Name: Tamiser la pulpe des fruits pour détecter les mouches téphrites immatures dans le champ (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-07-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 21 s
Description: Découvrez une méthode de tamisage de pulpe fruitière pour détecter les larves de mouches téphrites sur le terrain. Cette technique rapide améliore la détection précoce des ravageurs en situation d'urgence phytosanitaire.

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Nous tenons à remercier Silvia Durand, Teri Allen, Jose Alegria et Alejandra Canon pour leur aide dans le traitement de la goyave à l’Université de Floride, Rick Kurashima, Jean Auth et Bruce Inafuku pour leur aide dans l’évaluation du fruit artificiellement infesté à Hawaii, et Michael Stulberg pour leurs commentaires utiles sur les versions antérieures du manuscrit. Ce projet a été financé en partie par l’USDA APHIS et l’accord de coopération de l’Université de Floride et soutenu en partie par USDA-ARS (projet 2040-22430-027-00D). Les constatations et les conclusions de cette publication préliminaire n’ont pas été officiellement diffusées par l’USDA et ne doivent pas être interprétées comme représentant une détermination ou une politique de l’organisme. La mention de noms commerciaux ou de produits commerciaux dans cette publication est uniquement dans le but de fournir des informations spécifiques et n’implique pas une recommandation ou une approbation de la part de l’USDA. L’USDA est un fournisseur et un employeur garantissant l’égalité des chances.

1. Sélection de fruits
<ol><li>Déterminez quels fruits sont disponibles dans la zone à étudier.</li>
	<li>Sélectionnez le fruit hôte en fonction de la liste des hôtes connus pour les espèces de téphrites cibles.</li>
	<li>Choisissez des fruits mûrs à chair molle, tels que les mangues, les papayes et la goyave. Les fruits à chair non mûre ou dure, tels que les amandes tropicales, doivent être inspectés avec une méthode différente, telle que la coupe des fruits.</li>
	<li>Choisissez des fruits tombés, trop mûrs ou mûrs sur les arbres qui présentent des signes de dommages, des cicatrices de ponte et des points mous.</li>
	<li>Traiter environ 2 L de fruits à la fois (p. ex., 5 goyaves ou 5 mangues de taille moyenne constituent des échantillons adéquats pour cette méthode). Le nombre de fruits pouvant être transformés en même temps dépend de la taille des fruits (Figure 1A).</li>
</ol>2. Mushing
<ol><li>Coupez les fruits en gros morceaux et placez-les dans un sac de rangement à fermeture à glissière de 4 L (Figure 1B).</li>
	<li>Ajouter de l’eau dans le sac jusqu’à ce que l’eau recouvre les fruits hachés de 25 à 50 mm (figure 1C).</li>
	<li>Presser doucement le fruit à la main jusqu’à ce que toute la pulpe se soit détachée de la peau et ait une consistance lisse (c.-à-d. pas de gros morceaux) (figure 1D).</li>
</ol>3. Tamis pour la collecte tardive
<ol><li>Empiler les tamis. Utilisez de grands tamis (457 mm de diamètre) pour traiter de grandes quantités de fruits (~ 5 fruits à la fois) et des tamis plus petits (305 mm de diamètre) pour des fruits individuels ou des échantillons plus petits (< 5 fruits).</li>
	<li>Empiler le tamis avec un tamis à grandes mailles (no 8; 2,36 mm) sur un tamis à petites mailles (no 20; 0,85 mm). Pour la détection des étoiles précoces, placer un troisième tamis (no 45; 0,35 mm) au fond de la pile (figure 1E).</li>
	<li>Verser la pulpe dans le tamis supérieur (Figure 1F).</li>
	<li>Lavez soigneusement la pulpe à travers la pile de tamis à l’aide de l’eau d’un robinet, d’un tuyau ou d’une bouteille jusqu’à ce que la pâte fine ait traversé les tamis (figure 1G).</li>
	<li>Balayez visuellement les tamis supérieurs à la recherche de larves à un stade avancé qui auraient pu être retenues avec la peau ou tout gros morceau de fruit (figure 1H).</li>
	<li>Inspectez soigneusement le deuxième tamis à la recherche de larves à un stade avancé. Avec de grandes quantités de pulpe fine, un rinçage supplémentaire peut être nécessaire.</li>
	<li>Prélever les larves des tamis avec des pinces larvaires et les placer dans des flacons contenant 70% d’EtOH.</li>
</ol>4. Flottation du sucre pour la collecte précoce des stades
<ol><li>Prémélanger la solution de sucre en dissolvant 453 g (1 boîte) de sucre brun foncé dans 2 L d’eau du robinet, ce qui donne un indice Brix de 19°10.</li>
	<li>Lavez la pulpe des tamis à mailles plus fines (p. ex., no 20 et no 45) jusqu’au bord du tamis avec de l’eau du robinet, puis déplacez le matériau vers un récipient en plastique (11 L).</li>
	<li>Ajouter la solution de cassonade jusqu’à ce qu’elle recouvre la pulpe de 25 à 50 mm et ajouter 2 gouttes d’antimousse. Laisser reposer la pulpe dans la solution de cassonade pendant environ 5 minutes.</li>
	<li>Recueillir les larves qui flottent à la surface de la solution avec une pince larvaire dans des flacons contenant 70% d’EtOH.</li>
</ol>5. Curation larvaire
<ol><li>Étiqueter un flacon avec le lieu de collecte, la date, le type de fruit et le collecteur pour un examen et une identification ultérieurs.</li>
</ol>

La méthode de mushing, de tamisage et de flottaison pour détecter les larves de mouches des fruits

<ol><li>White, I. M., Elson-Harris, M. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWhite%2C+IM+%22Fruit+Files+of+Economic+Significance%3A+Their+Identification+and+Bionomics%22">Fruit Files of Economic Significance: Their Identification and Bionomics</a>. , CAB International. Wallingford, UK. (1992).</li>
<li>Papadopoulos, N. T., Plant, R. E., Carey, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+trickle+to+flood%3A+the+large-scale%2C+cryptic+invasion+of+California+by+tropical+fruit+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Royal+Society+B%3A+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">From trickle to flood: the large-scale, cryptic invasion of California by tropical fruit flies.</a> Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 280 (1768), 20131466(2013).</li>
<li>Suckling, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eradication+of+tephritid+fruit+fly+pest+populations%3A+outcomes+and+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Management+Science%22%5BJournal%5D)">Eradication of tephritid fruit fly pest populations: outcomes and prospects.</a> Pest Management Science. 72 (3), 456-465 (2016).</li>
<li>Mcinnis, D. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Can+polyphagous+invasive+tephritid+pest+populations+escape+detection+for+years+under+favorable+climatic+and+host+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22American+Entomologist%22%5BJournal%5D)">Can polyphagous invasive tephritid pest populations escape detection for years under favorable climatic and host conditions.</a> American Entomologist. 63 (2), 89-99 (2017).</li>
<li>Mutamiswa, R., Nyamukondiwa, C., Chikowore, G., Chidawanyika, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+oriental+fruit+fly%2C+Bactrocera+dorsalis+%28Hendel%29+%28Diptera%3A+Tephritidae%29+in+Africa%3A+From+invasion%2C+bio-ecology+to+sustainable+management%5BTitle%5D)+AND+%22Crop+Protection%22%5BJournal%5D)">Overview of oriental fruit fly, Bactrocera dorsalis (Hendel) (Diptera: Tephritidae) in Africa: From invasion, bio-ecology to sustainable management.</a> Crop Protection. 141, 105492(2021).</li>
<li>Steck, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oriental+fruit+fly+eradication+in+Florida+2015-2016%3A+program+implementation%2C+unique+aspects%2C+and+lessons+learned%5BTitle%5D)+AND+%22American+Entomologist%22%5BJournal%5D)">Oriental fruit fly eradication in Florida 2015-2016: program implementation, unique aspects, and lessons learned.</a> American Entomologist. 65 (2), 108-121 (2019).</li>
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<li>Gould, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probability+of+detecting+Caribbean+fruit+fly+%28Diptera%3A+Tephritidae%29+infestation+by+fruit+dissection%5BTitle%5D)+AND+%22Florida+Entomologist%22%5BJournal%5D)">Probability of detecting Caribbean fruit fly (Diptera: Tephritidae) infestation by fruit dissection.</a> Florida Entomologist. 73 (3), 502-507 (1995).</li>
<li>Yee, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+Rhagoletis+indifferens+%28Diptera%3A+Tephritidae%29+larvae+using+brown+sugar+flotation+and+hot+water+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Entomology%22%5BJournal%5D)">Detection of Rhagoletis indifferens (Diptera: Tephritidae) larvae using brown sugar flotation and hot water methods.</a> Journal of Applied Entomology. 136 (7), 549-560 (2012).</li>
<li>Yee, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+brown+sugar%2C+hot+water%2C+and+salt+methods+for+detecting+western+cherry+fruit+fly+%28Diptera%3A+Tephritidae%29+larvae+in+sweet+cherry%5BTitle%5D)+AND+%22Florida+Entomologist%22%5BJournal%5D)">Comparison of the brown sugar, hot water, and salt methods for detecting western cherry fruit fly (Diptera: Tephritidae) larvae in sweet cherry.</a> Florida Entomologist. 97 (2), 422-430 (2014).</li>
<li>Van Timmeren, S., Diepenbrock, L. M., Bertone, M. A., Burrack, H. J., Isaacs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+filter+method+for+improved+monitoring+of+Drosophila+suzukii+%28Diptera%3A+Drosophilidae%29+larvae+in+fruit%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Integrated+Pest+Management%22%5BJournal%5D)">A filter method for improved monitoring of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) larvae in fruit.</a> Journal of Integrated Pest Management. 8 (1), 23(2017).</li>
<li>Van Timmeren, S., Davis, A. R., Isaacs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+a+larval+sampling+method+for+monitoring+Drosophila+suzukii+%28Diptera%3A+Drosophilidae%29+in+blueberries%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Optimization of a larval sampling method for monitoring Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) in blueberries.</a> Journal of Economic Entomology. 114 (4), 1690-1700 (2021).</li>
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<li>CFIA (Canadian Food Inspection Agency). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Directive+D-02-04%3A+The+Blueberry+Certification+Program+and+domestic+phytosanitary+requirements+to+prevent+the+spread+of+blueberry+maggot+%28Rhagoletis+mendax%29+within+Canada.+2+Revision+10%5BTitle%5D)+AND+%22CFIA+%28Canadian+Food+Inspection+Agency%29%22%5BJournal%5D)">Directive D-02-04: The Blueberry Certification Program and domestic phytosanitary requirements to prevent the spread of blueberry maggot (Rhagoletis mendax) within Canada. 2 Revision 10.</a> CFIA (Canadian Food Inspection Agency). , Ottawa, Canada. (2020).</li>
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<li>SAS Institute Inc. SAS 9.4 Guide to Software Updates and Product Changes. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22SAS+Institute+Inc%22">SAS Institute Inc</a>. , (2013).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts.

Notre objectif était de développer un moyen efficace de trouver des larves de téphrites sur le terrain. Le lancement d’un programme d’éradication ou l’établissement d’une zone de quarantaine est motivé par la détection de femelles ou de larves accouplées6, ce qui indique une population reproductrice. La méthode actuelle de coupe et de recherche visuelle des fruits est inefficace pour trouver des larves car il y a généralement beaucoup plus de fruits hôtes présents que ce qui peut être inspecté individuellement. En outre, les populations de téphritidés sont probablement faibles dans une zone de nouvelle invasion, ce qui rend les chances de trouver des larves dans une grande quantité de fruits incroyablement difficiles. Par exemple, dans le programme d’éradication de Bactrocera dorsalis en Floride en 2015, 54 espèces hôtes différentes ont été identifiées et plus de 4 000 fruits ont été coupés. Dans ce programme d’éradication, seulement quelques larves ont été trouvées dans la mangue, et aucun autre hôte n’a été trouvé infesté6. Nous avons constaté que la méthode MSF/MS était à la fois plus sensible et plus rapide dans la détection des larves d’A. suspensa et de B. dorsalis lors du traitement de fruits contenant une grande quantité de pulpe (mangues, goyave et papaye) en vrac par rapport à la découpe de fruits. La plus grande quantité de fruits hôtes qu’il est possible d’inspecter à l’aide de la méthode du mushing et du tamisage, combinée à l’augmentation de la détection d’une larve rare, pourrait augmenter la probabilité qu’une infestation soit détectée tôt. La détection précoce d’une population reproductrice pourrait augmenter la probabilité d’éradication et réduire les coûts du programme.
Nos expériences ont montré que le nombre de larves détectées par les ouvrières coupant et inspectant visuellement les fruits variait considérablement. Les travailleurs coupant les fruits ont manqué 50% et 75% des larves de B. dorsalis placées dans les mangues et les papayes, respectivement. En revanche, seulement 5 % et 15 % des larves ont été oubliées en utilisant la méthode MS pour la transformation de la mangue et de la papaye, respectivement. De même, une étude évaluant la coupe des fruits aux points d’entrée a montré qu’il y avait une variation considérable dans le nombre de fruits et de larves infestés trouvés par les inspecteurs8. L’étude a montré que les inspecteurs de port expérimentés ont manqué 64 % à 99 % des larves d’A. suspensa et 16 % à 82 % des fruits infestés lorsque les fruits ont été coupés et inspectés visuellement8. Nos résultats suggèrent que la méthode de mushing et de tamisage pourrait réduire la probabilité qu’un travailleur manque de détecter un fruit infesté.
La flottation du sucre et de l’eau chaude sont des protocoles acceptés dans une méthode d’approche systémique pour s’assurer que les cerises et les bleuets sont exempts de mouches des fruits14. Un sous-ensemble d’un envoi est broyé dans la solution, après quoi un inspecteur examine visuellement la surface de la solution de sucre pour détecter la présence d’œufs et de larves. Bien qu’un plus grand nombre de fruits puisse être transformé par rapport à la coupe de fruits individuels, la probabilité de trouver des larves à l’aide de ces techniques est toujours affectée par la capacité de l’inspecteur, le stade et le nombre de larves présentes, et le type de fruit8. Nous avons constaté que, comme les autres téphritides, B. dorsalis et A. suspensa se délogent de la pulpe du fruit et flottent à la surface. Fait intéressant, nous avons constaté qu’avec des larves plus grandes à un stade avancé, qui sont la cible des programmes d’urgence et d’éradication car elles peuvent être identifiées morphologiquement, y compris la flottation du sucre, n’a pas augmenté la précision de la méthode. En fait, l’ajout de la méthode de flottaison a augmenté le temps de traitement de 90% pour la papaye et de 48% pour la mangue. L’augmentation du temps de traitement et les matériaux supplémentaires (c.-à-d. eau, bacs, sucre, etc.) ne permettent pas d’ajouter cette étape sur le plan opérationnel lors de la recherche de grandes étoiles sur le terrain. La méthode de flottaison du sucre peut être appropriée lorsque l’objectif est de détecter toutes les étapes, y compris les premières stades d’entrée, comme aux points d’entrée et aux stations de conditionnement. La filtration de la solution de sucre avec un tamis à mailles fines fournirait probablement la détection la plus précise des œufs et des premières larvesd’étoiles 11,12.
Les techniques MS et MSF fonctionnent bien avec des fruits qui peuvent facilement être broyés et ont un grand volume de pulpe. Les larves de téphrites ont tendance à s’enfouir dans la pulpe du fruit, ce qui rend la détection visuelle difficile. Un aspect essentiel des méthodes MS et MSF est la séparation des larves de la pulpe. Le processus de tamisage élimine la pulpe, exposant ainsi les larves sur des tamis. De même, la méthode de l’eau sucrée sépare les larves de la pulpe en faisant flotter les larves, tandis que la pulpe coule au fond de la casserole. Les larves séparées de la pulpe par les méthodes MS ou MSF sont facilement observées se déplaçant sur le tamis ou la surface de l’eau. Bien que la méthode de mushing, de tamisage et éventuellement de flottaison ait grandement amélioré la vitesse et la précision de détection des larves de téphrites dans les fruits hôtes importants, le processus peut ne pas convenir à tous les fruits. Par exemple, les fruits hôtes à pulpe dure, tels que les avocats verts ou les fruits avec une grosse graine / noyau et une quantité relativement faible de pulpe, comme les amandes tropicales, peuvent être plus faciles à traiter par coupe manuelle et inspection visuelle.
Nous avons constaté que les méthodes MS et MSF étaient plus rapides lorsqu’un nombre relativement faible de fruits (5-10) étaient transformés. La différence serait probablement plus grande si de plus grandes quantités de fruits étaient transformées, ce qui pourrait être nécessaire et typique des programmes d’urgence contre les mouches des fruits. Le retrait de l’étape de flottaison a encore augmenté la vitesse de détection sans compromettre la précision de la recherche de grandes larves de téphrites (>3 mm). Nous avons montré que ces techniques pouvaient être appliquées sur le terrain, ce qui simulait les conditions rencontrées par les travailleurs lors d’un programme d’urgence contre la mouche des fruits. Nos études indiquent que les méthodes de SP peuvent permettre une détection plus rapide des larves à un stade avancé et l’éradication ultérieure des populations reproductrices de téphrites. MSF pourrait être utilisée pour détecter les œufs et les étoiles précoces qui ne sont actuellement pas ciblés par les programmes d’éradication.

Les mouches téphrites des fruits sont parmi les ravageurs agricoles les plus destructeurs, les genres Anastrepha, Bactrocera et Ceratitis présentant le plus grand risque1. De nombreuses zones présentent un risque élevé d’établissement de mouches exotiques des fruits, d’après 1) les incursions historiques et les programmes de délimitation et d’éradication connexes, 2) le taux élevé d’arrivée de matériel hôte de la mouche des fruits aux points d’entrée et 3) les conditions climatiques favorables à l’établissement de populations reproductrices. L’État de Californie connaît de multiples incursions et détections de téphritidés chaque année2. Il y a eu plus de 200 incursions et programmes d’éradication contre les téphritidés dans le monde au cours du siècle dernier, et cela s’est considérablement accéléré au cours des dernières décennies3. Bien que la grande majorité de ces programmes réussissent à éradiquer la mouche des fruitsenvahissante 3,4, le fardeau économique et environnemental de ces invasions reste élevé et la possibilité d’établissement est toujours présente; un exemple catastrophique récent est l’infection de Bactrocera dorsalis sur le continent africain5.
Au cours des programmes d’urgence sur les mouches des fruits, un effort concerté est fait pour détecter et contrôler les populations reproductrices de l’espèce envahissante. Par exemple, l’État de Floride réagit aux incursions de téphrites en appliquant des trempages de sol (sous la ligne d’égouttage des plantes hôtes fruitières) et en enlevant les fruits hôtes dans un rayon de 200 m autour des sites où se trouvent des femelles et/ou des larves accouplées6. Ces actions et tactiques servent à tuer les larves et les pupes dans le sol et à enlever les œufs et les larves des fruits dans la région. Dans certains programmes d’éradication, une quantité importante de fruits hôtes est enlevée. En 2015, plus de 100 000 kg de fruits ont été détruits lors du programme d’éradication de B. dorsalis en Floride6. Les pertes économiques pour les producteurs et les industries connexes dans la seule zone de quarantaine ont été estimées à plus de 10,7 millions de dollars7.
Pour trouver des larves de téphrites dans les zones de quarantaine, une petite équipe d’entomologistes recueille des fruits hôtes dans un rayon de 200 m autour d’une zone de détection de mouches femelles et coupe et inspecte visuellement chaque fruit à la recherche de larves6. Avec des ressources en personnel limitées et des centaines d’hôtes potentiels, la tâche devient difficile, en particulier dans les zones où la diversité des plantes dans les zones de production commerciale et les cours résidentielles est élevée. En outre, les larves peuvent être manquées lors de la coupe des fruits hôtes. Dans une étude évaluant la coupe des fruits aux points d’entrée, la coupe des fruits s’est avérée moins efficace pour détecter A. suspensa que pour conserver les fruits infestés pendant plusieurs semaines et compter les larves et les pupes trouvées dans le substrat de nymphose8.
Il existe des alternatives à la coupe des fruits pour détecter une infestation 9,10,11,12,13. Par exemple, une flottation de cassonade et une méthode à l’eau chaude sont deux procédures acceptées utilisées pour détecter les mouches occidentales des cerises dans les cerises récoltées 9,10. La méthode de cassonade consiste à placer les fruits broyés dans une solution d’eau sucrée et à collecter les larves qui flottent vers le haut. La méthode de flottaison du sucre brun a été développée spécifiquement pour répondre aux règles réglementaires pour les cerises exportées, qui exigent que les usines de conditionnement surveillent les ravageurs de la mouche des fruits de quarantaine. Il existe également un programme de certification des bleuets approuvé entre les États-Unis et le Canada qui comprend la flottation de l’eau de cassonade, la flottation de l’eau salée ou l’ébullition pour soutenir la phytohygiène14. Lors de l’essai de la précision de la flottation du sucre et de l’eau chaude, les chercheurs ont utilisé la méthode de tamisage pour déterminer combien de larves sont manquées 9,10,11,12,13. Une étude a montré que mélanger des bleuets broyés dans une solution saline et filtrer la solution à travers un filtre à café réutilisable était quatre fois meilleur pour détecter les larves de Drosophila suzukii que pour inspecter visuellement la surface des solutions de sel et de sucre14. De plus, la chromatographie en phase gazeuse a été utilisée pour la détection des larves d’A. suspensa dans les agrumes15. L’applicabilité de ces approches n’a pas été testée dans les enquêtes sur le terrain.
Notre objectif était de développer et de tester une méthode pour trouver des larves de téphrites sur le terrain en utilisant le tamisage et la flottaison de l’eau sucrée. Cette méthode permet une détection plus efficace des mouches des fruits immatures que la méthode traditionnelle de coupe des fruits, ce qui favorise le contrôle rapide des populations reproductrices pendant les programmes d’éradication des mouches des fruits.

<table><tbody><tr><td>Anti-mousse</td><td>MicroLubrol</td><td>ML200-50-4</td><td>MicroLubrol 2000 Huile de silicone fluide pure, https://www.microlubrol.com</td></tr><tr><td>Dominos de</td><td>cassonade</td><td></td><td>Boîte de 1 lb&nbsp ; Cristaux de cassonade foncée, planches à</td></tr><tr><td>découper</td> https://www.dominosugar.com/products/dark-brown-sugar <td>KitchenAid</td><td>KE703NOSMGA</td><td>KitchenAid Planche à découper en plastique antidérapante classique, 12 x 18 pouces, https://www.amazon.com/KitchenAid-Classic-Nonslip-Plastic-11x14-Inch/dp/B09117L774/ref=sxin_24_ac_d_mf_brs?ac_md=2-1-S2l0Y2hlbkFpZA%3D%3D-ac_d_mf_brs_brs&content-id=amzn1.sym.1ad31f34-ba12-4dca-be4b-f62f7f5bb10d%3Aamzn1.sym.1ad31f34-ba12-4dca-be4b-f62f7f5bb10d&crid=UXMLNC72BL0 M& cv_ct_cx=couper %2Bboards& keywords=cutting %2Bboards & _rd_i=B091118V8T& _rd_r= 4c48b4ad-4d4d-4b4b-8799-fc7313 2f8e34& _rd_w=li862& _rd_wg =KogbB& pf_rd_p=1ad31f34-ba12-4dca-be4b-f62f7f5bb10d& pf_rd_r=9ATJD6W QBF9DVRY889MP& qid=1673911 429& actualiser=1& sprefix=couper %2Bboards %2Caps %2C198& sr=1-2-8b2f235a-dddf-4202-bbb9-592393927392& th=1</td></tr><tr><td>Casseroles à vaisselle</td><td>Sterilite</td><td>06578012</td><td>Blanc 12 qrt Dishpan, https://www.amazon.com/STERILITE-06578012-Sterilite-White-Dishpan/dp/B0039V2G5E/ref=sr_1_1?crid=2SMBMLFJF18U&keywords= blanc+12+qt+dishpan+sterilite& qid=1673911729& s=maison -jardin& sprefix=blanc+12+qr+vaisselle+sterlite %2Cgarden %2C184& sr=1-1</td></tr><tr><td>EthOH</td><td>Fisher Scientific</td> BP8202500 <td>Solution d’éthanol 96 %, Biologie moléculaire, https://www.fishersci.com/shop/products/ethanol-solution-96-molecular-biology-grade-fisher-bioreagents/BP8202500</td><td></td></tr><tr><td>Flacons en verre</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333921H</td><td>Fisherbrand&nbsp ; Flacons filetés en verre transparent de classe B avec bouchons,</td></tr><tr><td>couteaux</td> https://www.fishersci.com/shop/products/class-b-clear-glass-threaded-vials-with-closures-packaged-separately/0333921H <td>Zyliss</td><td>31380</td><td>5,25" Couteau utilitaire, https://www.amazon.com/ZYLISS-Utility-Kitchen-5-5-Inch-Stainless/dp/B00421ATJK/ref=sr_1_7?crid=2U27KE1HTG5N1&keywords= fruits %2Bcutting %2Bknives& qid=1673911609& s= jardin-maison& sprefix=fruit %2Bcutting %2Bknives %2Cgarden %2C145& sr=1-7& th=1</td></tr><tr><td>No. 20 Tamis à mailles</td><td>Hogentogler & Co. Inc.</td><td>4221</td><td>Norme américaine&nbsp ; Tamis d’essai, https://www.hogentogler.com/sieves/18-inch-sieves.asp</td></tr><tr><td>n° 45 Tamis à mailles</td><td>Hogentogler & Co. Inc.</td><td>4226</td><td>Norme américaine&nbsp ; Tamis d’essai, https://www.hogentogler.com/sieves/18-inch-sieves.asp</td></tr><tr><td>n° 8 Tamis à mailles</td><td>Hogentogler & Co. Inc.</td><td>4215</td><td>Norme américaine&nbsp ; Tamis d’essai, pinces souples https://www.hogentogler.com/sieves/18-inch-sieves.asp</td></tr><tr><td></td><td>Instruments DR</td><td>DRENTF01</td><td>DR Instruments Pinces d’entomologie poids plume,</td></tr><tr><td>https://www.amazon.com/DR-Instruments-DRENTF01-Featherweight-Entomology/dp/B008RBLO8Q Fermeture éclair Sacs de rangement</td><td>Ziploc</td><td>682254</td><td>Sacs de congélation transparents de marque Ziploc de 2 gal, https://www.amazon.com/Ziploc-Freezer-Bag-Gallon-100/dp/B01NCDWR8A/ref=sr_1_1_sspa?crid=3SQFBT64Z76ES&keywords= Ziploc+Congélateur+Sacs+2+gallon& qid=1674504602&</td></tr></tbody></table>

tamiser la pulpe des fruits pour détecter les mouches téphrites immatures dans le champ

Sieving Fruit Pulp to Detect Immature Tephritid Fruit Flies in the Field

Les mouches des fruits de la famille des Tephritidae sont parmi les ravageurs agricoles les plus destructeurs et envahissants au monde. De nombreux pays entreprennent des programmes d’éradication coûteux pour éliminer les populations naissantes. Au cours des programmes d’éradication, un effort concerté est fait pour détecter les larves, car cela indique fortement une population reproductrice et aide à établir l’étendue spatiale de l’infestation. La détection des stades de vie immatures déclenche des mesures de contrôle et de réglementation supplémentaires pour contenir et prévenir toute nouvelle propagation de l’organisme nuisible. Traditionnellement, la détection larvaire est accomplie en coupant les fruits hôtes individuels et en les examinant visuellement. Cette méthode exige beaucoup de main-d’œuvre, car seul un nombre limité de fruits peut être transformé et la probabilité de manquer une larve est élevée. Une technique d’extraction qui combine i) le mushing du fruit hôte dans un sac en plastique, ii) la filtration de la pulpe à travers une série de tamis, iii) la mise en place de la pulpe retenue dans une solution d’eau de cassonade, et iv) la collecte des larves qui flottent à la surface a été testée. La méthode a été évaluée en Floride avec de la goyave récoltée sur le terrain naturellement infestée par Anastrepha suspensa. Pour imiter les faibles populations plus représentatives d’un programme d’éradication de la mouche des fruits, les mangues et les papayes d’Hawaï ont été infestées par un faible nombre connu de larves de Bactrocera dorsalis . L’applicabilité de la méthode a été testée sur le terrain sur de la goyave naturellement infestée par B. dorsalis afin d’évaluer la méthode dans les conditions rencontrées par les travailleurs lors d’un programme d’urgence contre la mouche des fruits. Dans les essais sur le terrain et en laboratoire, le mushing et le tamisage de la pulpe étaient plus efficaces (nécessitait moins de temps) et plus sensibles (plus de larves trouvées) que la coupe des fruits. Faire flotter la pulpe dans une solution d’eau de cassonade a permis de détecter les larves des stades précoces. Le mushing et le tamisage de la pulpe des fruits d’hôtes téphritidés importants peuvent augmenter la probabilité de détection des larves pendant les programmes d’urgence.

L’augmentation de la détection des mouches des fruits téphrites immatures sur le terrain peut déclencher des efforts opportuns pour éliminer les populations de ces ravageurs destructeurs. La détection des larves à un stade avancé est plus rapide et plus précise lors du mushing des fruits hôtes dans un sac et du passage de la pulpe à travers une série de tamis que la coupe à la main et l’inspection visuelle.

Tamiser la pulpe des fruits pour détecter les mouches téphrites immatures dans le champ

Fruit flies of the Tephritidae family are among the most destructive and invasive agricultural pests in the world. Many countries undertake expensive ...

Nous développons une méthode pour trouver les larves de mouches des fruits téphrites qui est plus rapide et plus précise que la méthode actuelle de coupe et d’inspection visuelle de chaque fruit. Nous voulons développer une technique simple qui peut être utilisée sur le terrain pour traiter de grandes quantités de fruits. L’un des défis de cette étude était de trouver des fruits à faible infestation, ce qui représenterait probablement ce que nous voyons lors d’un programme d’urgence ou d’éradication.Comme nous ne pouvons pas voir dans le fruit, nous utilisons des méthodes pour infester artificiellement les hôtes clés avec un faible nombre de larves. Dans les essais sur le terrain et en laboratoire, le mushing et le tamisage de la pulpe nécessitent moins de temps, et plus de larves ont été trouvées que de fruits coupés. Faire flotter la pulpe dans une solution d’eau de cassonade a permis de détecter les larves du stade précoce.Le mushing et le tamisage de la pulpe des fruits d’hôtes téphritidés importants peuvent augmenter la probabilité de détection des larves pendant les programmes d’urgence. Nous continuerons d’optimiser le protocole afin de déterminer la taille optimale du tamis pour différentes espèces de mouches des fruits réglementées et d’établir des critères tels que le type de fruits, la quantité de fruits, et cetera, qui aideront à décider si l’utilisation de la méthode de destruction des larves ou de la coupe standard des fruits est justifiée.

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Etudier l&#39;agressivité chez les drosophiles (mouches des fruits)

Fopius arisanus est un parasitoïde des œufs de larves de mouches des fruits Tephritidae qui est utilisé avec succès dans la lutte biologique contre ces ravageurs importants tropicales. Nous décrivons ici un protocole optimisé pour l'élevage de F. arisanus sur une petite échelle en utilisant des matériaux facilement disponibles.

Un protocole optimisé pour l&#39;élevage Fopius arisanus, Un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae

Une méthode rapide pour l'analyse des composés volatils dans les fruits est décrite. Les composés volatils présents dans l'espace de tête d'un homogénat de l'échantillon sont séparés et détectés rapidement à la chromatographie gazeuse ultra-rapide (GC) couplée à une onde acoustique de surface (SAW) du capteur. Une procédure de traitement des données et l'analyse est également discuté.

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Dans cet article, vidéo, nous décrivons un test automatisé pour mesurer l'effet de la faim ou de satiété sur le comportement dépend olfactif de recherche de nourriture dans le fruit de mouche adulte Drosophila melanogaster.

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Une méthode de détermination des niveaux de graisse dans la base Flottabilité-<em&gt; Drosophila</em

Décrit ici est l'utilisation de plusieurs outils faits maison pour transférer, refroidir et tuer d'adultes Drosophila, ainsi que pour nettoyer les flacons de culture du verre et de recueillir des œufs. Ces outils sont faciles à fabriquer et sont plutôt efficaces dans la manipulation de La Drosophila.

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Présenté ici est un protocole pour déterminer le nombre de thrips et minuscules prédateurs de virus pirates dans les cultures sur plusieurs dates dans les expériences sur le terrain. Il est également illustré comment déterminer l'efficacité des tactiques de gestion contre les thrips et évaluer les avantages de la prédation par des bogues pirates minute.

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Ce protocole est conçu pour évaluer la viabilité de la drosophile à chaque stade de développement, de l'embryon à l'adulte. La méthode peut être utilisée pour déterminer et comparer la viabilité de différents génotypes ou conditions de croissance.

Une méthode directe et simple pour évaluer la viabilité du mélanogaster de Drosophilade l'embryon à l'adulte

Nous présentons un protocole pour un essai d'alimentation à deux choix pour les mouches. Cet essai d'alimentation est rapide et facile à exécuter et convient non seulement pour la recherche en laboratoire à petite échelle, mais aussi pour les écrans comportementaux à haut débit chez les mouches.

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Nous décrivons la méthodologie et l’importance de l’essai biologique d’application topique pour mesurer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques et les mouches des fruits. Le test présenté est à haut débit, utilise la masse d’insectes - permettant ainsi de calculer une dose létale relativisée en masse au lieu de la concentration - et a probablement une variabilité plus faible que d’autres méthodes similaires.

Essai biologique d’application topique pour quantifier la toxicité des insecticides pour les moustiques et les mouches des fruits

Découvrez une méthode de tamisage de pulpe fruitière pour détecter les larves de mouches téphrites sur le terrain. Cette technique rapide améliore la détection précoce des ravageurs en situation d'urgence phytosanitaire.

Tamiser la pulpe des fruits pour détecter les mouches téphrites immatures dans le champ

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