Name: Capture de l’agitation basée sur le cytosquelette du noyau de l’ovocyte de souris à travers les échelles spatiales (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-01-12T13:50:00.000+00:00
Duration: 5 min 43 s
Description: Découvrez comment capturer l'agitation nucléaire basée sur le cytosquelette dans les ovocytes de souris à l'aide d'imagerie avancée. Cette méthode révèle la transmission des forces mécaniques et leur impact sur la biologie reproductive.

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A.A.J. et M.A. ont co-écrit le manuscrit et tous les co-auteurs ont commenté le manuscrit. M. A. est soutenu par le CNRS et le Projet Fondation ARC (PJA2022070005322).A.A.J. est soutenu par la Fondation des Treilles, le Fonds Saint-Michel et la Fondation du Collège de France.

Impact du cytosquelette sur la forme nucléaire et la dynamique des condensats dans les ovocytes de souris

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<li>Lyon, A. S., Peeples, W. B., Rosen, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+framework+for+understanding+the+functions+of+biomolecular+condensates+across+scales%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev.+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">A framework for understanding the functions of biomolecular condensates across scales.</a> Nat Rev. Mol Cell Biol. 22 (3), 215-235 (2021).</li>
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<li>Barutcu, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+mapping+of+nuclear+domain-associated+transcripts+reveals+speckles+and+lamina+as+hubs+of+functionally+distinct+retained+introns%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell%22%5BJournal%5D)">Systematic mapping of nuclear domain-associated transcripts reveals speckles and lamina as hubs of functionally distinct retained introns.</a> Mol Cell. 82 (5), 1035-1052.e9 (2022).</li>
<li>Guo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+the+stochastic%2C+motor-driven+properties+of+the+cytoplasm+using+force+spectrum+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Probing the stochastic, motor-driven properties of the cytoplasm using force spectrum microscopy.</a> Cell. 158 (4), 822-832 (2014).</li>
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<li>Reis, A., Chang, H. Y., Levasseur, M., Jones, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((APCcdh1+activity+in+mouse+oocytes+prevents+entry+into+the+first+meiotic+division%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">APCcdh1 activity in mouse oocytes prevents entry into the first meiotic division.</a> Nat Cell Biol. 8 (5), 539-540 (2006).</li>
<li>El-Hayek, S., Clarke, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+oocyte+growth+and+development+by+intercellular+communication+within+the+follicular+niche%5BTitle%5D)+AND+%22Results+Probl+Cell+Differ%22%5BJournal%5D)">Control of oocyte growth and development by intercellular communication within the follicular niche.</a> Results Probl Cell Differ. 58, 191-224 (2016).</li>
<li>Dumont, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+centriole-+and+RanGTP-independent+spindle+assembly+pathway+in+meiosis+I+of+vertebrate+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">A centriole- and RanGTP-independent spindle assembly pathway in meiosis I of vertebrate oocytes.</a> J Cell Biol. 176 (3), 295-305 (2007).</li>
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<li>Lafontaine, D. L. J., Riback, J. A., Bascetin, R., Brangwynne, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+nucleolus+as+a+multiphase+liquid+condensate%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev.+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The nucleolus as a multiphase liquid condensate.</a> Nat Rev. Mol Cell Biol. 22 (3), 165-182 (2021).</li>
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</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Les étapes clés de ce protocole comprennent une micro-injection appropriée d’ovocytes sans affecter leur survie ou leur fonction normale 9,10,11, ainsi que la micro-injection de quantités prédéfinies d’ARNc qui permettraient une visualisation correcte des structures pertinentes, comme les taches nucléaires.
Établir le lien entre la dynamique cytoplasmique et la dynamique (intra)nucléaire est essentiel pour étudier comment le cytosquelette agite le noyau ou son intérieur. Ce protocole, avec de légères modifications, permet de le faire en corrélant les intensités d’agitation cytoplasmique à la dynamique des gouttelettes nucléaires YFP-Rango ou SRSF2-GFP (comme dans11). Pour continuer, les ovocytes doivent d’abord être filmés pendant 120 s en mode fond clair pour capturer l’agitation cytoplasmique, avant d’être immédiatement filmés pendant 120 s avec un laser de 491 nm pour capturer le contour nucléaire ou la dynamique des gouttelettes. Dans le cas de gouttelettes nucléaires SRSF2-GFP, la corrélation peut simplement être évaluée en comparant leurs coefficients de diffusion effectifs (voir étape 7 de ce protocole) aux valeurs d’intensité maximale inversée de l’agitation cytoplasmique obtenues à l’aide d’analyses de corrélation d’images (voir étape 4 de ce protocole). Un autre point important est la taille des condensats choisis pour l’analyse des fluctuations de surface des gouttelettes. Des gouttelettes d’un diamètre similaire doivent être sélectionnées pour les analyses comparatives afin d’éviter les biais, car la taille module l’intensité des fluctuations de surface.
Il existe certaines limites pour ce protocole. Les analyses des fluctuations du contour nucléaire reposent sur une coloration intranucléaire complète, telle que YFP-Rango ou NLS-GFP. Pour les analyses sur les chatoiements nucléaires, la micro-injection de quantités excessives d’ARNc SRSF2-GFP peut entraîner des altérations apparentes des propriétés de séparation de phase de ce marqueur de condensat (figure 3C), comme d’autres l’ont déjà examiné26. Il est donc essentiel de vérifier que les profils d’expression des protéines exogènes sont comparables aux profils endogènes. De plus, les gouttelettes relativement petites (rayon de <2 μm) doivent être exclues des pipelines d’analyse des fluctuations de surface en raison des limites de la résolution spatiale avec les outils définis ici. Ce problème de résolution peut généralement être résolu par l’utilisation de microscopes plus résolutifs qui, par exemple, pourraient être nécessaires pour sonder les fluctuations de surface de condensats plus petits dans le noyau de l’ovocyte ou dans le noyau nettement plus petit des cellules somatiques.
Dans l’ensemble, ce protocole permet de capturer l’agitation du noyau de l’ovocyte de souris à travers les échelles à base d’actine et de cytosquelette des microtubules. Plus précisément, il permet de documenter la mobilisation du cytoplasme basée sur le cytosquelette, les fluctuations du contour nucléaire, ainsi que les déplacements de chatoiement nucléaire de type liquide et les fluctuations de surface. Bien que certaines études sur d’autres types de cellules abordent certaines de ces questions 38,39,40 via des protocoles distincts de complexité variable à des échelles spatiales individuelles, ce protocole simple fournit pour la première fois les outils nécessaires pour aborder la dynamique cellulaire mentionnée à plusieurs échelles dans un seul pipeline de travail. De plus, les données générées par cette approche, lorsqu’elles sont complétées par une modélisation biophysique comme en10,11, permettent une évaluation peu invasive de : i) changements dans la mécanique nucléaire10 ; ii) la transmission des forces actives basées sur le cytosquelette dans le cytoplasme aux condensats du noyau11 ; et iii) la dissipation de cette énergie active à travers différents compartiments cellulaires10,11. Il est important de noter que ce protocole est polyvalent, car il peut être adapté non seulement à d’autres condensats nucléaires comme le nucléole23, mais aussi à d’autres types de cellules comme les cellules cancéreuses, où des changements dans les comportements du cytosquelette et des condensats nucléaires ont été documentés 17,41.

Le positionnement nucléaire est essentiel pour de multiples fonctions cellulaires et développementales 1,2,3,4,5. Les cellules germinales femelles de mammifères appelées ovocytes remodèlent leur cytoplasme pour positionner le noyau au centre de la cellule malgré une division asymétrique de la taille, qui repose sur un décentrage chromosomique ultérieur6 (Figure 1). Ce centrage du noyau prédit le développement réussi des ovocytes chez la souris et l’homme 7,8, et donc leur potentiel embryogénique (Figure 1).
Le remodelage cytoplasmique dans les ovocytes de souris est principalement piloté par le cytosquelette d’actomyosine9 (Figure 2). Son activité génère des forces mécaniques qui agitent, repositionnent et pénètrent dans le noyau10 (Figure 2). Par conséquent, cette transmission de force cytoplasmique-nucléoplasmique ajuste la dynamique des organites de traitement de l’ARN messager nucléaire appelés moucheturesnucléaires 11, l’un des nombreux organites sans membrane dans le noyau connus sous le nom de condensats biomoléculaires 12,13,14,15,16 (Figure 2).
L’imagerie en direct a été décisive pour déchiffrer les implications fonctionnelles de l’agitation nucléaire. Des films de migration nucléaire sur des heures, ainsi que des films à haute résolution temporelle du maillage d’actine et du cytoplasme massif, ont largement contribué à l’élaboration d’un modèle théorique de positionnement nucléaire, reliant différentes échelles de temps9. De plus, des films à haute résolution temporelle du cytoplasme, du contour nucléaire et des composants nucléaires tels que la chromatine et les condensats nucléaires, ont mis en évidence le rôle de l’agitation du noyau basée sur le cytosquelette sur le traitement de l’ARN et l’expression des gènes dans les ovocytes de souris, reliant différentes échelles spatio-temporelles au sein de la cellule10,11. Dans l’ensemble, une telle approche de croisement d’échelle basée sur l’imagerie en direct a fourni la première justification reliant l’agitation cytosquelettique du noyau au succès du développement des ovocytes.
Le protocole fournit le pipeline d’imagerie et d’analyse d’images utilisé pour étudier la transmission des forces cytoplasmiques (générées principalement par l’actine F et en partie par les microtubules) au noyau et à ses composants internes dans les ovocytes de souris. Le résultat de ces expériences est de capturer le continuum des forces à travers les échelles spatiales, du cytosquelette dans le cytoplasme à l’intérieur du nucléaire via des films à haute résolution temporelle comme le montrent deux études récentes10,11, qui ont établi le lien entre les mouvements actifs cytoplasmiques, les fluctuations du contour nucléaire, ainsi que le mouvement et les fluctuations de surface d’un seul type de condensats biomoléculaires nucléaires : mouchetures nucléaires. La même approche peut être appliquée à d’autres systèmes modèles où les forces cytoplasmiques sont censées changer, comme dans le contexte des cellules cancéreuses malignes17.

<table><tbody><tr><td>Albumine sérique bovine (BSA)</td><td>Sigma&nbsp ;</td><td>A3311</td><td></td></tr><tr><td>CSU-X1-M1 Disque rotatif</td><td>Yokogawa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMI6000B microscope&nbsp ;</td>Micro-injecteur <td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Femtojet</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiji</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roue à filtres</td><td>Sutter Instruments Roper Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluorodish</td><td>World Precision Instruments</td><td>FD35-100</td><td></td></tr><tr><td>Metamorph software&nbsp ;</td><td>Imagerie universelle,&nbsp ;</td><td></td><td>version 7.7.9.0</td></tr><tr><td>Huile minérale</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M8410-1L</td><td></td></tr><tr><td>NanoDrop 2000&nbsp ;</td><td>Souris Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>OF1 et C57BL/6</td><td>Charles River Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Poly(A) Kit de résidus&nbsp ;</td>Caméra CCD <td>Thermo Fisher</td><td>AM1350</td><td></td></tr><tr><td>Retiga 3</td><td>QImaging</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RNAeasy kit&nbsp ;</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td></td></tr><tr><td>SC35</td> anticorps <td>Abcam</td><td>ab11826</td><td>Anticorps anti-chatoiement nucléaire ; souris IgG1 anti-SRSF2/SC35 (1:400)</td></tr><tr><td>SRSF2-GFP plasmide&nbsp ;</td><td>&nbsp ; OriGene Technologies</td><td>MG202528</td><td>Micropipette NM_011358</td></tr><tr><td>Stripper</td><td>&nbsp ; XLAB Solutions</td><td></td><td>spécialisées pour le prélèvement d’ovocytes</td></tr><tr><td>T3 mMessage mMachine</td><td>Thermo Fisher</td><td>AM1384&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>T7 mMessage mMachine&nbsp ;</td><td>Thermo Fisher</td><td>AM13344</td><td></td></tr><tr><td>Chambre thermostatique</td><td>Life Imaging Service</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Windows Excel</td><td>Windows</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

capture de l’agitation basée sur le cytosquelette du noyau de l’ovocyte de souris à travers les échelles spatiales

Capturing Cytoskeleton-Based Agitation of the Mouse Oocyte Nucleus Across Spatial Scales

Un défi majeur pour comprendre les causes de l’infertilité féminine est d’élucider les mécanismes régissant le développement des cellules germinales féminines, appelées ovocytes. Leur développement est marqué par la croissance cellulaire et les divisions ultérieures, deux phases critiques qui préparent l’ovocyte à la fusion avec le spermatozoïde pour initier l’embryogenèse. Au cours de la croissance, les ovocytes réorganisent leur cytoplasme pour positionner le noyau au centre de la cellule, un événement prédictif du développement réussi des ovocytes chez la souris et l’homme et, par conséquent, de leur potentiel embryogénique. Chez les ovocytes de souris, il a été démontré que cette réorganisation cytoplasmique est entraînée par le cytosquelette, dont l’activité génère des forces mécaniques qui agitent, repositionnent et pénètrent dans le noyau. Par conséquent, cette transmission de force cytoplasmique-nucléoplasmique ajuste la dynamique des organites de traitement de l’ARN nucléaire connus sous le nom de condensats biomoléculaires. Ce protocole fournit un cadre expérimental pour documenter, avec une haute résolution temporelle, l’impact du cytosquelette sur le noyau à travers les échelles spatiales dans les ovocytes de souris. Il détaille les étapes et les outils d’imagerie et d’analyse d’images nécessaires pour évaluer i) l’activité cytosquelettique dans le cytoplasme de l’ovocyte, ii) l’agitation du noyau ovocytaire par le cytosquelette, et iii) ses effets sur la dynamique biomoléculaire des condensats dans le nucléoplasme de l’ovocyte. Au-delà de la biologie des ovocytes, les méthodes élaborées ici peuvent être adaptées pour être utilisées dans les cellules somatiques afin d’aborder de la même manière l’ajustement de la dynamique nucléaire basé sur le cytosquelette à toutes les échelles.

Les panneaux d’images de la figure 3 montrent des exemples d’ovocytes adultes typiques (figure 3A), le nucléoplasme d’un ovocyte adulte exprimant YFP-Rango (figure 3B), le nucléoplasme d’un ovocyte adulte exprimant une valeur correcte (panneau de gauche ; Figure 3C) ou un excessif (panneau de droite ; Figure 3C) dose d’ARNc SRSF2-GFP et une immunocoloration des taches nucléaires dans un ovocyte adulte à l’aide de l’anticorps SC35 (Figure 3D). La dose correcte d’ARNc SRSF2-GFP à micro-injecter a été définie sur la base de comparaisons visuelles entre les profils d’expression de SRSF2-GFP avec les profils endogènes de mouchetures nucléaires.
Les forces d’agitation cytoplasmique dans les ovocytes, comme le montrent des travaux antérieurs du laboratoire utilisant des cartes vectorielles STICS et une analyse de corrélation d’images (voir9 et11), peuvent être diminuées par des perturbations cytosquelettiques, à la fois génétiques (par exemple, souris mutante FMN2) et chimiques (par exemple, cytochalasine D). Les cartes STICS des ovocytes témoins affichent de nombreux vecteurs, les couleurs indiquant des vitesses d’écoulement élevées, tandis que les cartes des ovocytes avec des forces cytosquelettiques perturbées affichent moins de vecteurs, les couleurs indiquant de faibles vitesses d’écoulement. De même, la corrélation d’images est perdue très rapidement dans les ovocytes témoins par rapport aux ovocytes avec des forces cytosquelettiques perturbées. Ceci est observable sur les courbes de corrélation, avec une diminution plus rapide de la courbe pour les ovocytes témoins par rapport aux ovocytes avec des forces cytosquelettiques perturbées9 ou une augmentation plus rapide lorsque la courbe est inversée11.
Les forces du cytosquelette agitent le noyau et ses organites internes, en particulier les condensats nucléaires comme les taches nucléaires 10,11. Sur la figure 4A, le noyau des ovocytes témoins est soumis à d’importantes fluctuations périphériques, ce qui est visible à l’aide de la sonde nucléaire YFP-Rango. La forme du noyau dans les ovocytes avec des forces cytosquelettiques perturbées est stable dans le temps (Figure 4C). L’analyse des fluctuations du contour nucléaire est essentielle pour quantifier précisément l’agitation. En déterminant la variance de la distance entre le centroïde du noyau et sa périphérie, (r-R)2 (Figure 4B), les fluctuations ont pu être quantifiées, montrant que l’agitation nucléaire est 6 fois plus élevée dans les ovocytes témoins que dans les ovocytes avec des forces cytosquelettiques perturbées10. Dans la figure 5A-B, les taches nucléaires (gouttelettes SRSF2-GFP+) sont montrées dans des contextes de contrôle et de perturbation des forces cytoplasmiques à haute résolution temporelle. Chez les témoins, la surface des gouttelettes fluctue beaucoup plus que les surfaces des gouttelettes dans les ovocytes avec des forces cytoplasmiques perturbées, ce qui peut être visualisé et quantifié à l’aide du plugin Radioak32. Visuellement, les couleurs vert et rouge (sortie Radioak vue sur les images du bas de la figure 5A-B) indiquent les angles où le plugin a détecté des changements de surface entre des images consécutives et le blanc indique un manque de changements de surface.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65976/65976fig01.jpg"> Figure 1 : Illustration de l’ovogenèse tardive et de l’embryogenèse précoce de la souris. Illustration du centrage du noyau qui se produit à la fin de la croissance des ovocytes, du décentrement des chromosomes qui se produit pendant la division des ovocytes et des étapes précoces (stades 1 cellule et 2 cellules) de l’embryogenèse. Les génomes femelles (noyau ovocytaire et pronoyau femelle) sont en rose, le pronoyau mâle est en bleu. Les noyaux embryonnaires (après fusion des génomes parentaux) sont violets. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65976/65976fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65976/65976fig02.jpg"> Figure 2 : Illustration du remodelage cytoplasmique et nucléaire à travers les échelles dans des ovocytes de souris en croissance. Cette figure résume les principales conclusions de 9,10,11. Illustration du remodelage du cytoplasme à base d’actomyosine, de l’agitation nucléaire et du remodelage fonctionnel des condensats biomoléculaires nucléaires à travers les échelles spatio-temporelles. Le remodelage à l’échelle des chatoiements nucléaires améliore les réactions biomoléculaires associées à leur fonction (c’est-à-dire l’épissage du pré-ARNm). Notez que ce protocole permet d’évaluer l’agitation nucléaire uniquement à travers les échelles spatiales mais pas temporelles, puisque toutes les images sont effectuées avec la même résolution temporelle de 0,5 s entre les images d’image. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65976/65976fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65976/65976fig03.jpg"> Figure 3 : Exemples d’images de l’ovocyte adulte et du nucléoplasme. (A) Image en fond clair d’un ovocyte adulte montrant la chromatine (cyan) qui entoure le nucléole. Un cercle blanc pointillé délimite le noyau. (B) Noyau ovocytaire vivant exprimant YFP-Rango ; notez l’absence de fluorescence dans le nucléole. (C) Exemple de noyau d’ovocyte vivant exprimant SRSF2-GFP après micro-injection de doses correctes d’ARNc (panneau de gauche) ou de fortes doses d’ARNc (panneau de droite) ; Notez les phases condensées (gouttelettes) et dissoutes à gauche et leur absence dans l’état à droite. (D) Immunocoloration du chatoiement nucléaire dans un ovocyte fixe ; notez le profil d’expression endogène qui est comparable à celui de C (panneau de gauche). Barres d’échelle = 5 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65976/65976fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65976/65976fig04.jpg"> Figure 4 : Sorties du plug-in de contrôle et fluctuations du contour nucléaire perturbé. (A) Time-lapse d’un noyau d’ovocyte témoin exprimant YFP-Rango (en haut) et son masque binaire correspondant généré par le plug-in Ovocyte_nucleus (en bas). (B) Principe du nucléaire : contour, fluctuations, mesures dans le temps et dans une direction donnée. Les directions sont définies par un angle de rotation θ de 1° incrémenté de 0° à 360°. Deux formes représentatives à t=0 s (jaune) et t=135 s (violet) sont représentées. La forme bleue correspond à la forme moyenne dans le temps. (C) Fluctuations du contour nucléaire d’un noyau dans un ovocyte avec des forces cytosquelettiques réduites en raison de la perturbation de l’actine F (souris mutante FMN2) et des microtubules (traitement au nocodazole ; comme dans10). Barres d’échelle = 5 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65976/65976fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65976/65976fig05.jpg"> Figure 5 : Sorties du plug-in des fluctuations de surface des gouttelettes de contrôle et perturbées. (A) Recadrage d’une gouttelette nucléaire de contrôle SRSF2-GFP imagée à 500 ms par image et montrée dans la table de recherche de glace (LUT) (en haut) ; masque binaire de la même gouttelette générée par Fidji (au centre) ; et Radioak sort après analyse des fluctuations de surface de la gouttelette (en bas), le vert et le rouge indiquant les angles où le plugin a détecté des changements de surface entre des images consécutives et le blanc indiquant une absence de changements de surface. (B) Fluctuations de surface d’une gouttelette nucléaire dans les ovocytes avec des forces cytosquelettiques réduites en raison de la perturbation de l’actine F et des microtubules (comme dans11). Barres d’échelle = 5 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65976/65976fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Tableau supplémentaire 1 : Exemple de sortie d’analyse de Ovocyte_nucleus plugin. Le même noyau analysé que celui de la figure 4A. Thêta (θ) est l’angle en degrés et t1 à t600 correspondent au numéro de cadre, qui peut être converti dans le temps. Les rayons sont en μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65976/Table%201_Ovocyte_nucleus%20output%20example.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Tableau supplémentaire 2 : Exemple de feuille de calcul utilisée pour calculer les fluctuations du contour nucléaire. Le même noyau analysé que celui de la figure 4A. Thêta (θ) est l’angle en degrés et t1 à t600 correspondent au numéro de cadre, qui peut être converti dans le temps. Tab Brut et moyen : Les rayons sont en μm. Tab r-R : Les distances r-R sont en μm. Tableau (r-R)2 : Les valeurs de fluctuation sont exprimées en μm2. Les tabulations x et y correspondent aux coordonnées cartésiennes des rayons de l’onglet Brut et moyenne. Ils permettent de dessiner la forme moyenne du noyau au fil du temps dans l’onglet forme moyenne. Veuillez <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65976/Table%202_Nuclear%20outline%20fluctuations%20analysis%20example_RE.xlsx" target="_blank">cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Tableau supplémentaire 3 : Exemple de sortie d’analyse du plugin Radioak. La même gouttelette analysée que celle de la figure 5A. Les rayons mesurés à des moments et des angles distincts sont indiqués. Les rayons sont en μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65976/Table%203_%20Radioak%20output%20example.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Tableau supplémentaire 4 : Exemple de feuille de calcul utilisée pour calculer les fluctuations de surface des gouttelettes nucléaires. La même gouttelette analysée que celle de la figure 5A. Thêta (θ) est l’angle en degrés et t1 à t600 correspondent au numéro de cadre, qui peut être converti dans le temps. Tab Brut et moyen : Les rayons sont en μm. Tab r-R : Les distances r-R sont en μm. Tableau (r-R)2 : Les valeurs de fluctuation sont exprimées en μm2. Les onglets x et y correspondent aux coordonnées cartésiennes des rayons de l’onglet Brut et moyenne. Veuillez <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65976/Table%204_Droplet%20fluctuations%20analysis%20example_RE.xlsx" target="_blank">cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Ce protocole fournit un cadre expérimental pour documenter l’impact physique du cytosquelette sur la forme nucléaire et les organites internes sans membrane dans le système ovocytaire de la souris. Le cadre peut être adapté pour être utilisé dans d’autres types de cellules et contextes.

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A major challenge in understanding the causes of female infertility is to elucidate mechanisms governing the development of female germ cells, named ...

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