE : Le traitement AF doit être terminé dans les 10 minutes, car après cette période, la fluorescéine peut devenir trop diffuse et les vaisseaux deviennent indétectables.</li>
	<li>À la fin de l’imagerie, alors que la souris est encore anesthésiée, euthanasiez-la par luxation cervicale.</li>
</ol>3. Analyse du diamètre du vaisseau rétinien
<ol><li>Ouvrez le programme MATLAB (voir Table des matériaux).</li>
	<li>Téléchargez et enregistrez le code « fundusDiameter.m » (voir Fichier de codage supplémentaire 1, Fichier de codage supplémentaire 2 et Fichier de codage supplémentaire 3).</li>
	<li>Ouvrez le dossier dans lequel le code a été enregistré. Faites glisser le code et déposez-le sur le dossier actuel dans MATLAB.</li>
	<li>Glissez-déposez l’image FFA (image d’angiographie par fluorescence du fond d’œil) ou les images que vous souhaitez analyser sur le dossier actuel dans MATLAB.</li>
	<li>Appuyez sur l’outil Exécuter depuis la barre d’outils MATLAB.</li>
	<li>Une fenêtre contextuelle apparaîtra. Écrivez le nom de fichier de l’image qui vous intéresse dans la zone Entrer le nom de fichier et appuyez sur OK. REMARQUE : Ne changez pas ou ne modifiez pas le reste des paramètres.</li>
	<li>Sélectionnez le centre du disque optique, puis sélectionnez le bord du disque optique. Le logiciel calcule maintenant l’intensité des pixels dans les images du fond d’œil de la souris dans un cercle dont le rayon est le double de celui du disque optique, dans le sens des aiguilles d’une montre à partir du centre du disque optique (Figure 1).</li>
	<li>Ensuite, assurez-vous que le logiciel trace le diamètre moyen (en pixels) de chaque récipient dans le fond d’œil en fonction du numéro de récipient (Figure 2).</li>
	<li>Ensuite, assurez-vous que le logiciel transfère les données de mesure de chaque navire dans un document Excel, où la moyenne, la médiane et l’écart-type de ces valeurs sont calculés (tableau 1 et tableau 2).</li>
	<li>Déplacez les valeurs de la table des résultats vers un tableur en sélectionnant toutes les valeurs de la table. Collez les valeurs dans la feuille de calcul.</li>
	<li>Tracez les graphiques et effectuez des analyses statistiques à l’aide des données collées dans le tableur de votre choix (voir la Table des matériaux).</li>
</ol>

<ol><li>Cheung, C. Y., Ikram, M. K., Chen, C., Wong, T. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+retina+to+study+dementia+and+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Imaging retina to study dementia and stroke.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 57, 89-107 (2017).</li>
<li>Selvam, S., Kumar, T., Fruttiger, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+vasculature+development+in+health+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Retinal vasculature development in health and disease.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 63, 1-19 (2018).</li>
<li>Ma, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+retinal+vessel+attenuation+in+eyes+with+retinitis+pigmentosa%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of retinal vessel attenuation in eyes with retinitis pigmentosa.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (7), 4306-4314 (2012).</li>
<li>Eysteinsson, T., Hardarson, S. H., Bragason, D., Stefansson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+vessel+oxygen+saturation+and+vessel+diameter+in+retinitis+pigmentosa%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Retinal vessel oxygen saturation and vessel diameter in retinitis pigmentosa.</a> Acta Ophthalmologica. 92 (5), 449-453 (2014).</li>
<li>Al-Latayfeh, M., Silva, P. S., Sun, J. K., Aiello, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antiangiogenic+therapy+for+ischemic+retinopathies%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Antiangiogenic therapy for ischemic retinopathies.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (6), 006411(2012).</li>
<li>Wang, S., Villegas-Perez, M. P., Vidal-Sanz, M., Lund, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+optic+axon+dystrophy+and+vacuslar+changes+in+rd+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Progressive optic axon dystrophy and vacuslar changes in rd mice.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41 (2), 537-545 (2000).</li>
<li>Liu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoreceptor+cells+influence+retinal+vascular+degeneration+in+mouse+models+of+retinal+degeneration+and+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Photoreceptor cells influence retinal vascular degeneration in mouse models of retinal degeneration and diabetes.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 57 (10), 4272-4281 (2016).</li>
<li>Steingrimsson, E., Copeland, N. G., Jenkins, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Melanocytes+and+the+microphthalmia+transcription+factor+network%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Genetics%22%5BJournal%5D)">Melanocytes and the microphthalmia transcription factor network.</a> Annual Review of Genetics. 38, 365-411 (2004).</li>
<li>Arnheiter, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+discovery+of+the+microphthalmia+locus+and+its+gene%5BTitle%5D)+AND+%22Mitf.+Pigment+Cell+%26+Melanoma+Research%22%5BJournal%5D)">The discovery of the microphthalmia locus and its gene.</a> Mitf. Pigment Cell & Melanoma Research. 23 (6), 729-735 (2010).</li>
<li>Garcia-Llorca, A., Aspelund, S. G., Ogmundsdottir, M. H., Steingrimsson, E., Eysteinsson, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+microphthalmia-associated+transcription+factor+%28Mitf%29+gene+and+its+role+in+regulating+eye+function%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">The microphthalmia-associated transcription factor (Mitf) gene and its role in regulating eye function.</a> Scientific Reports. 9 (1), 15386(2019).</li>
<li>Bharti, K., Liu, W., Csermely, T., Bertuzzi, S., Arnheiter, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alternative+promoter+use+in+eye+development%3A+the+complex+role+and+regulation+of+the+transcription+factor+MITF%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Alternative promoter use in eye development: the complex role and regulation of the transcription factor MITF.</a> Development. 135 (6), 1169-1178 (2008).</li>
<li>Lu, S. Y., Li, M., Lin, Y. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitf+induction+by+RANKL+is+critical+for+osteoclastogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Biology+of+the+Cell%22%5BJournal%5D)">Mitf induction by RANKL is critical for osteoclastogenesis.</a> Molecular Biology of the Cell. 21 (10), 1763-1771 (2010).</li>
<li>Pillaiyar, T., Manickam, M., Jung, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+development+of+signaling+pathways+inhibitors+of+melanogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+Signalling%22%5BJournal%5D)">Recent development of signaling pathways inhibitors of melanogenesis.</a> Cellular Signalling. 40, 99-115 (2017).</li>
<li>Danielsson, S. B., Garcia-Llorca, A., Reynisson, H., Eysteinsson, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+microphthalmia-associated+transcription+factor+%28Mitf%29+mutations+affect+the+structure+of+the+retinal+vasculature%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Mouse microphthalmia-associated transcription factor (Mitf) mutations affect the structure of the retinal vasculature.</a> Acta Ophthalmologica. 100 (8), 911-918 (2022).</li>
<li>Burns, S. A., Elsner, A. E., Gast, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+the+retinal+vasculature%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Vision+Science%22%5BJournal%5D)">Imaging the retinal vasculature.</a> Annual Review of Vision Science. 7, 129-153 (2021).</li>
<li>Wei, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+vessel+diameter+quantification+and+vessel+tracing+for+OCT+angiography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biophotonics%22%5BJournal%5D)">Automated vessel diameter quantification and vessel tracing for OCT angiography.</a> Journal of Biophotonics. 13 (12), e202000248(2020).</li>
<li>Salas, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compact+akinetic+swept+source+optical+coherence+tomography+angiography+at+1060+nm+supporting+a+wide+field+of+view+and+adaptive+optics+imaging+modes+of+the+posterior+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Compact akinetic swept source optical coherence tomography angiography at 1060 nm supporting a wide field of view and adaptive optics imaging modes of the posterior eye.</a> Biomedical Optics Express. 9 (4), 1871-1892 (2018).</li>
<li>Albanna, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+evaluation+of+neurovascular+coupling+in+the+murine+retina+by+dynamic+retinal+vessel+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Non-invasive evaluation of neurovascular coupling in the murine retina by dynamic retinal vessel analysis.</a> PLoS One. 13 (10), e0204689(2018).</li>
<li>Moult, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+anesthetic+protocols+for+functional+blood+flow+imaging+in+the+rat+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Evaluating anesthetic protocols for functional blood flow imaging in the rat eye.</a> Journal of Biomedical Optics. 22 (1), 16005(2017).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’il n’existe pas d’intérêts concurrents.

Le présent article est le premier à présenter une méthode d’analyse du diamètre des vaisseaux rétiniens et de la vascularisation rétinienne à partir d’images d’AF de souris. Étant donné que seule l’imagerie du fond d’œil a été utilisée pour capturer des images du système vasculaire rétinien, la méthode présente plusieurs inconvénients, dont l’un est que l’on ne peut déduire des altérations dans les couches superficielles du système vasculaire rétinien que chez les souris examinées dans cette étude ; Les différences dans ...

Le lit vasculaire le plus étudié dans le corps est peut-être le système vasculaire rétinien. Grâce à une sophistication technique en constante amélioration, le système vasculaire rétinien est facilement photographié chez des patients vivants et utilisé dans de nombreux domaines de recherche1. De plus, le système vasculaire rétinien de souris au cours du développement s’est avéré être un système modèle très efficace pour la recherche sur la biologie fondamentale de la croissance vasculaire. L’objectif principal du système vasculaire rétinien est de fournir à la partie interne de la rétine un soutien métabolique par le biais d’un réseau capillaire laminaire qui imprègne le tissu neural2. Néanmoins, l’état de la rétine, et par conséquent tout dysfonctionnement ou atrophie, peut avoir des effets significatifs sur les bifurcations du système vasculaire rétinien et le diamètre des artères, démontrant une interaction entre les cellules rétiniennes et le système vasculaire 3,4. On sait que de nombreuses affections oculaires, notamment la rétinopathie du prématuré (RDP), la rétinopathie diabétique (RD), la dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA), le glaucome et la néovascularisation cornéenne, peuvent entraîner une angiogenèse oculaire anormale5. Dans le cas du système vasculaire rétinien, les modèles murins de dégénérescence rétinienne présentent souvent des changements comparables à ceux observés dans les maladies vasculaires humaines 6,7. La famille des supergènes Myc de facteurs de transcription fondamentaux hélice-boucle-hélice-fermeture éclair comprend le gène du facteur de transcription associé à la microphtalmie (Mitf) exprimé dans l’épithélium pigmentaire rétinien (EPR)8,9,10.
Il a été démontré que de nombreux organes, y compris l’œil, l’oreille, le système immunitaire, le système nerveux central, les reins, les os et la peau, sont régulés par Mitf 9,11,12,13. Nous avons découvert que la structure et la fonction de l’EPR sont affectées chez les souris porteuses de diverses mutations du gène Mitf, entraînant certains cas de dégénérescence rétinienne et, finalement, de perte de vision10. Récemment, il a été démontré que le nombre de vaisseaux et le diamètre des vaisseaux diffèrent significativement entre les souris mutantes Mitf et les souris de type sauvage14. Les chercheurs et les médecins peuvent maintenant quantifier avec précision le système vasculaire rétinien in vivo grâce aux développements de l’imagerie rétinienne. Depuis les années 1800, les chercheurs et les médecins ont profité des avantages de la visualisation du système vasculaire rétinien, et l’angiographie à la fluorescéine (AF) a montré à la fois le flux sanguin rétinien et la dégradation de la barrière hémato-rétinienne15.
Cet article explique comment analyser le diamètre des vaisseaux rétiniens à partir d’images AF de souris à l’aide d’un code personnalisé dans le logiciel MATLAB.

<table><tbody><tr><td>1 % Tropicamide (Mydriacyl)</td><td>Alcon Inc Laboratories</td><td></td><td>Agent mydriatique</td></tr><tr><td>2 % Methocel</td><td>OmniVision Eye Care</td><td></td><td>Hydroxypropryl methylcellulose</td></tr><tr><td>gel C57BL/6J</td><td>Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td>Souris de type sauvage</td></tr><tr><td>Excel pour Microsoft 365</td><td>Microsoft Inc</td><td></td><td>Progiciel</td></tr><tr><td>Fluorescéine sel</td> <td>de sodiumSigma-Aldrich</td><td>28803-100G</td><td>Angiographie fluorescente</td></tr><tr><td>Matlab 8.0</td><td>The MathWorks, Inc.</td><td></td><td>Progiciel</td></tr><tr><td>Micron IV rongeurs</td><td>caméra de fond d’œil Phoenix-Micron</td><td>40-2200</td><td>Photographie du fond d’œil</td></tr><tr><td>Phényléphrine 10 % w/v</td><td>Bausch & Lomb</td><td></td><td>Agent mydriatique</td></tr><tr><td>Phosphate Saline - 100 comprimés</td><td>Gibco</td><td>18912-014</td><td>Dilution</td></tr><tr><td>Sigmaplot 13</td><td>Jandel Scientific</td><td>Progiciel</td><td></td></tr><tr><td>S-Kétamine, 25 mg/mL</td><td>Pfizer Inc.</td><td>PAA104470</td><td>Anesthésie IP</td></tr></tbody></table>

mesure du diamètre des vaisseaux rétiniens à partir d’images d’angiographie par fluorescence de souris

Measuring Retinal Vessel Diameter from Mouse Fluorescent Angiography Images

Il est important d’étudier le développement de la vascularisation rétinienne dans les rétinopathies dans lesquelles une croissance anormale des vaisseaux peut finalement entraîner une perte de vision. Les mutations du gène du facteur de transcription associé à la microphtalmie (Mitf) montrent une hypopigmentation, une microphtalmie, une dégénérescence rétinienne et, dans certains cas, une cécité. L’imagerie in vivo de la rétine de la souris par des moyens non invasifs est vitale pour la recherche oculaire. Cependant, en raison de sa petite taille, l’imagerie du fond d’œil de la souris est difficile et peut nécessiter des outils spécialisés, de l’entretien et de la formation. Dans cette étude, nous avons développé un logiciel unique permettant d’analyser le diamètre des vaisseaux rétiniens chez la souris avec un programme automatisé écrit dans MATLAB. Des photographies du fond d’œil ont été obtenues à l’aide d’un système commercial de caméra de fond d’œil à la suite d’une injection intrapéritonéale d’une solution de sel de fluorescéine. Les images ont été modifiées pour améliorer le contraste, et le programme MATLAB a permis d’extraire automatiquement le diamètre vasculaire moyen à une distance prédéfinie du disque optique. Les changements vasculaires ont été examinés chez des souris de type sauvage et des souris présentant diverses mutations dans le gène Mitf en analysant le diamètre des vaisseaux rétiniens. Le programme MATLAB personnalisé développé ici est pratique, facile à utiliser et permet aux chercheurs d’analyser le diamètre moyen et le diamètre total moyen, ainsi que le nombre de vaisseaux du système vasculaire rétinien de souris, de manière pratique et fiable.

La figure 1 montre le processus utilisé pour analyser le système vasculaire rétinien, qui est appliqué aux images FFA de souris de toutes les souris testées. Un rayon deux fois plus grand que le disque optique est utilisé pour mesurer l’intensité des pixels dans une direction circulaire, dans le sens des aiguilles d’une montre, à partir du centre du disque optique. Il marque les pixels avec un point de départ ou d’arrivée lorsqu’il rencontre des points au-dessus et en dessous d’un seuil spéc...

Le système vasculaire rétinien de souris est particulièrement intéressant pour comprendre les mécanismes de formation des motifs vasculaires. Ce protocole mesure automatiquement le diamètre des vaisseaux rétiniens de souris à partir d’images de fond d’œil d’angiographie fluorescente à une distance fixe du disque optique.

Mesure du diamètre des vaisseaux rétiniens à partir d’images d’angiographie par fluorescence de souris

It is important to study the development of retinal vasculature in retinopathies in which abnormal vessel growth can ultimately lead to vision loss. ...

Ce protocole fournit une méthode simple et fiable pour mesurer automatiquement le diamètre des vaisseaux rétiniens chez les souris anesthésiées en raison de mutations génétiques ou d’une maladie rétinienne. Le principal avantage de cette technique est que le programme MATLAB écrit sur mesure est pratique, facile à utiliser, pratique et fiable. Les modifications du diamètre des vaisseaux rétiniens se produisent fréquemment dans les maladies dégénératives comme la RP et d’autres affections vasculaires rétiniennes.Les modèles murins offrent un aperçu de l’efficacité du traitement et de son impact sur les vaisseaux rétiniens. La méthode pourrait être potentiellement utile en tant que marqueurs cliniques quantifiables suivant la progression des troubles vasculaires dans l’œil et pour le suivi des traitements potentiels. Pour commencer, préparez une seringue avec une solution de travail à la fluorescéine et administrez-la par voie intra-péritonéale à l’animal anesthésié et appliquez une goutte de gel de méthylcellulose à 2% sur la surface cornéenne.Placez ensuite l’animal sur la platine de positionnement du système d’imagerie. Positionnez l’objectif de la caméra d’imagerie rétinienne du fond d’œil de manière à ce qu’il touche directement et doucement la cornée de la souris, et ajustez légèrement l’alignement pour placer la tête du nerf optique au milieu du champ visuel. Passez ensuite au canal de fluorescence vert de la caméra du fond d’œil et faites la mise au point sur les vaisseaux rétiniens pour prendre les images.Capturez des images aux points temporels souhaités après l’injection de fluorescéine pour déterminer le point temporel idéal et visualiser l’image du fond d’œil à la fluorescéine. Tout d’abord, ouvrez le programme MATLAB. Ensuite, téléchargez et enregistrez le diamètre du fond d’œil.code M. Ensuite, ouvrez le dossier d’analyse de l’image du fond d’œil et faites glisser et déposez le diamètre du fond d’œil. m dans le dossier d’analyse.Faites glisser et déposez une image FFA dans le dossier d’analyse d’image. Dans le programme MATLAB, cliquez deux fois sur le fichier de code pour l’activer. Sélectionnez l’option Exécuter.Un menu contextuel pour sélectionner l’image apparaîtra. Sélectionnez l’image, et un menu contextuel pour les paramètres d’analyse apparaîtra à l’écran. Définissez les paramètres d’analyse dans le menu contextuel et appuyez sur OK. Sélectionnez le centre du disque optique, puis sélectionnez le bord du disque optique.L’analyse sera effectuée en arrière-plan et les résultats de l’analyse apparaîtront à l’écran. Le tableau contient les valeurs de la moyenne, de l’écart-type et de l’erreur-type pour chaque navire. Enregistrez le tableau.Et puis enregistrez la figure avec l’épaisseur moyenne définie. Ouvrez le dossier d’analyse contenant les fichiers enregistrés, puis ouvrez la figure enregistrée. Ouvrez la table enregistrée, copiez les valeurs et collez-les dans un fichier Excel.Après l’injection de fluorescéine, des images d’une souris témoin et d’une souris MITFMI-VGA9/mutante ont été obtenues, pour lesquelles la distance la plus courte a été mesurée entre le centre du disque optique et les points d’extrémité des vaisseaux dans le sens des aiguilles d’une montre. Le diamètre moyen des récipients a été obtenu en fonction du nombre de récipients pour les souris de type sauvage et mutantes. Les choses les plus importantes à retenir sont le positionnement de la caméra de fond d’œil et le centrage du disque optique dans l’image du fond d’œil.En plus de cette technique, des techniques moléculaires peuvent être réalisées afin d’explorer de nouveaux médicaments, de diagnostiquer différentes affections vasculaires dans l’œil et de mieux comprendre le fonctionnement du système vasculaire rétinien.

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Ici, nous discutons d’une méthode de protocole qui permettra une analyse simple du système vasculaire rétinienne tg(fli:EGFP) adult poisson zèbre comme une lecture rapide en paramètres de pathologies vasculaires à long terme, liées à la néoangiogenèse et changements structurels.

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L’imagerie in vivo est un outil puissant pour l’étude de la biologie dans la santé et la maladie. Ce protocole décrit l’imagerie transpupillaire de la rétine de la souris avec un microscope standard à deux photons. Il démontre également différentes méthodes d’imagerie in vivo pour marquer par fluorescence plusieurs cohortes cellulaires de la rétine.

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Ce protocole décrit une méthode détaillée pour la préparation et la coloration par immunofluorescence de supports plats rétiniens de souris et l’analyse. L’utilisation de l’angiographie à la fluorescéine du fond d’œil (FFA) pour les petits de souris et le traitement d’images sont également décrits en détail.

Surveillance de la croissance dynamique des vaisseaux rétiniens dans un modèle murin de rétinopathie induite par l’oxygène

Cet article décrit un test de coloration à la lectine bien établi et reproductible pour l’ensemble des préparations rétiniennes de monture et les protocoles requis pour la mesure quantitative des paramètres vasculaires fréquemment modifiés dans les rétinopathies prolifératives et non prolifératives.

Quantification des paramètres vasculaires dans les rétines montagnards entières de souris atteintes de rétinopathies non prolifératives et prolifératives

Ici, nous présentons trois protocoles d’analyse de données pour les images d’angiographie à la fluorescéine (AF) et de tomographie par cohérence optique (OCT) dans l’étude de l’occlusion veineuse rétinienne (OVR).

In vivo Lecture des lésions vasculaires dans la rétine de souris pour favoriser la reproductibilité

Les péricytes dans le système vasculaire rétinien ont été examinés par coloration immunofluorescente avec le récepteur du facteur de croissance dérivé des plaquettes β après injection rétro-orbitaire de lectine fluorescente de tomate. La rétine marquée a ensuite été traitée avec la méthode de nettoyage des tissus et montée entière pour visualiser les vues tridimensionnelles des péricytes entourant le système vasculaire rétinien au microscope confocal.

Visualisation 3D des péricytes vasculaires rétiniens chez la souris par immunomarquage 

Apprenez à mesurer automatiquement le diamètre des vaisseaux rétiniens chez la souris anesthésiée par angiographie à la fluorescéine. Cette méthode utilise un programme MATLAB personnalisé pour analyser les images de fond d'œil et fournir des marqueurs cliniques quantifiables.

Mesure du diamètre des vaisseaux rétiniens à partir d’images d’angiographie par fluorescence de souris

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