Name: Collecte sur le terrain et entretien en laboratoire du varech géant formant le couvert forestier pour faciliter la restauration (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-06-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 44 s
Description: Découvrez la technique du gravier vert pour cultiver Macrocystis pyrifera et restaurer les forêts de kelp. Ce protocole détaille la collecte sur le terrain et l'entretien en laboratoire pour optimiser la croissance des sporophytes.

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Ce travail a été financé par le programme de recherche sur la récupération du varech R/HCE-17 de la California Sea Grant à JBL et MESB, une bourse de stage de recherche de la National Science Foundation DGE-1735040 à PDD, The Nature Conservancy, Schmidt Marine Technology Partners, Sustainable Ocean Alliance, Tinker Foundation à AP-L et The Climate Science Alliance Baja Working Group à RBL et JL. Nous remercions Steven Allison, Cascade Sorte, Samantha Cunningham, Sam Weber et Caitlin Yee de l’Université de Californie à Irvine ; Mark Carr, Peter Raimondi, Sarah Eminhizer, Anne Kapuscinski à l’Université de Californie à Santa Cruz ; Walter Heady et Norah Eddy à The Nature Conservancy ; Filipe Alberto et Gabriel Montecinos à l’Université du Wisconsin, Milwaukee ; Jose Antonio Zertuche-González, Alejandra Ferreira-Arrieta et Liliana Ferreira-Arrieta à l’Universidad Autónoma de Baja California ; Luis Malpica-Cruz, Alicia Abadía-Cardoso et Daniel Díaz-Guzmán de MexCal ; les plongeurs MexCalitos Alejandra Reyes, Monica Peralta, Teresa Tavera, Julia Navarrete, Ainoa Vilalta, Jeremie Bauer et Alfonso Ferreira ; et Nancy Caruso pour les conseils techniques. Nous remercions l’Instituto de Investigaciones Oceanológicas, Universidad Autónoma de Baja California pour avoir fourni les installations utilisées pour développer le système de bain-marie. Nous remercions Ira Spitzer pour le contenu vidéo sous-marin et par drone.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le changement climatique anthropique constitue une menace croissante pour la santé des océans du monde 44,45,46,47,48, entraînant des perturbations majeures et une perte de biodiversité 49,50,51,52. Pour accélérer la restauration des écosystèmes dégradés, les Nations Unies ont déclaré la période 2021-2030 « Décennie des Nations Unies pour la restauration des écosystèmes », coïncidant avec la « Décennie des Nations Unies pour les sciences océaniques au service du développement durable », qui vise à inverser la détérioration de la santé des océans53. Conformément à cet appel mondial à l’action, la Kelp Forest Alliance a lancé le Kelp Forest Challenge pour restaurer 1 million d’hectares et protéger 3 millions d’hectares de forêt de varech d’ici 204054. La restauration marine est sous-évaluée55, et les écosystèmes de varech reçoivent beaucoup moins d’attention que des habitats tels que les récifs coralliens, les forêts de mangroves et les prairies sous-marines56. La restauration des écosystèmes dégradés s’est avérée efficace pour reconstruire les écosystèmes marins, mais peut coûter en moyenne entre 80 000 et 1 600 000 dollars par hectare, les coûts totaux médians étant probablement deux à quatre fois plus élevés57. Les pertes actuelles et prévues nécessitent le développement de méthodologies de restauration du varech évolutives, réalisables et rentables en tant qu’interventions de conservation urgentes.
Les efforts actuels de restauration du varech utilisent une combinaison de méthodologies pour s’attaquer aux facteurs de perte de varech spécifiques au site, notamment la transplantation de varech adultes, l’ensemencement direct de zoospores et/ou de gamétophytes, le contrôle des brouteurs et l’installation de récifs artificiels11. Cependant, ces méthodes nécessitent des ressources importantes et ont une évolutivité limitée. La transplantation typique de varech adulte nécessite le déploiement laborieux de matériaux ou de structures artificielles sur le benthos, par des plongeurs. Les interventions ascendantes visant à rétablir les récifs rocheux côtiers, telles que le contrôle des concurrents et des brouteurs, sont également limitées par les coûts de main-d’œuvre car elles reposent sur l’élimination ou l’exclusion manuelle sous l’eau de ces facteurs de stress biotiques11. La technique du « gravier vert » surmonte ces limites grâce à un déploiement simple depuis la surface, ne nécessitant aucune installation sous-marine ni connaissances techniques et une évolutivité à des coûts relativement faibles28. Cette approche innovante fournit un outil de restauration prometteur, incitant à des essais approfondis dans divers lieux et environnements pour libérer tout son potentiel32.
Bien que des efforts de restauration réussis avec du « gravier vert » aient été documentés dans des fjords abrités de Norvège à l’aide du varech sucré, Saccharina latissima26, cette technique est encore en phase pilote pour Macrocystis pyrifera dans le Pacifique oriental. D’autres essais sont nécessaires pour déterminer la survie attendue des plantes plantaires de M. pyrifera dans son aire de répartition. Dans des conditions d’exposition aux vagues typiques de la croissance de M. pyrifera , le gravier plus petit peut être plus sujet au mouvement et à l’abrasion, ce qui endommage les semis. De plus, la flottabilité positive fournie par les pneumatocystes remplis de gaz de M. pyrifera peut entraîner l’emport efficace des plantes de « gravier vert » hors du site de restauration, et par conséquent, la taille et le poids du gravier sont des facteurs importants à explorer pour cette espèce. Dans une étude pilote récente (mai 2022 ; Ensenada, Basse-Californie, Mexique), un succès préliminaire sur le terrain avec M. pyrifera a été observé, indiqué par l’attachement des haptera au substrat environnant et la croissance des juvéniles atteignant 1,2 m de longueur après deux mois sur le terrain (figure 4). Cela démontre une opportunité claire qui n’a pas encore été explorée dans l’utilisation du « gravier vert » pour M. pyrifera dans le Pacifique oriental. Cette vidéo présente la technique du « gravier vert » avec M. pyrifera et constitue une ressource précieuse qui simplifie et centralise les pratiques existantes dans la phase de culture de la restauration pour soutenir les études qui traitent des succès et des limites dans différents contextes de terrain.
Avec la technique du « gravier vert », de nombreuses petites unités de gravier individuelles peuvent être ensemencées à une échelle qui peut augmenter la probabilité de succès par rapport aux approches de transplantation plus courantes avec des plantes adultes. Cependant, l’aspect évolutif clé de cette technique est son déploiement simple depuis la surface, ce qui peut faciliter la restauration de grandes surfaces par bateau. Pour les environnements de terrain où le déploiement de petits graviers ne convient pas, ce protocole peut être adapté pour transplanter M. pyrifera sur une large gamme de substrats, y compris des graviers plus gros ou même de petits rochers, des ficelles qui peuvent être attachées à des ancres sous-marines naturelles ou déployées, ou des tuiles qui peuvent être boulonnées ou collées à l’aide d’époxy marin au fond marin dans des conditions plus exposées. Ces adaptations de déploiement ne modifieront pas les installations nécessaires à l’élevage de M. pyrifera , mais augmenteront par la suite le coût du déploiement.
Les perturbations anthropiques et les changements climatiques ont actuellement à bout la capacité d’adaptation des populations naturelles. Cela pose des défis importants aux efforts de conservation traditionnels qui restaurent les écosystèmes dans leur état historique 58,59,60,61,62,63. Ainsi, les cadres de conservation se sont élargis pour inclure une gestion anticipative tenant compte de la résilience et de la capacité d’adaptation64. Une gestion anticipée pour faire face au changement climatique est mise en œuvre pour les espèces d’arbres dans les écosystèmes forestiers65 et a été proposée pour d’autres efforts de restauration afin d’améliorer le potentiel évolutif des plantes plantées 66,67. Bien que ces stratégies soient intrinsèquement plus faciles à manipuler dans les environnements terrestres, plusieurs études commencent à explorer leur application dans les environnements marins 62,68,69,70. Par exemple, les récifs coralliens sont menacés par de nombreux facteurs de stress anthropiques qui ont entraîné des déclins sans précédent71,72. En réponse à la perte de ces espèces fondamentales importantes, la restauration active et les techniques d’adaptation assistée sont de plus en plus préconisées pour conserver les récifs coralliens restants et leurs fonctions associées 62,73,74. Une technique consiste à déplacer des individus dans leur aire de répartition actuelle pour augmenter la tolérance au stress thermique75. En ce qui concerne la restauration des varechs formant la canopée, le « gravier vert » dispose d’un cadre personnalisable pour explorer des techniques d’adaptation assistée telles que la translocation de génotypes résilients dans des zones vulnérables, la manipulation non génétique telle que l’hybridation ou l’acclimatation des individus au stress environnemental62 avec des résultats visant à obtenir des souches plus résistantes pour les programmes de restauration76,77.
Il est essentiel d’exploiter le soutien local pour améliorer les efforts de restauration afin de maintenir le succès de la conservation de l’écosystème du varech. La participation des intervenants locaux peut accroître l’adhésion locale aux besoins de restauration 6,50 et promouvoir l’intendance côtière, ce qui pourrait par la suite entraîner une augmentation du financement et de la longévité de la protection de l’écosystème du varech. Comme pour toutes les autres méthodologies de restauration du varech, des cadres décisionnels structurés intégrant divers objectifs écologiques, socioéconomiques et de conservation aideront à obtenir des résultats optimaux pour les écosystèmes de varech et les communautés qu’ils soutiennent11.

Les varechs formant la canopée (macroalgues brunes de l’ordre des Laminariales) sont des espèces fondamentales d’importance mondiale, dominant les récifs rocheux côtiers dans les mers tempérées et arctiques1. Ces varechs forment des habitats biogéniques structurellement complexes et très productifs, connus sous le nom de forêts de varech, qui abritent des communautés marines taxonomiquement diversifiées2. Les forêts de varech du monde entier fournissent de nombreux services écosystémiques aux humains, notamment la production de la pêche commerciale, le cycle du carbone et des nutriments et les possibilités de loisirs, pour une valeur totale estimée à 500 milliards de dollars américains par an3.
Malgré leur valeur substantielle, les forêts de varech sont confrontées à des pressions anthropiques croissantes dans de nombreuses régions3. Le changement climatique représente l’une des menaces les plus importantes pour les varechs en raison du réchauffement à long terme des océans combiné à la fréquence croissante des anomalies de température 3,4,5,6,7. L’augmentation des températures de l’océan est associée à une limitation des nutriments8, tandis que l’exposition à un stress thermique supérieur aux seuils physiologiques peut entraîner la mortalité9. En combinaison avec des facteurs de stress locaux régionaux variables7, les populations de varech diminuent globalement d’environ 2 % par an10 avec des pertes importantes et des déplacements persistants vers d’autres états communautaires dans certaines régions 6,11,12,13,14. Le rétablissement naturel des populations de varech pourrait ne pas suffire à lui seul à inverser l’ampleur des pertes actuelles et prévues 15,16,17,18, ce qui souligne l’importance d’une restauration active.
Les efforts actuels de restauration du varech peuvent utiliser une combinaison de méthodologies pour rétablir ces espèces fondamentales importantes sur les récifs rocheux côtiers 3,19. Les méthodologies choisies pour répondre aux préoccupations propres au site dépendent du contexte géographique, des obstacles spécifiques au rétablissement du varech et du contexte socio-écologique11. Comprendre les connexions et l’interdépendance des systèmes socio-écologiques est la clé, et les interventions qui impliquent les institutions locales et obtiennent le soutien des communautés locales augmentent les chances de réussite des efforts de restauration20.
En plus des changements climatiques, la pression des herbivores ou la compétition interspécifique entraîne, diminue ou supprime le rétablissement (p. ex. oursins13, poissons herbivores21,22, algues gazonnières 9,23 ou algues envahissantes24). La restauration peut se concentrer sur l’élimination de ces facteurs de stress biotiques25, bien que ces méthodes nécessitent des ressources substantielles et un entretien continu11. Pour catalyser le rétablissement des espèces de varech, des efforts ont été déployés pour une approche d’ensemencement direct, par exemple, en pesant des sacs en filet remplis de lames de varech fertiles sur le benthos qui libèrent des zoospores dans l’environnement26. Cette méthode, cependant, prend beaucoup de temps et nécessite une installation et un retrait techniques sous l’eau. D’autres cas se concentrent sur la transplantation de grandes quantités de plantes de donneurs adultes entiers, ce qui peut compromettre des populations de donneurs étroitement associés et vulnérables et est souvent limité à de petites échelles en raison de la dépendance à la transplantation continue27.
Pour les régions où la limitation des spores de varech peut entraver le rétablissement des forêts de varech en raison de la fragmentation de l’habitat, une approche relativement nouvelle de restauration du varech appelée technique du « gravier vert » a été introduite. La technique a été testée avec succès à la station de recherche de Flødevigen, dans le sud de la Norvège28, et représentait une option prometteuse pour la restauration en raison de sa rentabilité et de son évolutivité. Le déroulement de cette technique est le suivant : (1) une solution de spores est créée à partir de tissus fertiles prélevés sur des varechs adultes reproducteurs sur le terrain, puis ensemencée sur de petits substrats, tels que du gravier ; (2) les varechs à un stade précoce sont élevés dans des conditions abiotiques contrôlées en laboratoire sur des substrats ; (3) des substrats avec des sporophytes visibles sont déployés sur le terrain sur des récifs spécifiques sous forme de « gravier vert », où les sporophytes continuent de croître. Notez que les efforts de transplantation typiques des individus adultes nécessitent une installation sous-marine laborieuse et coûteuse par les plongeurs, et la technique du « gravier vert » utilise un déploiement simple à partir de la surface28.
La technique du « gravier vert » est actuellement expérimentée par les membres de nombreux groupes de travail internationaux29 dans différents milieux et plusieurs espèces de varech laminaire. Ce protocole décrit les installations, le matériel et les méthodes nécessaires pour la collecte de tissus, la sporulation, l’ensemencement, les conditions d’élevage, l’entretien régulier et la surveillance du varech à un stade précoce avant de déployer cette technique de restauration sur le terrain à l’aide du varech géant, Macrocystis pyrifera. Ce protocole est une ressource précieuse pour les chercheurs, les gestionnaires et les intervenants qui cherchent à donner un aperçu des succès et des limites de cette méthode avec M. pyrifera dans différents contextes de terrain.

<table><tbody><tr><td>0,22 et micro ; m filters</td><td>Milipore</td><td>SCGPS05RE</td><td>Stérilisation naturelle à l’eau de mer</td></tr><tr><td>1 L bouteilles en verre</td><td>Amazon</td><td>B07J6JP4D1</td><td>Stérilisation naturelle à l’eau de mer</td></tr><tr><td>1 & micro ; filtres m (eau + air)</td><td>Amazon</td><td>B01M1VWUWL</td><td>Stérilisation naturelle à l’eau de mer</td></tr><tr><td>1'' PVC 90-Degree Elbow</td><td>Home Depot</td><td>203812125</td><td>Option 2 - Échelle moyenne - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>10 & micro ; m filtres</td><td>Amazon</td><td>B00D04BG56</td><td>Stérilisation naturelle à l’eau de mer</td></tr><tr><td>20 & micro ; filtres m</td><td>Amazon</td><td>B082WS9NPH</td><td>Stérilisation naturelle à l’eau de mer</td></tr><tr><td>Tube 3x5mm</td><td>Amazon</td><td>B0852HXPN6</td><td>Option 1 Petite échelle -</td></tr><tr><td>Incubateur 4x4'' Gaze stérile</td><td>Amazon</td><td>B07NDK8XM3</td><td>Sporulation</td></tr><tr><td>Tube 4x6mm</td><td>Amazon</td><td>B08BCRV1FY</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>5 & micro ; filtres</td><td>m Amazon</td><td>B082WS9NPH</td><td>Stérilisation naturelle à l’eau de mer</td></tr><tr><td>50 mL Tube faucon</td><td>Amazon</td><td>B01M04HGPJ</td><td>Sporulation</td></tr><tr><td>Tube 8x10mm</td><td>Amazon</td><td>B01MSM3LLZ</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Filtres à air</td><td>Thermo Fisher</td><td>MTGR85010</td><td>Option 1 Petite échelle -</td></tr><tr><td>Incubateur Lampe à alcool</td><td>Amazon</td><td>B07XWD9WWC</td><td>Sporulation</td></tr><tr><td>Sulfate de fer d’ammonium (II) Réactif ACS hexahydraté, 99 %</td> <td>Sigma</td><td>215406-100G</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Eau de qualité Aquarium Gravier</td><td>Amazonie</td><td>B07XRCKFBJ</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Poudre de biotine, Bioréactif, adapté à la culture cellulaire, adapté à la culture cellulaire d’insectes, adapté à la culture de cellules végétales, 99 %</td><td>Sigma</td><td>B4639-100MG</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Acide borique, 99,8 %, 10043-35-3, MFCD00011337, BH3O3, 61,83, 500g</td><td>Thermo Fisher</td><td>5090113707</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement en milieu Calcium</td></tr><tr><td>D-Pantothénate,ge98.0 % (T),C9H17NO5,137-08-6,25g,Sel de calcium de l’acide D-pantothénique, P0012-25G 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>P001225G</td><td>Chemicals pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Clapets anti-retour</td><td>Amazon</td><td>B08HRZR4MM</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Tube transparent 3/8'' - 10 pi</td><td>Amazon B07MTYMW13</td><td></td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>COBALT(II) SULFATE HEPTAH-100G, AVERTISSEMENT - Californie - Risque de cancer, 93-2749-100G 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>5090114752</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Microscope composé avec caméra</td><td>OMAX</td><td>M83EZ-C50S</td><td>Monitoring</td></tr><tr><td>Flacon de culture</td><td>Thermo Fisher</td><td>07-250-080</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Culture légère</td><td>Amazon</td><td>B07RRRPJ63</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Bouchons de culture</td><td>Amazon B07DX6J7QD</td><td></td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Connecteur de drainage</td><td>Amazon</td><td>B00GUZ6CV0</td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>EDTA Numéro CAS : 6381-92-6 Formule moléculaire : C10H14N2O8Na2- 2H2O Poids moléculaire : 372.2</td><td>Thermo Fisher</td><td>50213299</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Eisco Safety Pack Ensembles de cylindres gradués Classe A, ASTM, Capacité : 10 mL, 25 mL, 50 mL, Graduations : 0,2 mL, 0,5 mL, 1,0 mL, Verre borosilicate 3.3, Autoclavable : Oui, Classe : A, Gradué : Oui, Tolérance : 0,10 mL, 0,17 mL, 0,25 mL</td><td>Thermo Fisher</td><td>S81273</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement en milieu</td></tr><tr><td>Eisco Safety Pack Ensembles de bouteilles graduées Classe A, ASTM, Capacité : 50 mL, 100 mL, 250 mL, Graduations : 1,0 mL, 1,0 mL, 2,0 mL, Verre borosilicate 3.3, Autoclavable : Oui, Classe : A, Gradué : Oui, Tolérance : 0,25 mL, 0,50 mL, 1,0 mL</td><td>Thermo Fisher</td><td>S81275</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Ensembles de flacons jaugés Eisco Safety Pack - Classe A, ASTM, Capacité : 10 mL, 25 mL, 50 mL, Verre borosilicate 3.3, Autoclavable : Oui, Classe : Classe A, Matériau du bouchon : Verre, Taille du bouchon : Numéro de bouchon : 9, 9, 13, Type de bouchon : Penny Stopper, Gradué : Ye</td><td>Thermo Fisher</td><td>S81271</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des médias</td></tr><tr><td>Porte-filtre</td><td>Amazon</td><td>B07LCKBKCT</td><td>Stérilisation naturelle de l’eau de mer</td></tr><tr><td>Fisherbrand Cylindres gradués, Capacité : 500 mL, Graduations : 5 mL, Verre borosilicaté, Autoclavable : Oui, Marge d’erreur : +/-4,0 mL, Applications recommandées : Éducation, Sous-division : 5 mL, S63460 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>S63460</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement en milieux</td></tr><tr><td>FLEXACAM C1 Appareil photo</td><td>Leica</td><td>FLEXACAM C1</td><td></td></tr><tr><td>Monitoring Acide folique, C19H19N7O6, numéro CAS59303, vitamine m, acide ptéroylglutamique, vitamine b9, folvite, folacine, folacide, acide ptéroyllglutamique, pteglu, acide folique, folate, 25g, 100781, CHEBI :27470, jaune à orange, 2004190, 441.41, OVBPIULPVIDEAOLBPRGKRZSAN</td><td>Thermo Fisher</td><td>AAJ6083314</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Évier utilitaire autonome de 20 gallons</td><td>Amazon</td><td>B094TLH19L</td><td>Option 2 - Échelle moyenne - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>DIOXYDE DE GERMANIUM 99.99 10GR</td><td>Thermo Fisher</td><td>AC190000100</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Cylindres gradués en verre, Classe A Base ronde, Eisco, À utiliser avec : Liquides de mesure, Capacité : 1000 mL, Graduations : 10 mL Blanc, CH0344OWT 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>S88442</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux Lames</td></tr> de <tr><td>verre</td><td>Amazonie</td><td>B00L1S93PS</td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Phosphate de glycérol Mélange isomère d’hydrate de sel disodique</td><td>Sigma</td><td>G6501-100G</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux Récipients</td></tr> de <tr><td>croissance -3,4 Qt- 3,25 Lt Récipients transparents avec couvercle transparent</td><td>Magasin de conteneurs</td><td>#10014828</td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td>Lumière de croissance Amazon B086R14MFW Option 1 Petite échelle - Incubateur</tr><tr><td>Hémocytomètre</td><td>Amazon B07TJQDKLJ</td><td></td><td>Sporulation</td></tr><tr><td>Bocaux en plastique à charnières</td><td>SKS Bouteille & Emballage</td><td>40280125.01S</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Inositol qualité recherche, USP/NF Pour la bactériologie. Optiquement inactif. Testé pour son aptitude à la culture tissulaire. Taille - 100G Conditions de stockage - +15 C À +30 C Numéro de catalogue - 26310.01 CAS 87-89-8</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td>50247745 Chemicals pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Instant Ocean - 50 G</td><td>Amazon</td><td>B000255NKA</td><td>Option 1 Petite échelle -</td></tr><tr><td>Incubateur Microscope inversé Leica DMi1</td><td>Leica</td><td>DMi1</td><td>Monitoring Chlorure</td></tr><tr><td>de fer(III) hexahydraté Réactif ACS, 97 %</td><td>Sigma</td><td>236489-100G</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Enregistreur de données Licor Ligth Meter</td> Enregistreur de données <td>Licor</td><td>LI-250A</td><td>Monitoring</td></tr><tr><td>Enregistreur de données HOBO</td><td></td> Amazon <td>B075X2SWKN</td><td></td></tr><tr><td>150W</td><td>Amazon</td><td>B0799DQM9V</td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes à bain d’eau</td></tr><tr><td>Le sulfate de manganèse monohydrate répond aux spécifications de test USP</td><td>Sigma</td><td>M8179-100G</td><td>Produits chimiques pour la création de Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Roches de taille moyenne 2-3 pouces, 20 livres</td><td>Home Depot</td><td>206823930</td><td>Option 2 - Échelle moyenne - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Acide nicotinique, 99 %, C6H5NO2, numéro CAS59676, daskil, apelagrin, acidum nicotinicum, akotin, 3carboxypyridine, niacine, 3pyridinecarboxylique, acide nicotinique, pellagrin, wampocap, 250g, 109591, CHEBI :15940, 1.4, 2004410, 293 deg. C (559 ° F), 123.11,Thermo</td> <td>Fisher</td><td>AAA1268330</td><td>des produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement en milieux Acide</td></tr><tr><td>p-aminobenzoïque 99,82 % Acide 4-aminobenzoïque, C7H7NO2, Numéro CAS : 150-13-0, 25 g, 0210256925 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>ICN10256925</td><td>Chemicals pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement en milieu Ciment</td></tr><tr><td>PCV</td><td>Amazon</td><td></td><td>B001D9WRWG Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Vanne d’eau en plastique</td><td>Amazon</td><td>B0006JLVE4</td><td>Option 2 - Échelle moyenne - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Vanne d’eau en plastique</td><td>Amazon</td><td>B07G5FY7X1</td><td>Option 2 - Échelle moyenne - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Échelle de précision 1mg</td><td>Amazon</td><td>B08DTH95FN</td><td>Matériaux pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Pompe pour l’air filtré</td><td>Amazon</td><td>B0BG2BT9RX</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Tube en PVC 1x24''</td> <td>Home Depot</td><td>202300505</td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain d’eau</td></tr><tr><td>Luxmètre Quantum</td><td>Apogee Instruments</td><td>MQ-510</td><td></td></tr><tr><td>Surveillance Incubateur réfrigéré</td><td>Thermo Fisher</td><td>15-103-1566</td><td>Option 1 Petite échelle -</td></tr><tr><td>Incubateur Oeillets en caoutchouc</td><td>Amazon</td><td>B07YZD22ZP</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Réfractomètre de salinité</td><td>ATC</td><td>B018LRO1SU</td><td>Monitoring</td></tr><tr><td>Shade mesh 6x50 ft</td><td>Home depot</td><td>316308418</td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Nitrate de sodium ge 99.0 % Acide nitrique, sel de sodium, NNaO3, Numéro CAS : 7631-99-4, 500g, 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>BP360500</td><td>Chemicals pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Soudure pour l’ouverture de l’aération</td><td>Amazon</td><td>B08R3515SF</td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Alcool isporopylique en spray</td><td>Amazon</td><td>&lrm ; B08LW5P844</td><td>Sporulation</td></tr><tr><td>Sisseurs en acier inoxydable</td><td>Amazon</td><td>B07BT4YLHT</td><td>Sporulation</td></tr><tr><td>Plateau en acier inoxydable</td><td>Amazon</td><td>B08CV33YXG</td><td>Sporulation</td></tr><tr><td>Twizzers en acier inoxydable</td><td>Amazon</td><td>B01JTZTAJS</td><td>Sporulation</td></tr><tr><td>Stir Bars</td><td>Amazon</td><td>B07C4TNKXB</td><td>Matériaux pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Pompe de circulation submersible 400 GPH</td><td>Amazon</td><td>B07RZKRM13</td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Submersible Capteur quantique sphérique</td><td>Valse</td><td>US-SQS/L</td><td></td></tr><tr><td>Monitoring Pistolet à température</td><td>Thermomètre infrarouge 749</td><td>B07VTPJXH9</td><td>Monitoring</td></tr><tr><td>Réactif biologique de chlorhydrate de thiamine, adapté à la culture cellulaire, adapté à la culture cellulaire d’insectes, adapté à la culture cellulaire végétale</td><td>Sigma</td><td>T1270-25G</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement en milieu Thymine</td></tr><tr><td>99 % 2, 4-Dihydroxy-5-méthylpyrimidine, C5H6N2O2, Numéro CAS : 65-71-4, 25g, 157850250 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>AC157850250</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Feuille acrylique transparente 24x48 pouces</td><td>Home Depot</td><td>202038048</td><td>Option 2 - Échelle moyenne - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Circulation d’eau de tube 1''x10 ft</td><td>Amazon</td><td>B07ZC1PSF3</td><td>Option 2 - Échelle moyenne - Systèmes de bain d’eau</td></tr><tr><td>Lumière UV pour la stérilisation naturelle de l’eau de mer</td><td>Amazon</td><td>B018OI7PYS</td><td>Stérilisation naturelle de l’eau de mer</td></tr><tr><td>Pompe à vide</td><td>Amazon</td><td>B087XBTPVW</td><td>Stérilisation naturelle à l’eau de mer</td></tr><tr><td>Bioréactif de vitamine B12, adapté à la culture cellulaire, adapté à la culture cellulaire d’insectes, adapté à la culture de cellules végétales, 98 %</td> <td>Sigma</td><td>V6629-100MG</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Fioles jaugées, verre de classe A, Eisco, avec bouchon en polypropylène, gradué, marquages imprimés en blanc, capacité : 1000 mL, CH0446IWT 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>S89446</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr><tr><td>Fioles jaugées, verre de classe A, Eisco, avec bouchon en polypropylène, graduées, marquages imprimés en blanc, capacité : 500 mL, CH0446HWT 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>S89445</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux Refroidisseur</td></tr><tr><td>d’eau 200-600GPM</td><td>Amazon</td><td>B07BHHP71C</td><td>Option 2 - Moyenne échelle - Systèmes de bain-marie</td></tr><tr><td>Séparateurs en Y pour tubes de 4x6mm</td><td>Amazon</td><td>B08XTJKFCH</td><td>Option 1 Petite échelle - Incubateur</td></tr><tr><td>Sulfate de zinc heptahydraté BioReagent, adapté à la culture cellulaire</td><td>Sigma</td><td>Z0251-100G</td><td>Produits chimiques pour créer Provasoli' s Eau de mer enrichie (PES) et vitamines pour l’enrichissement des milieux</td></tr></tbody></table>

collecte sur le terrain et entretien en laboratoire du varech géant formant le couvert forestier pour faciliter la restauration

Field Collection and Laboratory Maintenance of Canopy-Forming Giant Kelp to Facilitate Restoration

Les varechs formant le couvert forestier sont des espèces fondamentales essentielles, soutenant la biodiversité et fournissant des services écosystémiques évalués à plus de 500 milliards de dollars américains par an. Le déclin mondial des forêts de varech géant en raison des facteurs de stress écologiques liés au climat souligne la nécessité de stratégies de restauration innovantes. Une technique de restauration émergente connue sous le nom de « gravier vert » vise à semer de jeunes varechs sur de grandes surfaces sans travail sous-marin important et représente un outil de restauration prometteur en raison de sa rentabilité et de son évolutivité. Cet article vidéo illustre un protocole et des outils pour la culture du varech géant, Macrocystis pyrifera. Il fournit également une ressource pour d’autres études visant à examiner les succès et les limites de cette méthode sur le terrain. Nous décrivons des méthodes sur le terrain et en laboratoire pour collecter des tissus reproducteurs, sporuler, inoculer, élever, entretenir et surveiller les substrats ensemencés avec les premiers stades de vie en utilisant la technique du « gravier vert ». Le protocole simplifie et centralise les pratiques de restauration actuelles dans ce domaine afin d’aider les chercheurs, les gestionnaires et les intervenants à atteindre les objectifs de conservation du varech.

La technique de restauration du « gravier vert » est encore en phase pilote, avec des données limitées sur la survie des semis pour les autres espèces28, et aucune donnée publiée pour Macrocystis pyrifera. À l’aide de la collecte sur le terrain et de l’entretien en laboratoire décrits dans ce protocole, nous avons testé l’importance des conditions d’élevage spécifiques au site pour deux populations distinctes de varech donneur avant un déploiement hypothétique de « gravier vert » (figure 5). Des tissus de varech reproducteurs ont été prélevés en Californie (États-Unis) dans des populations plus froides de K1 (Santa Cruz 36,60167°N, 121,88508°W) et plus chaudes de K4 (San Diego, 32,85036°N, -117,27600°W) et élevés à deux températures : (1) 12 °C (la température d’élevage standard pour l’aquaculture d’algues et la température moyenne de K1 en hiver), et (2) 20 °C (la température moyenne de K4 en été, et une vague de chaleur de 4 °C pour K1). Toutes les lames de verre utilisées pour surveiller le développement du varech au stade de vie ont été marquées avec une grille normalisée, et des images à haute résolution ont été capturées en utilisant cette grille comme référence pour permettre l’observation de champs fixes dans le temps à l’aide d’un microscope inversé et d’une caméra (N = 5 images par échantillon, 2,479 mm x 1,859 mm).
Après 24 jours après la sporulation, les gamétophytes ont été comptés à partir d’images microscopiques (N = 300 images provenant de 60 échantillons). Pour tester les différences dans le nombre de gamétophytes, des modèles linéaires généralisés à effets mixtes ont été utilisés avec la distribution de Poisson en utilisant la fonction glmmTMB() dans le package glmmTMB41, et des comparaisons par paires ont été effectuées avec emtrends() à partir du package emmeans42dans R. Nos résultats montrent que la réponse des gamétophytes à la variabilité thermique était différente entre les populations K1 et K4 (t = 2,7, p = 0,007), où la température n’a pas eu d’effet sur la population K4 plus chaude (estimation = -0,01, erreur type [ET] = 0,01, intervalle de confiance [IC] = [-0,03, 0,01]), mais a eu un effet sur la population K1 plus froide (estimation = -0,06, ET = 0,02, IC = [-0,10, -0,03]) (Figure 6A), suggérant une possible divergence adaptative dans les traits de tolérance thermique. Les gamétophytes de varech sont souvent décrits comme un stadede résistance 43, ce qui signifie qu’ils produisent un phénotype polyvalent tolérant au stress et relativement insensible à la variabilité environnementale. Cependant, ces résultats indiquent que la variabilité thermique impose une pression importante à ce stade précoce.
Après 32 jours après la sporulation, des sporophytes visibles d’une longueur supérieure à environ 1 mm ont été dénombrés sur l’ensemble de chaque lame de verre de 2,5 cm sur 7,5 cm (N = 72 échantillons au total). Pour tester les différences dans le nombre de sporophytes visibles, des modèles linéaires généralisés à effets mixtes ont été utilisés avec la distribution de Poisson en utilisant la fonction glmmTMB() dans le package glmmTMB et des comparaisons par paires ont été effectuées avec emtrends() à partir des emmoyens du package dans R. Nos résultats illustrent que la réponse des sporophytes à la variabilité thermique est similaire entre les populations différenciées K1 et K4 (z = 0,92, p = 0,36), où la température a eu un effet sur la population K4 plus chaude (estimation = -0,66, ET = 0,04, IC = [-0,74, - 0,57]), ainsi que sur la population K1 plus froide (estimation = -0,85, ET = 0,13, IC = [-1,10, -0,60]) (Figure 6B). Les échantillons élevés à 20 °C ont produit peu de sporophytes visibles (écart-type moyen ± = 0,4 ± 0,2) par rapport à ceux élevés à 12 °C (écart-type moyen ± = 82,4 ± 9,8). Ce résultat suggère que la production de sporophytes est plus sensible à la température que le stade gamétophyte, et que les températures de culture spécifiques au site ne doivent pas dépasser 15 °C pour atteindre le développement des sporophytes comme indiqué dans le protocole.
<img alt="Installation d’une expérience de croissance végétale dans la chambre de croissance ; Comprend des bocaux à atmosphère contrôlée, des tubes, des capteurs." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig01.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Figure 1 : Schéma d’un système d’incubateur de « gravier vert ». (A) Source de lumière rouge pour les cultures de gamétophytes en charge végétative. (B) Port d’accès pour les fils électriques et les tubes, menant à une prise externe. (C) Structure pour bloquer la lumière à spectre complet hors de la section rouge. (D) Une section de culture de « gravier vert ». (E) les sources lumineuses à spectre complet. (F) Conduites de tubes raccordées à une source d’air filtré externe. (G) Clapets anti-retour pour réduire la contamination en suspension dans l’air. (H) Contenants de culture individuels qui minimisent la contamination. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Schéma du processus de dessalement solaire avec plusieurs réservoirs, mettant en évidence la configuration de purification de l’eau." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig02.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> Figure 2 : Schéma d’un système de bain-marie en « gravier vert ». (A) Refroidisseur avec pompe immergée (en I). (B) Baignoire de 20 gallons pour bain-marie. (C) Vidange pour faire recirculer le bain-marie. (D) Vanne pour la recirculation du bain-marie. (E) Source lumineuse. (F) Récipient de 2,5 L en « gravier vert » avec couvercle transparent et ouverture d’aération. (G) Source d’aération. (H) Tuyaux qui recyclent l’eau à l’aide de pompes immergées. (I) Récepteur du bain-marie de/vers le refroidisseur de/vers les baignoires avec pompes submersibles. (J) Couvercle en acrylique pour minimiser l’évaporation du bain-marie. (K) Abat-jour en maille pour ajuster l’intensité lumineuse. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Schéma d’identification des stades de vie : établissement des zoospores, germination, développement des gamétophytes, des sporophytes." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig03v2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Figure 3 : Développement de Macrocystis pyrifera. Stades du cycle de vie développemental de Macrocystis pyrifera à partir d’essais de croissance en laboratoire. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Stades de croissance du varech sur 120 jours ; culture en laboratoire jusqu’à la croissance sur le terrain ; Analyse séquentielle d’images." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig04.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> Figure 4 : 'Gravier vert' ensemencé de Macrocystis pyrifera. ' Le gravier vert ensemencé avec Macrocystis pyrifera est cultivé en laboratoire jusqu’à ce que les sporophytes atteignent 1 à 2 cm. Le gravier vert est ensuite déployé et continue de croître dans le champ. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Comparaison de la croissance des algues à 12 °C et 20 °C sur 40 jours ; images microscopiques à intervalles réguliers." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig05.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 5"> Figure 5 : Séries chronologiques expérimentales. Exemples d’images d’une série chronologique suivant la croissance et le développement expérimentaux de gamétophytes et de sporophytes de Macrocystis pyrifera provenant de deux populations collectées en Californie (États-Unis) et cultivées à deux températures différentes. K1 = Santa Cruz, K4 = San Diego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Impact de la température sur les gamétophytes et les sporophytes ; Diagramme à barres comparant la croissance des espèces K4 et K1." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig06.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 6"> Figure 6 : Résultats représentatifs. Stades de vie de Macrocystis pyrifera observés pour les populations d’origine K1, Santa Cruz, San Diego, K4, Santa Cruz, cultivées dans des conditions thermiques constantes de 12 et 20 °C. Barres d’erreur, moyenne ± 1 ET. L’astérisque (*) indique des différences statistiquement significatives (p &lt; 0,05). (A) Gamétophytes au jour 24 (N = 300 images totales provenant de 60 échantillons). (B) Sporophytes visibles au jour 32 (N = 72 échantillons, dans une zone normalisée de 2,5 cm sur 7,5 cm). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Dossier supplémentaire 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/Supplemental%20File_Calendar%20R2.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Ce protocole décrit la collecte sur le terrain et l’entretien régulier en laboratoire de substrats ensemencés de varech géant formant un couvert forestier pour une utilisation dans des essais de restauration visant à examiner le succès et les limites de la technique du « gravier vert » sur le terrain.

Collecte sur le terrain et entretien en laboratoire du varech géant formant le couvert forestier pour faciliter la restauration

Canopy-forming kelps are essential foundation species, supporting biodiversity and providing ecosystem services valued at more than USD$500 billion ...

Les forêts de varech sont confrontées à des pertes sans précédent en raison des facteurs de stress environnementaux liés au climat et des changements dans la dynamique trophique. Cette vidéo illustre un protocole et des outils pour la culture du varech géant, Macrocystis pyrifera, à l’aide de la technique du gravier vert, et fournit une ressource précieuse pour d’autres essais visant à aborder les succès et les limites de cette méthode dans différents contextes. Les installations d’élevage de varech doivent être en mesure de contrôler des températures comprises entre 10 et 15 degrés Celsius, de fournir une lumière à spectre complet allant de zéro à 180 micromoles photons par mètre carré par seconde carrée et une aération filtrée.Les systèmes d’incubation avec une sortie intégrée ou un port d’accès pour les fils et les tubes peuvent être adaptés avec des lumières et une source d’air. Si un système d’incubation n’est pas conforme à la portée, au budget ou à l’échelle prévue du projet, des bains-marie tempérés par de l’eau de mer naturelle fraîche ou un refroidisseur peuvent être utilisés. Les températures d’élevage sont spécifiques au site et à la saison.Placez un thermomètre dans un milieu de culture ou utilisez un pistolet thermique pour vous assurer que la température se situe entre 10 et 18 degrés Celsius. Réglez les lumières à spectre complet sur une période de lumière de 12 heures, une période de photo sombre de 12 heures à l’aide des paramètres de synchronisation de la source lumineuse ou en branchant la source lumineuse sur une minuterie avec un cycle programmable. Mesurez l’intensité lumineuse avec un compteur quantique PAR sous la surface près du gravier et ajustez à l’aide d’une source lumineuse à intensité variable ou en superposant un maillage sur la source lumineuse.L’aération est ajoutée aux cultures à l’aide de pompes à air. Utilisez des filtres avec une taille de pores de 02 micromètres pour réduire la contamination bactérienne en suspension dans l’air. Le matériel et les stations doivent être stérilisés et préparés à l’avance.Voir le texte pour plus de détails. Le gravier utilisé pour l’ensemencement doit avoir une surface texturée ou légèrement piquée, car les gamétophytes sont plus susceptibles d’être retenus sur des substrats à forte rugosité. Frottez et rincez le gravier jusqu’à ce que l’eau soit claire pour éliminer la poussière ou les débris.Faites tremper le gravier dans une solution d’eau de Javel diluée à 10 % pendant au moins 24 heures et rincez à l’eau de mer stérilisée par filtre. Calculez le volume d’eau de mer stérilisée par filtre nécessaire pour rafraîchir les récipients de culture chaque semaine et planifiez cette tâche de filtration et de stérilisation en conséquence. De grandes quantités d’eau de mer stérilisée par filtre peuvent être stockées dans des récipients sombres jusqu’à six mois à une température de huit à 10 degrés Celsius.Si la réfrigération n’est pas disponible, conservez-la dans un endroit sombre et frais. Filtrez l’eau à l’aide d’un système de filtration sous vide avec une taille de pores de 55 à un micromètre. Éteignez la source d’aspiration avant que toute l’eau ne soit aspirée pour éviter d’endommager le filtre et versez l’eau filtrée dans un récipient stérile dédié.Pour les volumes plus importants, un système de filtration à flux continu peut être utilisé. Par exemple, faites passer l’eau de mer à travers une série de trois filtres plissés, 10 micromètres, cinq micromètres et un micromètre, disposés de la plus grande à la plus petite taille de pore. Ce système à flux continu est connecté à une lumière UV d’aquarium.Stériliser l’eau de mer filtrée à l’aide de méthodes UV et/ou d’autoclavage. L’enrichissement de l’eau de mer stérilisée par filtre avec des nutriments et des vitamines est essentiel à la croissance du varech. Les options d’enrichissement courantes comprennent les milieux d’eau de mer enrichis en Provasoli et les milieux F/2.Voir le texte pour plus de détails. Obtenez les permis nécessaires pour la collecte de tissus de varech qui répondent aux lois et réglementations locales. En plongée, sélectionnez trois à cinq lames sporophylles parmi 10 à 15 individus fertiles de Macrocystis pyrifera avec des sores visibles espacés de deux à cinq mètres.Choisir des sporophylles propres et intacts si possible avec peu ou pas d’encrassement ou de dégradation. Stocker les lames sporophylles séparément selon l’individu parent à partir de ce moment. Les sporophylles poussent dans une jupe dense à la base au-dessus de la forteresse du varech adulte, et peuvent être identifiées par leur absence de pneumatocystes remplis de gaz.Transporter les lames de sporophylle dans des sacs de collecte sombres pour éviter la surexposition à la lumière du soleil, remplis au minimum d’eau de mer du site pour les garder humides et entreposées dans des glacières à environ 12 degrés Celsius jusqu’à l’arrivée à l’espace de culture. S’assurer que les échantillons ne sont pas en contact direct avec la glace. Les sporophylles peuvent être expédiés vers ou depuis d’autres endroits.Rincer les sporophylles avec de l’eau de mer filtrée et stérilisée. Envelopper les lames prélevées sur un seul individu de Macrocystis pyrifera dans des serviettes en papier humides trempées dans de l’eau de mer stérilisée filtrée, puis dans du papier d’aluminium pour éviter la pénétration de la lumière et une dessiccation supplémentaire. Cette méthode de stockage est communément appelée méthode burrito.Placez ces emballages dans une glacière avec de la glace avec une barrière protectrice, comme du papier bulle recyclé ou du carton. Préparez la glacière pour l’expédition de nuit et assurez-vous que quelqu’un est disponible pour recevoir l’envoi et placer les colis dans des conditions réfrigérées. Facultativement, conservez les sporophylles pendant 12 à 48 heures dans des conditions réfrigérées, ce qui favorise la libération des spores du tissu du sorus.Pour conserver, utilisez la méthode du burrito. Si vous les stockez en option, trouvez des preuves de sporulation partielle sur les serviettes en papier indiquant la présence de tissu sorus fertile. Le tissu Sorus est souvent légèrement surélevé et de couleur plus foncée que le tissu environnant.Sélectionnez le tissu de sorus mûr et coupez-le en sections de 25 centimètres carrés à l’aide de ciseaux stériles. Sélectionnez une ou deux sections de sori propres parmi 10 à 15 parents de varech individuels pour favoriser la diversité génétique. Pour nettoyer, frottez doucement les deux côtés du tissu du sorus dans un seul sens avec une gaze stérile imbibée d’eau de mer stérilisée par filtre.Si nécessaire, grattez doucement le tissu du sorus avec une lame de rasoir stérile. Immerger la section de sori dans un bain d’eau douce pendant 30 secondes à une minute et rincer à l’eau de mer stérilisée par filtre. Immergez chaque section de sori dans de l’eau de mer stérilisée par filtre tempérée à 10 à 15 degrés Celsius dans un tube Falcon stérile de 50 millilitres.Alternativement, les sections de sori peuvent sporuler dans un seul récipient stérile. Placez les tubes à une température de quatre à 12 degrés Celsius dans l’obscurité pour qu’ils sporulent pendant un maximum de quatre heures. Si aucun réfrigérateur n’est disponible, conservez-le dans un endroit frais et peu éclairé.À l’aide d’un microscope composé et d’un hémocytomètre, observez la densité des spores de trois à quatre échantillons toutes les 30 minutes jusqu’à quatre heures. Changez les pointes de pipette entre les échantillons. Si les densités sont d’au moins 10 000 spores par millilitre, passez à l’étape suivante.Si une coupe de sori ne produit aucune spores après quatre heures, jetez l’échantillon. Les spores peuvent se déposer dans les heures qui suivent leur libération, mais peuvent être observées nageant dans un mouvement circulaire. Retirez chacune des sections de sori de leurs tubes Falcon.Combinez les solutions de spores résultantes dans un seul récipient stérilisé et quantifiez la densité combinée finale. Calculer le volume final de solution de spores nécessaire à l’inoculation pour une concentration finale de 500 à 1 000 spores par millilitre dans des récipients de culture. Voir le texte pour plus de détails.Placez des lames de verre stériles dans des récipients de culture pour surveiller le développement du varech. Inclure au moins 30 lames réparties au hasard dans les contenants de culture pour une surveillance suffisante. Inoculer le volume calculé de solution de spores dans le récipient de culture à l’aide d’une pointe de pipette stérile contenant des substrats immergés dans un milieu de culture.Fermez le récipient et remuez doucement pour répartir les spores. Placez le récipient dans votre système de culture. Réglez votre température entre 10 et 15 degrés Celsius en fonction de la température de votre site de déploiement.Les lumières à spectre complet pour les plantes aquatiques sont réglées sur un cycle de lumière de 12 heures et d’obscurité de 12 heures avec des intensités lumineuses allant de zéro à 180 micromoles photons par mètre carré de seconde. Voir le texte pour une chronologie des conditions d’éclairage spécifiques. Après une journée, prévoir une légère aération avec une source d’air filtré.Surveillez au moins deux lames de verre aléatoires par jour, ou tous les deux jours pendant les deux premières semaines pour évaluer le développement. Après deux semaines, surveillez au moins deux lames de verre aléatoires une à deux fois par semaine pour une croissance saine et une contamination jusqu’à ce que les sporophytes atteignent une taille d’un à deux centimètres. Pour surveiller, manipulez la lame avec une pince à épiler stérilisée et placez-la dans une boîte de Pétri propre contenant suffisamment d’eau de mer stérilisée pour immerger la lame de verre.Ne retournez pas les lames de verre dans les cultures après avoir été retirées pour éviter la contamination croisée. Utilisez un microscope composé ou inversé à un grossissement de 40 à 400x pour observer les varechs à un stade précoce. Le développement devrait suivre le calendrier suivant.Les spores déposées sont observées à zéro à un jour. Les spores peuvent germer en quelques heures, comme en témoigne la formation d’un tube germinal. La germination est généralement observée au bout d’un à deux jours.Les gamétophytes précoces sont généralement observés entre un et quatre jours. La gamétogenèse, le processus par lequel les cellules subissent une division et une différenciation pour former des gamètes mâles et femelles, est généralement observée dans les deux premières semaines. Les cellules femelles sont cinq à sept fois plus grandes que les mâles.Les gamétophytes mâles développent de fines branches filamenteuses, tandis que les femelles sont plus rondes ou de forme ovoïde. Les femelles produisent généralement des œufs en deux à trois semaines. Le sperme libéré par les mâles féconde les œufs, qui se développent en sporophytes embryonnaires.Les sporophytes sont généralement observés dans les deux à quatre semaines. Le zygote subit une division cellulaire rapide, entraînant la croissance de lames d’un à deux centimètres en six à huit semaines environ. Chaque semaine, changez de milieu de culture pour reconstituer les nutriments et minéraux nécessaires à la croissance de Macrocystis pyrifera.Réfrigérer le milieu de croissance frais à la température appropriée. Assurez-vous que le milieu de culture ne dépasse pas 15 degrés Celsius pendant ce processus. Siphonnez le milieu hors de vos contenants de culture pour éviter de perturber les substrats ensemencés.Laissez le média s’écouler jusqu’à ce que le récipient soit presque vide. Rafraîchissez immédiatement le support pour minimiser la dessiccation. Inclinez légèrement les récipients de croissance lors du remplissage, de sorte que le milieu coule sur le côté du récipient de culture pour perturber le moins possible les substrats.Réorganisez au hasard les positions des récipients ou des cuves lors des changements hebdomadaires de milieu pour tenir compte des différences d’irradiation lumineuse. Voir le texte pour un calendrier pour suivre les activités et les attentes concernant les cultures de Macrocystis. Il indique le moment des ajustements de la lumière et de l’aération, ainsi que les changements hebdomadaires de support.Après six à huit semaines d’élevage en laboratoire, les sporophytes juvéniles mesurent un à deux centimètres de long et sont prêts à être déployés. Actualisez les milieux de culture dans les conteneurs de culture 24 heures avant le déploiement. Obtenez les permis nécessaires pour le déploiement de gravier qui répondent aux lois et réglementations locales.Transportez du gravier vert jusqu’à six heures dans une glacière ombragée. Le déploiement doit être programmé pour éviter la lumière la plus directe du soleil. Utilisez une structure ombragée sur le bateau pour éviter le soleil direct pendant le processus de déploiement.Dispersez soigneusement du gravier vert de la surface sur le récif en contrebas, ou par plongée sous-marine lors d’essais sur de nouveaux sites et à petite échelle. La technique de restauration du gravier vert est encore en phase académique avec des données limitées sur la survie des semis pour d’autres espèces et aucune donnée pour Macrocystis pyrifera. Néanmoins, un succès sur le terrain a été observé dans une étude pilote récente, indiqué par l’attachement des haptera au substrat environnant et des varechs juvéniles atteignant 1,2 mètre après deux mois sur le terrain.En utilisant la collecte sur le terrain et l’entretien en laboratoire décrits dans ce protocole, nous avons cultivé deux populations distinctes de varech donneur à 12 degrés Celsius et 20 degrés Celsius pour élucider les effets dépendants de la température sur le développement des micro-stades de Macrocystis pyrifera au fil du temps. Après 24 jours, les gamétophytes ont été comptés à partir d’images microscopiques. La température a eu un effet sur la population K1 plus froide, mais pas sur la population K4, suggérant une divergence adaptative possible dans les traits de tolérance thermique.Cela souligne l’importance des températures d’élevage spécifiques au site. Après 32 jours, les sporophytes visibles ont été comptés sur chaque lame de verre. La température a eu un effet similaire pour les populations K1 et K4.Les échantillons élevés à 20 degrés Celsius ont produit peu de sporophytes visibles par rapport à ceux élevés à 12 degrés Celsius. Ce résultat suggère que la production de sporophytes est plus sensible à la température que le stade gamétophyte, et que les températures d’élevage ne doivent pas dépasser 15 degrés Celsius pour atteindre le développement des sporophytes, comme indiqué dans le protocole. Avec ce protocole visualisé, nous espérons encourager d’autres essais avec la méthode du gravier vert pour améliorer la restauration de précieuses forêts de varech sous-marines par des chercheurs et des gestionnaires du monde entier.Bonne chance dans votre voyage sur gravier vert avec Macrocystis pyrifera.

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