Name: Lésion par congélation dans le muscle masséter de souris pour établir un modèle de fibrose musculaire orofaciale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
Description: Découvrez un protocole de lésion par congélation pour étudier la régénération musculaire orofaciale chez la souris. Ce modèle compare la fibrose du muscle masséter à la régénération complète du muscle tibial antérieur.

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Cette étude a été financée par des subventions du Comité provincial de la santé et du bien-être du Sichuan (numéro de subvention : 21PJ063) et de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (numéro de subvention : 82001031).

Toutes les procédures animales de cette étude ont été examinées et approuvées par le comité d’éthique de l’École de stomatologie de l’Ouest de la Chine de l’Université du Sichuan (WCHSIRB-D-2020-114). Les souris C57BL/6 mâles (âgées de 5 semaines) ont été élevées dans un établissement à humidité contrôlée (53 ± 2 %) et à température contrôlée (23 ± 2 °C) et ont suivi un cycle lumière/obscurité de 12 heures. Voir le Tableau des matériaux pour plus de détails sur tous les matériaux, réactifs et instruments utilisés dans ce protocole.
1. Dommages causés par le gel
<ol><li>Anesthésie : Sédater les souris avec des boules de coton imbibées d’isoflurane et injecter de la tilétamine-zolazépam par voie intrapéritonéale à une dose de 50 mg/kg. L’analgésie pré et postopératoire a été fournie par injection intrapéritonéale de méloxicam à une dose de 1 mg/kg. Protégez leurs yeux avec une pommade vétérinaire. Un coussin chauffant maintenu à 38 °C a été placé sous le champ chirurgical pendant toute la durée de l’intervention afin de fournir un soutien thermique à l’animal. Fixez les souris avec du ruban adhésif après les avoir posées sur le côté sur une table d’opération (Figure 1). Évaluer la suffisance de l’anesthésie par la perte du réflexe de la paupière, du réflexe de redressement et du réflexe de retrait de la pédale. REMARQUE : Lors de l’application d’une anesthésie isofluorane, tenez la souris dans une main et la boule de coton imbibée d’isofluorane dans l’autre. Assurez-vous de garder la boule de coton à distance de l’animal pour éviter l’inconfort et l’irritation de la peau.</li>
	<li>Épilation préopératoire : À l’aide d’un rasoir électrique, rasez les poils du mollet et du visage de la souris et appliquez la pâte dépilatoire à l’aide d’un coton-tige sur la peau, en recouvrant le muscle masséter et le muscle tibial antérieur. Après 1 à 2 min, lavez la pâte avec une lingette chirurgicale à base d’éthanol (Figure 2A et Figure 2G). Les sites chirurgicaux ont été désinfectés à l’aide de trois cycles d’un gommage à base d’iode et d’éthanol à 75 %. REMARQUE : Le rasoir électrique seul n’a pas suffi pour l’épilation, en particulier dans la zone du masséter. Lors de l’application de la pâte dépilatoire, il est important de ne pas utiliser de pâte excessive. Essuyez doucement la peau lorsque vous lavez la pâte pour éviter les brûlures de la peau.</li>
	<li>Exposition au champ chirurgical : Couvrir avec des champs chirurgicaux avant l’intervention chirurgicale. Pour le muscle MAS, palper d’abord le long du bord inférieur de la mandibule. À 5 mm du bord, faites une incision de 7 mm le long de la ligne reliant la commissure buccale au tragus (la ligne pointillée indique l’emplacement de l’incision sur la figure 2B).</li>
	<li>Pour le muscle TA, palper d’abord le long du mollet pour localiser le bord antérieur de l’os du tibia. Coupez 2 mm en arrière du bord à travers la peau à l’aide d’un scalpel, en commençant par le genou et en terminant par la cheville (la ligne pointillée indique l’emplacement de l’incision sur la figure 2H). Pour chaque souris, si le MAS et le muscle TA du côté gauche sont blessés, utilisez l’autre muscle du côté controlatéral comme contrôle. REMARQUE : Cette coupe est très superficielle pour s’assurer que les muscles ne seront pas blessés lors de l’incision. L’incision sur le visage ne doit pas être trop proche du tragus. Sinon, la glande parotide sera exposée, ce qui entraînera un saignement excessif lors du processus de congélation suivant.</li>
	<li>Congélation cryogénique : Tenez un morceau de glace carbonique à l’aide d’une pince prérefroidie le long des axes longs des muscles MAS et TA (Figure 2C et Figure 2I, respectivement). Placez la glace carbonique directement sur la surface du muscle pendant 5 s. Confirmez que le muscle apparaît raide et blanc pâle immédiatement après avoir retiré la glace sèche (Figure 2D et Figure 2J), mais qu’il retrouve sa couleur et sa texture normales en 22 à 25 s, comme le muscle adjacent non blessé (Figure 2E et Figure 2K). REMARQUE : Les pinces qui maintiennent la glace carbonique doivent être pré-refroidies pour éviter une sublimation rapide de la glace carbonique. Une minuterie est obligatoire pour effectuer les 5 secondes de congélation des blessures et compter les 22-25 secondes de temps de récupération du muscle. Tout muscle dont le temps de récupération est inférieur à 22 s ou supérieur à 25 s doit être abandonné. Cette étape demande de la pratique.</li>
	<li>Fermeture de la plaie : Après une récupération totale du muscle, fermez la plaie cutanée avec au moins trois sutures 7-0 (Figure 2F et Figure 2L).</li>
	<li>Réanimation : Lorsque la suture est terminée, placez les souris dans la cage avec support thermique et surveillez-les en permanence jusqu’à ce que tous les réflexes de redressement aient été retrouvés.</li>
</ol>2. Collecte musculaire
<ol><li>Euthanasier les souris avec une surdose d’isoflurane, suivie d’une luxation cervicale. Prélever les muscles MAS et TA des deux côtés pour une analyse histologique.</li>
	<li>Dissection musculaire du SAM : Ouvrez la peau du visage de la souris et retirez la glande parotide pour exposer la partie postérieure du muscle MAS. Disséquez le MAS de son attache antérieure jusqu’à son attache postérieure sur la mandibule. La zone pointillée blanche indique la partie exposée de la MAS (Figure 3A). REMARQUE : Le muscle MAS est composé de compartiments profonds et superficiels, tous deux étroitement attachés à la surface de la mandibule. Assurez-vous d’appuyer les ciseaux sur la mandibule pendant la dissection pour assurer une isolation complète du SAM. Attention à bien distinguer le zygomatico-mandibulaire du MAS par ses limites entre le zygomatique et la mandibule.</li>
	<li>Dissection musculaire TA : Ouvrez la peau de la cheville au genou et retirez le fascia pour exposer le muscle TA. Utilisez la pointe de la pince de micro-dissection pour isoler le tendon de l’AT et faites-le glisser jusqu’au genou pour casser les fibres attachées au tibia. Ensuite, coupez le tendon de la cheville (Figure 3B). REMARQUE : Pour le muscle TA, il y a quelques tendons musculaires autour de la cheville de la souris ; il faudrait de la pratique pour discerner le tendon de l’AT, qui est le plus grand et le plus proche du tibia.</li>
	<li>Pré-refroidissement de l’isopentane : Préparez deux barils d’isolation ; Remplissez le petit baril d’isopentane et le grand baril d’azote liquide. Placez le petit canon à l’intérieur du grand canon 10 min avant la dissection musculaire (Figure 3D).</li>
	<li>Préparation du moule d’enrobage : Fabriquez un moule cylindrique en feuille d’étain pour chaque échantillon et remplissez-le avec un composé à température de coupe optimale (OCT).</li>
	<li>Frais congelé : Immergez le muscle dans l’OCT, en le tenant perpendiculairement au composé OCT (Figure 3C). À l’aide d’un porte-aiguille, transférez le moule dans l’isopentane pré-refroidi. Attendez 40 s pour que l’OCT devienne blanc et solide (Figure 3D). REMARQUE : Assurez-vous que la position du moule n’est pas trop basse. Sinon, l’isopentane se mélangera à l’OCT et altérera le processus de congélation musculaire. Le niveau d’OCT dans le moule doit être comparable à la hauteur de l’échantillon musculaire. Évitez une quantité excessive d’OCT pour assurer une congélation rapide et efficace.</li>
	<li>Stockage des échantillons : Conservez les échantillons de muscle frais congelés dans des plaques à 24 puits clairement étiquetées. Sectionnez immédiatement les échantillons ou conservez-les à -80 °C pour une utilisation à long terme.</li>
</ol>3. Analyse histologique
<ol><li>À l’aide d’un cryostat, découpez des sections de 10 m d’épaisseur de l’échantillon musculaire sur des lames traitées en surface.</li>
	<li>Placez les lames dans de l’acétone glacée pendant 20 min et faites-les sécher à l’air libre dans la hotte pendant 20 min.</li>
	<li>Lavez les lames pendant 3 x 5 min avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS). REMARQUE : À partir de cette étape, les lames ont été conservées dans une chambre d’humidité pour éviter le séchage.</li>
	<li>Coloration rouge Sirius<ol><li>Préparez la solution de travail Sirius Red en dissolvant 0,5 g de poudre Sirius Red dans 500 mL d’acide picrique saturé.</li>
		<li>Teindre les lames avec la solution de travail Sirius Red pendant 1 h à température ambiante.</li>
		<li>Lavez les lames pendant 2 x 5 min avec de l’acide acétique à 0,5 %.</li>
		<li>Après le processus de coloration, les échantillons doivent d’abord être déshydratés dans de l’éthanol à 95 % pendant 15 s, puis déshydratés dans de l’éthanol anhydre pendant 1 min. La dernière étape consiste à monter la lame avec du baume neutre.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloration immunohistologique<ol><li>Perméabiliser les sections avec 0,3% de Triton dans du PBS pendant 20 min à température ambiante, suivi d’un lavage PBS.</li>
		<li>Pour la coloration Pax7, bloquez les sections avec le réactif fourni avec le kit référencé ; pour la coloration à la laminine et au Pdgfrα, bloquer avec 5 % d’albumine sérique bovine (BSA) et 5 % de sérum d’ânesse dans du PBS pendant 1 h à température ambiante.</li>
		<li>Incuber les sections avec des anticorps primaires contre Pax7, laminine et Pdgfrα pendant une nuit à 4 °C, puis les laver avec du PBS pendant 3 x 5 min.</li>
		<li>Incuber les sections avec des anticorps secondaires conjugués à un colorant fluorescent pendant 1 h à température ambiante, puis les laver avec du PBS pendant 3 x 5 min.</li>
		<li>Incuber avec du 4',6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) pendant 3 minutes à température ambiante, suivi d’un lavage avec du PBS pendant 3 x 5 min.</li>
		<li>Placez le support de montage sur la section, placez la lamelle sur le dessus et utilisez du vernis à ongles pour sceller la lamelle.</li>
	</ol></li>
</ol>

Etablissement d’un modèle de fibrose musculaire orofaciale chez la souris via une lésion par congélation

<ol><li>Yoshioka, K., Kitajima, Y., Seko, D., Tsuchiya, Y., Ono, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+body+region+specificity+in+murine+models+of+muscle+regeneration+and+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiologica%22%5BJournal%5D)">The body region specificity in murine models of muscle regeneration and atrophy.</a> Acta Physiologica. 231 (1), e13553(2021).</li>
<li>Worley, M. L., Patel, K. G., Kilpatrick, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleft+lip+and+palate%5BTitle%5D)+AND+%22Clinics+in+Perinatology%22%5BJournal%5D)">Cleft lip and palate.</a> Clinics in Perinatology. 45 (4), 661-678 (2018).</li>
<li>Pai, B. C. J., Hung, Y. -T., Wang, R. S. H., Lo, L. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcome+of+patients+with+complete+unilateral+cleft+lip+and+palate%3A+20-year+follow-up+of+a+treatment+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Outcome of patients with complete unilateral cleft lip and palate: 20-year follow-up of a treatment protocol.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 143 (2), 359e-367e (2019).</li>
<li>Parsaei, Y., Chandler, L., Smetona, J. T., Lopez, J., Steinbacher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aesthetic+repair+of+unilateral+cleft+lip+using+the+modified+inferior+triangle+and+adjunctive+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Aesthetic repair of unilateral cleft lip using the modified inferior triangle and adjunctive techniques.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 149 (1), 70e-73e (2022).</li>
<li>Schubert, F. R., Singh, A. J., Afoyalan, O., Kioussi, C., Dietrich, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((To+roll+the+eyes+and+snap+a+bite+-+function%2C+development+and+evolution+of+craniofacial+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+In+Cell+%26+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">To roll the eyes and snap a bite - function, development and evolution of craniofacial muscles.</a> Seminars In Cell & Developmental Biology. 91, 31-44 (2019).</li>
<li>Vyas, B., Nandkishore, N., Sambasivan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebrate+cranial+mesoderm%3A+developmental+trajectory+and+evolutionary+origin%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Life+Sciences%3A+CMLS%22%5BJournal%5D)">Vertebrate cranial mesoderm: developmental trajectory and evolutionary origin.</a> Cellular and Molecular Life Sciences: CMLS. 77 (10), 1933-1945 (2020).</li>
<li>Sambasivan, R., Kuratani, S., Tajbakhsh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+eye+on+the+head%3A+the+development+and+evolution+of+craniofacial+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">An eye on the head: the development and evolution of craniofacial muscles.</a> Development. 138 (12), 2401-2415 (2011).</li>
<li>Cheng, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Head+muscle+fibro-adipogenic+progenitors+account+for+the+tilted+regeneration+towards+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">Head muscle fibro-adipogenic progenitors account for the tilted regeneration towards fibrosis.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 589, 131-138 (2022).</li>
<li>Pavlath, G. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+among+muscle+precursor+cells+in+adult+skeletal+muscles+with+differing+regenerative+capacities%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity among muscle precursor cells in adult skeletal muscles with differing regenerative capacities.</a> Developmental Dynamics. 212 (4), 495-508 (1998).</li>
<li>Camacho-Alonso, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+lingual+musculature+in+rats+using+myoblasts+over+porcine+bladder+acellular+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+Diseases%22%5BJournal%5D)">Regeneration of lingual musculature in rats using myoblasts over porcine bladder acellular matrix.</a> Oral Diseases. 27 (6), 1580-1589 (2021).</li>
<li>LeBoff, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+clinician%27s+guide+to+prevention+and+treatment+of+osteoporosis%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoporosis+International%22%5BJournal%5D)">The clinician's guide to prevention and treatment of osteoporosis.</a> Osteoporosis International. 33 (10), 2049-2102 (2022).</li>
<li>Julien, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+contribution+of+skeletal+muscle+mesenchymal+progenitors+to+bone+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Direct contribution of skeletal muscle mesenchymal progenitors to bone repair.</a> Nature Communications. 12 (1), 2860(2021).</li>
<li>Mahdy, M. A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glycerol-induced+injury+as+a+new+model+of+muscle+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">Glycerol-induced injury as a new model of muscle regeneration.</a> Cell and Tissue Research. 374 (2), 233-241 (2018).</li>
<li>Guardiola, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+acute+skeletal+muscle+regeneration+by+cardiotoxin+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Induction of acute skeletal muscle regeneration by cardiotoxin injection.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (119), 54515(2017).</li>
<li>Larouche, J. A., Wallace, E. C., Spence, B. D., Buras, E., Aguilar, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+mapping+of+immune+and+stem+cell+dysregulation+after+volumetric+muscle+loss%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal mapping of immune and stem cell dysregulation after volumetric muscle loss.</a> JCI Insight. 8 (7), e162835(2023).</li>
<li>Anderson, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+a+critical+size+threshold+for+volumetric+muscle+loss+in+the+mouse+quadriceps%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering.+Part+C%2C+Methods%22%5BJournal%5D)">Determination of a critical size threshold for volumetric muscle loss in the mouse quadriceps.</a> Tissue Engineering. Part C, Methods. 25 (2), 59-70 (2019).</li>
<li>Lukjanenko, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aging+disrupts+muscle+stem+cell+function+by+impairing+matricellular+WISP1+secretion+from+fibro-adipogenic+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Aging disrupts muscle stem cell function by impairing matricellular WISP1 secretion from fibro-adipogenic progenitors.</a> Cell Stem Cell. 24 (3), 433-446.e7 (2019).</li>
<li>Dong, J., Dong, Y., Chen, Z., Mitch, W. E., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathway+to+muscle+fibrosis+depends+on+myostatin+stimulating+the+differentiation+of+fibro%2Fadipogenic+progenitor+cells+in+chronic+kidney+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">The pathway to muscle fibrosis depends on myostatin stimulating the differentiation of fibro/adipogenic progenitor cells in chronic kidney disease.</a> Kidney International. 91 (1), 119-128 (2017).</li>
<li>Lemos, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nilotinib+reduces+muscle+fibrosis+in+chronic+muscle+injury+by+promoting+TNF-mediated+apoptosis+of+fibro%2Fadipogenic+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Nilotinib reduces muscle fibrosis in chronic muscle injury by promoting TNF-mediated apoptosis of fibro/adipogenic progenitors.</a> Nature Medicine. 21 (7), 786-794 (2015).</li>
<li>Joe, A. W. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+injury+activates+resident+fibro%2Fadipogenic+progenitors+that+facilitate+myogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Muscle injury activates resident fibro/adipogenic progenitors that facilitate myogenesis.</a> Nature Cell Biology. 12 (2), 153-163 (2010).</li>
<li>Biferali, B., Proietti, D., Mozzetta, C., Madaro, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibro-adipogenic+progenitors+cross-talk+in+skeletal+muscle%3A+the+social+network%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+In+Physiology%22%5BJournal%5D)">Fibro-adipogenic progenitors cross-talk in skeletal muscle: the social network.</a> Frontiers In Physiology. 10, 1074(2019).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Il existe une variété de modèles de lésions pour l’étude de la régénération des muscles squelettiques, y compris l’utilisation de stimuli physiques, chimiques et chirurgicaux 10,11,12,13,14,15,16. La cardiotoxine et le chlorure de baryum sont les deux produits chimiques les plus largement ut...

Les muscles orofaciaux sont essentiels dans les activités physiologiques quotidiennes telles que la mastication, la parole, la respiration et l’expression faciale1. Dans les malformations orofaciales congénitales, cependant, ces muscles présentent des altérations atrophiques et fibrotiques, entraînant une altération de la santé corporelle et de la cognition sociale2. La chirurgie reconstructive faciale reste le traitement de première intention, mais jusqu’à 30 à 70 % des patients postopératoires souffrent encore de perte musculaire et de dysfonctionnement musculaire3,4 L’échec de la régénération du muscle orofacial a été attribué à des facteurs intrinsèques, qui ne peuvent pas être corrigés par la chirurgie seule.
L’émergence des muscles orofaciaux est une nouveauté évolutive, accompagnant la tête complexe des vertébrés et le cœur chambré 5,6. Contrairement à leurs homologues des membres dérivés du somite, les muscles orofaciaux proviennent de l’arc branchial7. Ces caractères phylogénétiques et ontogénétiques peuvent les prédisposer à des comportements de régénération distincts8. Il a été rapporté que le muscle masséter (MAS) a développé une fibrose sévère au moment où le muscle tibial antérieur (TA) s’est complètement régénéré après une exposition à la même étendue de blessure 1,9. Cependant, le mécanisme sous-jacent de la régénération reste mal compris.
Dans cette étude, un modèle de lésion par congélation du muscle masséter de souris a été établi pour faciliter l’étude de la régénération du muscle orofacial. Nous avons choisi 14 jours après la blessure comme point de temps pour évaluer le phénotype de la fibrose, car c’était le point le plus précoce où une divergence perceptible était détectable entre deux muscles. La régénération complète du SAM après une blessure nécessite au moins 40 semaines1. De manière constante, cette étude a révélé un dépôt remarquable de collagène après une lésion par congélation du MAS par rapport à la régénération régulière du TA 14 jours après la lésion. Avec l’aide de ce modèle, d’autres études mécanistes de l’atrophie musculaire et de la fibrose peuvent être effectuées, ce qui aidera à son tour à développer des voies thérapeutiques potentielles pour favoriser la régénération des muscles orofaciaux après la chirurgie.

<table><tbody><tr><td>Seringue de 1 ml</td><td>Appareil et instrument médical Shifeng (Chengdu, Sichuan, ChineSeringue</td> <td>de 1 ml</td><td>/</td></tr><tr><td>Acétone</td><td>Chron Chemicals</td> Lames de microscope <td>d’acéton</td><td>/</td></tr><tr><td>d’adhésion</td><td>Citotest Scientific</td><td>188105</td><td>/</td></tr><tr><td>Dépilatoire animale</td><td>Phygene Scientific</td><td>PH1877</td><td>/</td></tr><tr><td>BSA (albumine sérique bovine)</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>A8010</td><td>/</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>C0065</td><td>/</td></tr><tr><td>Âne anti-chèvre Alexa Fluor 488</td><td>Abcam</td><td>ab150129</td><td>1:200</td></tr><tr><td>sérum d’âne</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>SL050</td><td>/</td></tr><tr><td>Glace carbonique</td><td>Sinrro Technology (Chengdu, Sichuan, Chine)</td><td>glace carbonique en forme de riz</td><td>/</td></tr><tr><td>IFKine Red Donkey anti-lapin</td><td>Abbkine Scientific Company</td><td>A24421</td><td>1:200</td></tr><tr><td>Barils isolants (grands)</td><td>Thermos</td><td>D600</td><td>/</td></tr><tr><td>Barils isolants (petits)</td><td>Polar Ware</td><td>250B</td><td>/</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD Life Technology Company (Shenzhen, Guangdong, Chine)</td><td>R510-22</td><td>/</td></tr><tr><td>Isopentane</td><td>MACKLIN</td><td>M813375</td><td>/</td></tr><tr><td>Laminin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L9393</td><td>1:1000</td></tr><tr><td>Azote liquide</td><td>Technologie Sinrro (Chengdu, Sichuan, Chine)</td><td>/</td><td>/</td></tr><tr><td>M.O.M kit</td><td>Vector Laboratories</td><td>BMK-2202</td><td></td></tr><tr><td>Souris&nbsp ;</td><td>&nbsp ; Dashuo Biological Technology Company (Chengdu, Sichuan, Chine)</td><td>5 semaines</td><td>/</td></tr><tr><td>support de montage</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>S2100</td><td>/</td></tr><tr><td>Nertral balsam</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>G8590</td><td>/</td></tr><tr><td>Pax7</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank&nbsp ;</td><td>Pax7</td><td>1:5</td></tr><tr><td>Pdgfra</td><td>R& D systems</td><td>AF1062</td><td>1:40</td></tr><tr><td>Sirus Red Staining Kit</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>G1472</td><td>/</td></tr><tr><td>Instruments chirurgicaux (pinces, ciseaux, porte-aiguilles, scalpel et suture)</td><td>Zhuoyue Medical Instrument (Suqian, Jiangsu, Chine)</td><td>/</td><td>/</td></tr><tr><td>Tissue-tek OCT</td><td>Sakura</td><td>4583</td><td>/</td></tr><tr><td>Triton</td><td>Shanghai Scigrace Biotech</td><td>ABIO-Biofroxx-0006A</td><td>/ </td></tr><tr><td>Zoletil</td><td>Virbac</td><td>Zoletil 50</td><td>/</td></tr></tbody></table>

lésion par congélation dans le muscle masséter de souris pour établir un modèle de fibrose musculaire orofaciale

Freezing Injury in Mouse Masseter Muscle to Establish an Orofacial Muscle Fibrosis Model

Le muscle orofacial constitue un sous-ensemble du tissu musculaire squelettique, avec une trajectoire évolutive distincte et une origine de développement. Contrairement aux muscles des membres dérivés du somite, les muscles orofaciaux proviennent des arcs branchiaux, avec des contributions exclusives de la crête neurale crânienne. Une étude récente a révélé que la régénération est également différente dans le groupe des muscles oro-faciaux. Cependant, le mécanisme réglementaire sous-jacent reste à découvrir. Les modèles actuels de régénération des muscles squelettiques se concentrent principalement sur les muscles des membres et du tronc. Dans ce protocole, la glace sèche a été utilisée pour induire des lésions de gel dans le muscle masséter de souris et le muscle tibial antérieur afin de créer un modèle de fibrose musculaire orofaciale. La dynamique temporelle des cellules satellites musculaires et des progéniteurs fibro-adipogènes était différente entre les deux muscles, entraînant une altération de la régénération des myofibres et un dépôt excessif de matrice extracellulaire. Avec l’aide de ce modèle, une étude plus approfondie de la régénération musculaire dans la zone orofaciale pourrait être menée afin de développer des approches thérapeutiques pour les patients atteints de maladies orofaciales.

La coloration de l’HE et du Sirius Red (figure 4 et figure supplémentaire S1) a révélé une régénération musculaire complète de l’AT dans ce modèle de congélation. En revanche, le SAM présentait une altération de la régénération des myofibres et un dépôt excessif de matrice extracellulaire. L’histologie des muscles MAS et TA intacts est illustrée sur la figure 4A, B, où les myofibres sont alignées et la zone fibr...

L’objectif de ce protocole est d’établir un modèle de fibrose musculaire orofaciale. La comparaison de l’histologie entre le masséter de souris et le muscle tibial antérieur après une blessure par congélation a confirmé la fibrose du muscle masséter. Ce modèle facilitera l’étude plus approfondie du mécanisme sous-jacent à la fibrose musculaire orofaciale.

Lésion par congélation dans le muscle masséter de souris pour établir un modèle de fibrose musculaire orofaciale

Orofacial muscle constitutes a subset of skeletal muscle tissue, with a distinct evolutionary trajectory and development origin. Unlike the somite-derived ...

Les études actuelles sur la régénération des muscles squelettiques se concentrent uniquement sur le membre et le muscle du tronc, laissant les caractéristiques et le mécanisme de la régénération des muscles orofaciaux largement inexplorés. Le but de cette recherche est de créer un modèle de souris plus facile et plus fiable pour faciliter une enquête plus approfondie sur la régénération musculaire dans la zone orofaciale. Les développements récents montrent que les muscles orofaciaux constituent un sous-ensemble unique du muscle squelettique avec une trajectoire évolutive distincte et une origine développementale.Ils présentent également des performances de régénération différentes par rapport à leurs homologues des membres. Une enquête plus approfondie sur la régénération du muscle orofacial est nécessaire pour comprendre le mécanisme sous-jacent à ces différences marquées. L’étude présente une méthode rapide et reproductible pour étudier la régénération des muscles oro-faciaux.Le processus de blessure à moitié gelé a pris 20 minutes, et le processus de récolte n’a pris que 10 minutes pour chaque souris, et les souris peuvent bien tolérer la blessure sans aucune altération de la locomotion. Étant donné que notre modèle permet une comparaison ultérieure entre le muscle masséter fibrotique et le muscle tibial antérieur entièrement régénéré du point de vue de la morphologie, de l’histologie et de la régulation moléculaire, il nous sert un pouvoir pour deux pour nous permettre d’approfondir le mécanisme sous-jacent. Nos recherches futures se concentreront sur les effets causaux parmi les altérations des cellules souches musculaires résidentes et des cellules de niche multiples, et développeront en conséquence des interventions sur le processus de fibrose musculaire orofaciale.

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JoVE Journal

Biology

Biologie

Différents modèles murins de l'occlusion de l'artère cérébrale moyenne (MCAO) sont largement utilisés dans les recherches sur le cerveau expérimentale. Ici, nous démontrons le modèle de transcrânienne OAMC distale permanente qui produit infarctus cortical cohérente d'une taille correspondant à des dommages imposée par la majorité des accidents ischémiques cérébraux humains.

Modélisation des maladies chez les souris: Coagulation permanente de l&#39;artère cérébrale moyenne distale

Nous présentons un protocole chirurgical détaillant comment effectuer une axotomie par coupure ou écrasement sur le nerf facial chez la souris. L’axotomie du nerf facial peut être utilisée pour étudier la réponse physiologique aux lésions nerveuses et tester des techniques thérapeutiques.

Visage axotomie des nerfs chez la souris: Un modèle pour étudier motoneurone réponse à une blessure

Ce protocole montre étape par étape les détails de la façon d’extraire la première molaire mandibulaire chez la souris. Il fournit une méthode alternative pour les chercheurs qui se concentrent sur la guérison et la régénération des os de la mâchoire.

L’établissement d’un modèle de guérison par voie d’extraction molaire mandibulaire murine

Ici, nous décrivons un protocole pour la création chirurgicale d’une lésion de perte musculaire volumétrique (VML) dans le masséter de rat, fournissant un modèle reproductible et accessible pour l’étude des lésions des muscles craniofaciaux et leur traitement à l’aide de biomatériaux tels que le nouvel hydrogel.

Modèle de rongeur de perte musculaire volumétrique masséter pour l’étude des matériaux de bio-ingénierie

Ici, nous présentons un protocole qui combine l’électroporation in vivo et la dénervation du muscle releveur crânien du long auris (LAL). Cette procédure permet d’étudier le rôle potentiel des protéines dérivées du muscle dans la régénération de la synapse neuromusculaire.

Combinaison d’électroporation in vivo et de réinnervation à court terme du muscle squelettique du muscle squelettique du muscle squelettique du releveur crânien de l’auris long

Ce protocole présente une méthode complète et efficace pour analyser la réparation de l’os mandibulaire. Nous décrivons une technique reproductible pour la fracture mandibulaire non stabilisée dans un modèle murin, permettant d’analyser le processus de réparation de l’os endochondral avec un minimum de lésions tissulaires et de perte osseuse.

Technique moins invasive pour la fracture mandibulaire non stabilisée dans des modèles murins

Les lésions de perte musculaire volumétrique (VML) dépassent la capacité de régénération endogène, entraînant des déficits fonctionnels permanents. Les recherches actuelles sur la VML se concentrent principalement sur les muscles des membres et du tronc. Pour étendre les études mécanistes de la VML aux muscles cranio-faciaux, cet article décrit une méthode in vivo d’évaluation longitudinale de la fonction du muscle masséter avant et après une lésion de la VML.

Évaluation fonctionnelle in vivo du muscle masséter du rat suite à la création chirurgicale d’une lésion de perte musculaire volumétrique (VML)

Modèles animaux orthotopique de cancer ovarien de reproduire la maladie humaine de mieux et donc améliorer notre compréhension de la progression du cancer et de la réponse tumorale au traitement. Un modèle de souris reçoit une injection intrabursal de la luciférase cellules tumorales exprimant l'ovaire. Le traitement est administré par gavage. La croissance tumorale est contrôlée...

L&#39;imagerie in vivo et des traitements thérapeutiques dans un modèle de souris orthotopique de cancer des ovaires

Basées sur la fluorescence de mesure de l&#39;entrée du calcium magasin fonctionnant dans des cellules vivantes: à partir de cellules cancéreuses en culture de fibre musculaire squelettique

Nous décrivons une méthode pour mesurer directement la force musculaire, la force musculaire, de la cinétique contractile et la fatigabilité des muscles squelettiques isolés dans...

Évaluation ex vivo de la contractilité, fatigabilité et isolées du Alternans muscles squelettiques

Découvrez un protocole de lésion par congélation pour étudier la régénération musculaire orofaciale chez la souris. Ce modèle compare la fibrose du muscle masséter à la régénération complète du muscle tibial antérieur.

Lésion par congélation dans le muscle masséter de souris pour établir un modèle de fibrose musculaire orofaciale

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