Name: Enregistrement de l’intégrité fonctionnelle de la barrière sur les cellules endothéliales vasculaires bEnd.3 via la détection de résistance électrique transendothéliale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-29T13:40:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Découvrez l'évaluation de l'intégrité de la barrière hémato-encéphalique par mesure de la résistance électrique transendothéliale sur les cellules bEnd.3. Cette méthode simple accélère le criblage de médicaments pour le système nerveux central.

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Nous apprécions le soutien financier de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82274207 et 82104533), du programme clé de recherche et de développement du Ningxia (2023BEG02012) et du projet de promotion de la recherche Xinglin Scholar de l’Université de Chengdu de MTC (XKTD2022013).

NOTE : Des cellules endothéliales dérivées du cerveau de souris.3 (bEnd.3) ont été inoculées dans les chambres d’une plaque à 24 puits pour construire un modèle in vitro simple de la BHE dans des conditions de milieu spécifiques. Les TEER des cellules normales et des cellules hypoxiques ont été mesurés à l’aide d’un TEER (Figure 1 et Figure 2).
1. Préparation de la solution
<ol><li>Préparer le milieu de culture cellulaire DMEM contenant du FBS (10 %, v/v), 100 U/mL de pénicilline et 10 mg/mL de streptomycine (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Préparer 100 mM de solution mère de CoCl2 en ajoutant 1,30 mg de CoCl2 à 100 μL de solution de DMSO. REMARQUE : Toutes les solutions ci-dessus ont été stockées à 4 °C et la solution mère a été diluée en fonction de la concentration souhaitée avant utilisation.</li>
	<li>Préparer une solution d’hypochlorite de sodium à 5 % (v/v) en ajoutant 2 mL de solution d’hypochlorite de sodium à 38 mL d’eau doublement distillée.</li>
</ol>2. Culture cellulaire et viabilité cellulaire
<ol><li>Semez 1 mL de cellules bEnd.3 dans une boîte de culture (100 mm) contenant un milieu DMEM à une densité de 1 x 106 cellules/mL et une culture à 37 °C dans une atmosphère humidifiée à 5 % de CO2. Changez le milieu tous les 2 à 3 jours et faites une sous-culture des cellules 2 fois par semaine.</li>
	<li>Une fois que les cellules bEnd.3 ont atteint 80 % de confluence, digérez les cellules avec 0,25 % de trypsine pendant 30 s.</li>
	<li>Faire une suspension de cellules bEnd.3 à une densité de 7 x 104 cellules/mL en utilisant un milieu DMEM à travers un compteur de cellules. Ensuite, semez 100 μL de suspension cellulaire bEnd.3 dans une plaque à 96 puits.</li>
	<li>Après l’adhésion cellulaire, nettoyer les cellules avec du PBS et cultiver les cellules avec 100 μL de milieu de culture ou de milieu contenant du médicament (100 μM, 200 μM, 300 μM, 400 μM, 500 μM CoCl2) pendant 24 h dans les mêmes conditions. Après avoir retiré le milieu à l’intérieur de la plaque du puits et l’avoir nettoyé avec du PBS, ajoutez 100 μL de solution CCK-8. REMARQUE : Ne générez pas de bulles dans le puits, ce qui affecterait les valeurs de densité optique (OD).</li>
	<li>Placer les plaques à 96 puits dans un environnement de 37 °C et incuber pendant 1 h. Mesurez l’absorbance des plaques à 96 puits à 450 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques. REMARQUE : Pour éviter les différences à l’intérieur d’un groupe, les plaques de puits ont été refroidies à température ambiante avant la détection.</li>
	<li>Calculer la viabilité cellulaire induite par différentes concentrations de CoCl2 selon la formule [ODDrug - OD Blank] / [ODControl-OD Blank] x 100%. Sélectionnez la concentration de CoCl2 avec une différence significative dans la réduction de la viabilité cellulaire par rapport au groupe témoin pour l’expérience suivante.</li>
</ol>3. Assemblage du modèle
<ol><li>Rincez la chambre supérieure des plaques à 24 puits avec du PBS. REMARQUE : Les cellules se sont développées et ont fusionné au fond de la chambre supérieure de la plaque à 24 puits, et des jonctions serrées entre les cellules se sont progressivement formées pour jouer un rôle de barrière. Si les cellules endothéliales utilisées dans certaines études ne sont pas en mesure de former une barrière complète sur les membranes PET de manière indépendante, il est nécessaire d’enduire les membranes d’une solution de collagène IV avant l’inoculation cellulaire.</li>
	<li>Mélanger les cellules bEnd.3 avec le milieu DMEM pour obtenir une suspension à une densité de 5 x 105 cellules/mL à l’aide d’un mélangeur vortex. Ensuite, semer 200 μL de suspension cellulaire bEnd.3 sur la membrane PET dans la chambre supérieure d’une plaque à 24 puits (0,33 cm2, 0,4 μm de taille de pore de membrane). REMARQUE : L’étude pilote de ce protocole n’a trouvé aucune différence dans les résultats lors de l’utilisation de 5 à 10 passages de cellules bEnd.3 pour les expériences. Pour vous assurer de la probabilité de réussite de la modélisation, veuillez vous référer à l’intervalle de numéro de cellule de ce protocole.</li>
	<li>Ajouter 1200 μL de milieu complet dans la chambre inférieure de la plaque pour s’assurer que la pression osmotique des chambres supérieure et inférieure tend à se stabiliser. Il existe des différences dans le volume de milieu ajouté selon le type ; Assurez-vous que le niveau de liquide des chambres supérieure et inférieure est affleurant.</li>
	<li>Changez le milieu de la chambre supérieure et de la chambre inférieure à une heure fixe tous les jours et surveillez la valeur de résistance en même temps.<ol><li>Lors du changement de milieu, l’intégrité de la couche cellulaire sera endommagée par un toucher artificiel ou un mouvement excessif. Pour éviter la situation ci-dessus, retirez lentement l’ancien milieu d’un côté avec une pipette à pression négative et ajoutez lentement un nouveau milieu le long de la paroi pendant l’échange de fluide.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Mesure de l’EER
<ol><li>Avant de commencer le travail, placez la résistance, la solution d’hypochlorite de sodium à 5 %, l’éthanol à 75 % et la solution d’eau distillée double dans une table ultra-propre. Allumez l’irradiation UV pendant 30 min pour éliminer les bactéries résiduelles et les agents pathogènes.</li>
	<li>Placer les électrodes dans une solution d’hypochlorite de sodium à 5 % en agitant lentement pendant 3 à 5 s, puis les immerger dans de l’éthanol à 75 % pendant 15 min. Enfin, transférez dans une solution de PBS ou d’eau distillée double jusqu’à utilisation.</li>
	<li>Allumez l’interrupteur situé à l’arrière du compteur de résistances de cellule, cliquez sur Sélectionner la plaque en fonction des paramètres du tableau 1, puis sélectionnez Plaque à 24 puits.</li>
	<li>En fonction des besoins de l’opération, sélectionnez la séquence de détection appropriée. Nous avons choisi la procédure A1 dans cette étude.</li>
	<li>Insérez une résistance kΩ dans la fiche droite pour calibrer l’instrument. Si le résultat de l’étalonnage est de 1000 ± 5 Ω, considérez que la précision de l’instrument est normale.<ol><li>Si le résultat de l’étalonnage n’est pas de 1000 Ω, cliquez sur Unités de mode sur l’interface principale pour sélectionner OHMS, puis cliquez sur Calibrer sur l’écran principal pour recalibrer l’instrument.</li>
	</ol></li>
	<li>Retirez la résistance kΩ sur le côté droit et remplacez l’électrode de mesure par un fil de connexion.</li>
	<li>Placez l’électrode dans la plaque à 24 puits sans ensemencer les cellules verticalement et cliquez sur Blank Handling (Manipulation des blancs ) sur l’écran principal de l’instrument. La valeur de fond de la résistance de la plaque sans cellules ensemencées est d’environ 134,4 Ω.</li>
	<li>Insérez les deux électrodes dans les chambres supérieure et inférieure de la plaque ensemencée avec des cellules de manière à ce que la couche de cellules se trouve entre elles, puis enregistrez la valeur de résistance en appuyant doucement sur la pédale.<ol><li>Assurez-vous que l’électrode ne touche pas les cellules de la chambre supérieure et du fond de la chambre inférieure. Le temps de trempage de l’électrode dans la solution n’a aucun effet sur la valeur de la résistance et il suffit de s’assurer que l’électrode est dans la bonne position.</li>
	</ol></li>
	<li>Obtenir les valeurs TEER (Ωcm2) en multipliant les valeurs de résistance électrique (ohms) par la surface inférieure (cm2) de la chambre supérieure, comme dans l’équation : TEER (Ωcm2) = Résistance (Ω)x insert S (cm 2)</li>
	<li>Tracez un tracé linéaire de TEER-Temps (en jours). Lorsque la valeur de la résistance n’augmente pas avec le temps (mesurée en jours), considérez que la cellule formée est une barrière. NOTW : Le modèle monocouche de BHE des cellules bEnd.3 sera construit avec succès en cultivant des cellules bEND.3 avec les paramètres de cette étude pendant environ 6 jours. Le TEER du modèle monocouche de cellules bEnd.3 variait de 16,49 ± 2,12 Ωcm2 à 27,59 ± 1,50 Ωcm2 en 6 jours (n = 8, ± écart-type moyen).</li>
</ol>5. Destruction des barrières et analyse statistique
<ol><li>Selon la courbe TEER - temps, sélectionnez les puits avec fonction barrière et divisez-les en groupe témoin et groupe CoCl2 (n = 4).</li>
	<li>Ajouter le milieu de culture et le milieu de culture contenant 300 μM de CoCl2 (200 μL) dans la chambre supérieure du groupe témoin et du groupe CoCl2 , respectivement.</li>
	<li>Détecter les valeurs de résistance des groupes témoin et CoCl2 à 12 h et 24 h d’incubation à 37 °C en suivant la procédure décrite à l’étape 4.</li>
	<li>Utiliser un logiciel commercial pour cartographier la tendance des valeurs TEER de la barrière de cellules cultivées avec ou sans 300 μM de CoCl2.</li>
	<li>Utiliser un logiciel d’analyse statistique pour analyser la différence de valeurs de résistance entre les cellules traitées au CoCl2 et les cellules normales (n=4, *p<0,05, **p<0,01, ***p<0,001).</li>
</ol>

Mesure de la résistance transendothéliale pour évaluer l’intégrité de la barrière cellulaire

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<li>Sivandzade, F., Cucullo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In-vitro+blood-brain+barrier+modeling%3A+A+review+of+modern+and+fast-advancing+technologies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">In-vitro blood-brain barrier modeling: A review of modern and fast-advancing technologies.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 38 (10), 1667-1681 (2018).</li>
<li>Galla, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monocultures+of+primary+porcine+brain+capillary+endothelial+cells%3A+Still+a+functional+in+vitro+model+for+the+blood-brain-barrier%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Monocultures of primary porcine brain capillary endothelial cells: Still a functional in vitro model for the blood-brain-barrier.</a> J Control Release. 285, 172-177 (2018).</li>
<li>Srinivasan, B., Kolli, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transepithelial%2Ftransendothelial+electrical+resistance+%28TEER%29+to+measure+the+integrity+of+blood-brain+barrier%5BTitle%5D)+AND+%22Blood-Brain+Barrier%22%5BJournal%5D)">Transepithelial/transendothelial electrical resistance (TEER) to measure the integrity of blood-brain barrier.</a> Blood-Brain Barrier. 142, 99-114 (2019).</li>
<li>Liang, Y., Yoon, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+sensors+for+blood-brain+barrier+%28BBB%29+on+a+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Sens+Actuators+Rep%22%5BJournal%5D)">In situ sensors for blood-brain barrier (BBB) on a chip.</a> Sens Actuators Rep. 3, 100031(2021).</li>
<li>Ozgür, B., Helms, H. C. C., Tornabene, E., Brodin, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia+increases+expression+of+selected+blood-brain+barrier+transporters+GLUT-1%2C+P-gp%2C+SLC7A5+and+TFRC%2C+while+maintaining+barrier+integrity%2C+in+brain+capillary+endothelial+monolayers%5BTitle%5D)+AND+%22Fluids+Barriers+CNS%22%5BJournal%5D)">Hypoxia increases expression of selected blood-brain barrier transporters GLUT-1, P-gp, SLC7A5 and TFRC, while maintaining barrier integrity, in brain capillary endothelial monolayers.</a> Fluids Barriers CNS. 19 (1), (2022).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’un des organes corporels les plus développés, le cerveau contrôle un large éventail de processus physiologiques complexes, notamment la mémoire, la cognition, l’ouïe, l’odorat etle mouvement. Le cerveau est à la fois l’un des organes les plus compliqués et les plus malades du corps humain. L’apparition de nombreux troubles du système nerveux central montre une tendance croissante d’année en année en raison de facteurs tels que la pollution de l’air, les habitudes alimentaires irrégulières et d’a...

La BHE est une interface biologique unique entre la circulation sanguine et le tissu nerveux, qui est composée de cellules endothéliales vasculaires, de péricytes, d’astrocytes, de neurones et d’autres structures cellulaires1. Le flux d’ions, de produits chimiques et de cellules entre le sang et le cerveau est strictement régulé par cette barrière. Cette homéostasie protège les tissus nerveux contre les toxines et les agents pathogènes tout en permettant le bon fonctionnement des nerfs du cerveau 2,3. Le maintien de l’intégrité de la BHE peut prévenir efficacement le développement et la progression de troubles affectant le système nerveux central, tels que le dysfonctionnement neuronal, l’œdème et la neuroinflammation4. Cependant, les propriétés physiologiques uniques de la BHE empêchent plus de 98 % des médicaments à petites molécules et 100 % des produits pharmaceutiques macromoléculaires de pénétrer dans le système nerveux central5. Par conséquent, il est essentiel d’augmenter la pénétration des médicaments à travers la BHE pendant le développement des médicaments pour le système nerveux central afin d’atteindre l’efficacité thérapeutique 6,7. Même si le criblage des substrats par simulation informatique a considérablement augmenté la probabilité que les candidats-médicaments franchissent la BHE, des modèles de BHE in vitro/in vivo fiables et abordables sont encore nécessaires pour répondre aux besoins de la recherche scientifique8.
Une technique rapide et abordable pour le criblage de médicaments à haut débit est le modèle9 in vitro. Pour faire la lumière sur les processus fondamentaux des effets des médicaments sur la fonction de la BHE et leur rôle dans le développement et la progression de la maladie, une série de modèles de BHE in vitro simplifiés a été créée. À l’heure actuelle, les modèles de BHE in vitro courants sont les modèles monocouches, de coculture, dynamiques et microfluidiques 10,11,12, construits par des cellules endothéliales vasculaires et des astrocytes, des péricytes ou des microglies 13,14. Bien que les cultures cellulaires 3D soient plus conformes à la structure physiologique de la BHE15, leur application en tant que moyen de criblage de médicaments pour la BHE est encore limitée par leur conception complexe et leur reproductibilité médiocre. En revanche, le modèle in vitro monocouche est celui qui est le plus fréquemment utilisé pour la recherche sur la BHE et est applicable pour déterminer l’expression des transporteurs membranaires et des protéines à jonction serrée dans des cellules particulières.
La mesure de la résistance électrique transmembranaire (TEER) est une technique permettant d’évaluer et de surveiller la couche de cellules à travers la résistance et d’évaluer l’intégrité cellulaire et la perméabilité de la barrière. En insérant simultanément deux électrodes dans le milieu de culture ou la solution tampon de part et d’autre de la monocouche, il est possible de mesurer le courant alternatif ou l’impédance électrique à travers la couche compacte de la cellule16,17. Afin de déterminer si le modèle de la BHE in vitro a été correctement créé, la mesure de l’ETER sera généralement utilisée comme étalon-or18. D’autre part, la tendance de l’action des médicaments sur la perméabilité de la BHE peut être prédite avec précision en mesurant le changement de résistance électrique de la couche cellulaire après l’implication du médicament19. Par exemple, Feng et al. ont découvert que le catalpol (le principal monomère actif de rehmanniae) pouvait effectivement inverser la régulation négative induite par les lipopolysaccharides des protéines à jonction serrée dans la BHE et augmenter la valeur TEER de la couche20 de cellules endothéliales du cerveau de souris.
La réponse neuro-inflammatoire est généralement la principale cause du déséquilibre de l’homéostasie de la BHE21. Le traitement hypoxique pour induire des lésions neuro-inflammatoires est la principale méthode pour détruire la barrière hémato-encéphalique, comprenant principalement des méthodes physiques et des méthodes de réactifs chimiques. Le premier utilise principalement un incubateur à trois gaz pour faire varier la teneur en oxygène dans l’environnement de croissance cellulaire afin de simuler des conditions hypoxiques22, tandis que le second est obtenu en introduisant artificiellement des réactifs désoxy tels que CoCl2 dans le milieu de culture cellulaire23. Les cellules resteront dans un état désoxygéné si le Fe2+ est substitué au Co2+ dans l’hème. Si le Fe2+ est substitué au Co2+ dans le groupe catalytique, l’activité de la proline hydroxylase et de l’aspartate hydroxylase sera inhibée, ce qui entraînera une accumulation de facteur 1α inductible par l’hypoxie (HIF-1α)24. En cas d’hypoxie persistante, la déphosphorylation de HIF-1α dans le cytoplasme déclenche la mort cellulaire et active le facteur de croissance de l’endothélium vasculaire, ce qui augmente finalement la perméabilité vasculaire. Dans des études antérieures25,26, il a été bien démontré que l’hypoxie peut réduire considérablement l’expression des protéines de jonction serrée endothéliale pour augmenter la perméabilité de la BHE. Dans cette étude, la courbe de résistance temporelle des cellules bEnd.3 ensemencées dans des plaques à 24 puits a été mesurée afin de créer un modèle BHE simple. À l’aide de ce modèle, nous avons caractérisé les changements dans le TEER cellulaire après l’intervention de CoCl2 afin de construire un modèle cellulaire qui peut être utilisé pour cribler les médicaments pour la protection contre la BHE.

<table><tbody><tr><td>Plaque transwell 24 puits</td><td>Corning (Corning 3470, 0,33 cm2, 0,4 & micro ; m)</td><td>10522023</td><td></td></tr><tr><td>75 % d’éthanol</td><td>ChengDu Chron Chemicals Co,. Ltd</td><td>2023052901</td><td></td></tr><tr><td>plaque à 96 puits</td><td>Guangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd</td><td>220412-078-B</td><td></td></tr><tr><td>bEnd.3 cellules</td><td>Hunan Fenghui Biotechnology Co., Ltd</td><td>CL0049</td><td></td></tr><tr><td>Kit de comptage cellulaire-8 (CCK-8)</td><td>Boster Biological Technology Co., Ltd</td><td>BG0025</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de culture cellulaire (100mm)</td><td>Zhejiang Sorfa Life Science Research Co., Ltd</td><td>1192022</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de cobalt (CoCl2)</td><td>Sigma</td><td>15862</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Boster Biological Technology Co., Ltd</td><td>PYG0040</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco’s modified eagle medium (1x)</td><td>Gibco ThermoFisher Scientific</td><td>8121587</td><td></td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin</td><td>Gibco ThermoFisher Scientific</td><td>2166090RP</td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism software</td><td>Logiciel GraphPad</td><td>9.0.0(121)</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel (Contient du collagène IV)</td><td>MedChemexpress</td><td>HY-K6002</td><td></td></tr><tr><td>Lecteur de microplaques</td><td>Dispositifs moléculaires</td><td>SpectraMax iD5</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel OriginPro 8 OriginLab</td><td>Corporation</td><td>v8.0724(B724)</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline-Streptomycine (100x)</td><td>Boster Biological Technology Co., Ltd</td><td>17C18B16</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate (PBS, 1x)</td><td>Gibco ThermoFisher Scientific</td><td>8120485</td><td></td></tr><tr><td>Hypochlorite de sodium</td><td>ChengDu Chron Chemicals Co,. Ltd</td><td>2022091501</td><td></td></tr><tr><td>Résistimètre transmembranaire</td><td>World Precision Instruments LLC</td><td>VOM3 (version 1.6)</td><td></td></tr></tbody></table>

enregistrement de l’intégrité fonctionnelle de la barrière sur les cellules endothéliales vasculaires bend.3 via la détection de résistance électrique transendothéliale

Barrier Functional Integrity Recording on bEnd.3 Vascular Endothelial Cells via Transendothelial Electrical Resistance Detection

La barrière hémato-encéphalique (BHE) est une structure physiologique dynamique composée de cellules endothéliales microvasculaires, d’astrocytes et de péricytes. En coordonnant l’interaction entre le transit restreint des substances nocives, l’absorption des nutriments et la clairance des métabolites dans le cerveau, la BHE est essentielle à la préservation de l’homéostasie du système nerveux central. La construction de modèles in vitro de la BHE est un outil précieux pour explorer la physiopathologie des troubles neurologiques et créer des traitements pharmacologiques. Cette étude décrit une procédure de création d’un modèle de cellules monocouches de BHE in vitro en ensemencant des cellules bEnd.3 dans la chambre supérieure d’une plaque à 24 puits. Pour évaluer l’intégrité de la fonction de barrière cellulaire, le voltmètre de cellules épithéliales conventionnel a été utilisé pour enregistrer en temps réel la résistance électrique transmembranaire des cellules normales et des cellules hypoxiques induites par la CoCl2. Nous prévoyons que les expériences ci-dessus fourniront des idées efficaces pour la création de modèles in vitro de BHE et de médicaments pour traiter les troubles des maladies du système nerveux central.

Ce protocole a permis d’enregistrer les changements dans les valeurs de résistance des cellules en fonction des paramètres définis dans le compteur de résistance transendothéliale. La viabilité des cellules bEnd.3 (nombre de cellules vivantes) traitées avec différentes concentrations de CoCl2 a été examinée par le test CCK-8. Des dommages cellulaires plus importants produits par CoCl2 étaient représentés par une viabilité cellulaire plus faible. Nous avons constaté que 300 μM de CoCl2 éta...

Ce protocole décrit un modèle in vitro fiable et efficace de la barrière hémato-encéphalique. La méthode utilise des cellules endothéliales vasculaires cérébrales de souris bEnd.3 et mesure la résistance électrique transmembranaire.

Enregistrement de l’intégrité fonctionnelle de la barrière sur les cellules endothéliales vasculaires bEnd.3 via la détection de résistance électrique transendothéliale

The blood-brain barrier (BBB) is a dynamic physiological structure composed of microvascular endothelial cells, astrocytes, and pericytes. By coordinating ...

Les études actuelles utilisent généralement des tests de perméabilité et l’expression des protéines associées pour vérifier l’exactitude de la détection TEER. Le modèle de la BHE des cellules monocouches en vertu est moins efficace pour le criblage de médicaments, et l’utilisation d’un plus grand nombre de cellules rend plus difficile la construction du modèle. Le protocole de cette étude est relativement simple, car la procédure non invasive permet d’utiliser les échantillons de cellules dans d’autres expériences après la détection TEER.La détection de TEER pour évaluer la perméabilité des modèles cellulaires peut accélérer le criblage de médicaments pour le traitement et la prévention du système nerveux central afin d’augmenter le taux de réussite du développement de nouveaux médicaments. À l’avenir, nous détecterons l’expression de la protéine de jonction serrée dans les cellules du compartiment supérieur de la paroi thoracique afin de vérifier que les résultats des tests TEER peuvent représenter efficacement l’intégrité de la fonction barrière de la BHE.

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Une technique basée Impédance électrique en temps réel pour mesurer Invasion de monocouche de cellules endothéliales par les cellules cancéreuses

Cette vidéo présente une méthode d’évaluation de la résistance électrique transendothéliale (TEER) dans les cellules endothéliales microvasculaires du cerveau de souris in vitro. Une valeur TEER élevée indique des jonctions de cellules endothéliales intactes, tandis que l’ajout de cellules T activées abaisse la valeur TEER, reflétant une perturbation de la barrière jonctionnelle.

Évaluation de la résistance électrique transendothéliale dans un modèle in vitro de barrière hémato-encéphalique

Le transistor électrochimique organique est intégré avec des cellules vivantes et utilisé pour contrôler le flux d'ions à travers la barrière épithéliale gastro-intestinal. Dans cette étude, une augmentation du flux d'ions, lié à la perturbation des jonctions serrées, induite par la présence du chélateur de calcium EGTA (ethylene glycol-bis (éther bêta-amino-éthyl)-N, N, N ', acétique N'-tétra acide), est mesurée.

Détection de perturbation des tissus barrière avec un transistor électrochimique organique

Ce protocole d'évaluations Cell-substrat électrique impédance de détection, un procédé pour enregistrer et analyser le spectre de cellules adhérentes d'impédance pour la quantification de la fixation cellulaire, la prolifération, la motilité et la réponse cellulaire aux stimuli pharmacologiques et toxiques. La détection de la perméabilité endothéliale et l'évaluation des contacts cellule-cellule et cellule-substrat sont mis en évidence.

Électrique Cell-substrat Impedance Sensing pour la quantification de la prolifération endothéliale, de la fonction barrière, et la motilité

Ici, nous décrivons un modèle murin in vitro de la barrière hémato-encéphalique qui utilise la spectroscopie cellulaire d’impédance, en mettant l’accent sur les conséquences sur l’intégrité et la perméabilité des cellules endothéliales lors de l’interaction avec les cellules T activées.

Un<em&gt; In vitro</em&gt; Modèle de la barrière hémato-encéphalique utilisant la spectroscopie d&#39;impédance: un regard sur T Cell-endothélial cellulaire Interaction

Cette publication décrit la fabrication d’un dispositif d’orgue-on-chip avec électrodes intégrées pour la quantification directe de résistance électrique transendothéliale (TEER). Pour la validation, la barrière hémato - encéphalique a été imitée à l’intérieur de ce dispositif microfluidique et sa fonction de barrière a été suivie. Les méthodes présentées pour l’intégration de l’électrode et quantification directe de TEER sont généralement applicables.

Fabrication et Validation d’un système d’orgue-on-chip avec électrodes intégrées à quantifier directement transendothéliale résistance électrique

Ici, nous démontrons comment mettre en place un volt-amperemètre bon marché avec la fréquence de sortie programmable qui peut être utilisé avec des électrodes de baguette disponibles dans le commerce pour les mesures de résistance électrique transépithéliale/endothéliale.

Une approche simple pour effectuer des mesures TEER à l'aide d'une Volt-Amperemètre auto-faite avec fréquence de sortie programmable

Ce protocole illustre un test in vitro de transcytose des cellules endothéliales comme modèle pour évaluer la perméabilité interne de la barrière hémato-rétinienne en mesurant la capacité des cellules endothéliales microvasculaires rétiniennes humaines à transporter la peroxydase de raifort à travers les cellules dans les processus de transport transcellulaire médiés par les cavéoles.

Essai de transcytose cellulaire endothéliale comme modèle in vitro pour évaluer la perméabilité interne de la barrière hémato-rétinienne

Nous démontrons ici la technique d’utilisation de biocapteurs basés sur l’impédance : ECIS et cellZscope, pour mesurer la force de la barrière endothéliale cérébrale. Nous détaillons la préparation et la technique d’ajout de divers stimuli à un modèle in vitro de l’endothélium cérébral. Nous mesurons, enregistrons et donnons une analyse représentative des résultats.

Mesure des changements dans l’intégrité de la barrière endothéliale cérébrale à l’aide de deux biocapteurs basés sur l’impédance en réponse aux cellules cancéreuses et aux cytokines

Nous présentons une méthode pour collecter des signaux electrocorticographic des fins de recherche de l'homme qui sont en cours de surveillance d'épilepsie invasive. Nous montrons comment utiliser la plate-forme BCI2000 logiciels pour la collecte des données, traitement du signal et la présentation du stimulus. Plus précisément, nous démontrons Sigfried, un outil basé sur BCI2000 en temps réel la cartographie fonctionnelle du cerveau.

Enregistrement de l&#39;homme (Electrocorticographic ECoG) Signaux pour la recherche neuroscientifique et en temps réel la cartographie fonctionnelle corticale

Découvrez l'évaluation de l'intégrité de la barrière hémato-encéphalique par mesure de la résistance électrique transendothéliale sur les cellules bEnd.3. Cette méthode simple accélère le criblage de médicaments pour le système nerveux central.

Enregistrement de l’intégrité fonctionnelle de la barrière sur les cellules endothéliales vasculaires bEnd.3 via la détection de résistance électrique transendothéliale (Vidéo) | JoVE Journal

Enregistrement de l’intégrité fonctionnelle de la barrière sur les cellules endothéliales vasculaires bEnd.3 via la détection de résistance électrique transendothéliale

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