Name: Maintenance en laboratoire de la mouche des diptères inférieurs Bradysia (Sciara) coprophila : un organisme modèle nouveau/ancien émergent (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-04-19T14:50:00.000+00:00
Duration: 4 min 26 s
Description: Découvrez les protocoles de maintenance en laboratoire de Bradysia coprophila, un modèle émergent pour étudier la dynamique des fuseaux monopolaires et l'élimination chromosomique. Ces méthodes facilitent la recherche en biologie cellulaire et du développement.

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Nous remercions tout particulièrement les anciens gardiens de B. coprophila (Jacob E. Bliss, Paula Bonazinga, Anne W. Kerrebrock, Ingrid M. Mercer, Heidi S. Smith) et le personnel de recherche (en particulier Robert Baird, Michael S. Foulk, Donna Kubai, John M. Urban, Yutaka Yamamoto) pour avoir peaufiné les protocoles d’élevage. Les premières instructions sur les soins à donner à B. coprophila ont été fournies par Helen V. Crouse, Natalia Gabrusewycz-Garcia, Reba M. Goodman, Charles W. Metz et Ellen Rasch. Avec gratitude à Yukiko Yamashita et Anne W. Kerrebrock pour avoir pris en charge le centre boursier Bradysia (Sciara). Nous remercions les personnes suivantes pour leur préparation utile des figures : Brian Wiegmann (figure 1), John M. Urban (figure 4 , panneau supérieur), Laura Ross (figure 4 , panneau inférieur), Yutaka Yamamoto (figure 5 , panneau gauche), Leo Kadota (figure 7 et figure 8). Un grand merci à Ava Filiss et au laboratoire multidisciplinaire de l’Université Brown pour leur aide en matière de photographie et de tournage. Merci à Robert Baird pour ses commentaires sur ce manuscrit. Nos recherches et notre entretien de B. coprophila ont été soutenus par les NIH et la NSF, y compris le soutien le plus récent des NIH GM121455 à S.A.G. De plus amples détails sur B. coprophila sont disponibles sur les sites Web du Centre de stockage Bradysia (Sciara) (https://sites.brown.edu/sciara/ et https://sciara.wi.mit.edu) qui sont actuellement en cours de construction.

Bradysia coprophila Lab Protocols and Chromosomal Research

<ol><li>Lewin, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Earth+BioGenome+project%3A+Sequencing+life+for+the+future+of+life%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Earth BioGenome project: Sequencing life for the future of life.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 115 (17), 4325-4333 (2018).</li>
<li>Wiegmann, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Episodic+radiations+in+the+fly+tree+of+life%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Nat+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Episodic radiations in the fly tree of life.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 108 (14), 5690-5695 (2011).</li>
<li>Yeates, D. K., Wiegmann, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogeny+of+Diptera%5BTitle%5D)+AND+%22Manual+of+Afrotropical+Diptera.Suricata%22%5BJournal%5D)">Phylogeny of Diptera.</a> Manual of Afrotropical Diptera.Suricata. 3, 149-161 (2017).</li>
<li>Vilkamaa, P., Burdíková, N., Ševčík, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genus+Spinopygina+gen.+nov.+%28Diptera%2C+Sciaridae%29+from+Western+North+America%3A+Preliminary+molecular+phylogeny+and+description+of+seven+new+species%5BTitle%5D)+AND+%22Insects%22%5BJournal%5D)">The genus Spinopygina gen. nov. (Diptera, Sciaridae) from Western North America: Preliminary molecular phylogeny and description of seven new species.</a> Insects. 14 (2), 173(2023).</li>
<li>Metz, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chromosome+behavior%2C+inheritance+and+sex+determination+in+Sciara%5BTitle%5D)+AND+%22Amer+Naturalist%22%5BJournal%5D)">Chromosome behavior, inheritance and sex determination in Sciara.</a> Amer Naturalist. 72 (743), 485-520 (1938).</li>
<li>Gerbi, S. A. Unusual chromosome movements in Sciarid flies. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGerbi%2C+SA+%22Results+and+Problems+in+Cell+Differentiation.+Vol+13+Germ+Line+-+Soma+Differentiation%22">Results and Problems in Cell Differentiation. Vol 13 Germ Line - Soma Differentiation</a>. Hennig, N. 13, Springer-Verlag. Berlin, Heidelberg. 71-104 (1986).</li>
<li>Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-random+chromosome+segregation+and+chromosome+eliminations+in+the+fly+Bradysia+%28Sciara%29%5BTitle%5D)+AND+%2234%3BNon-Mendelian+Inheritance+and+Meiotic+Drive.%26%2334%3B%2C+Chromosome+Research.%28special+issue%29%22%5BJournal%5D)">Non-random chromosome segregation and chromosome eliminations in the fly Bradysia (Sciara).</a> 34;Non-Mendelian Inheritance and Meiotic Drive.&#34;, Chromosome Research.(special issue). Larracuente, A., Hanlon, S. 30, 273-288 (2022).</li>
<li>Steffan, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+generic+revision+of+the+family+Sciaridae+%28Diptera%29+of+America+North+of+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22University+of+California+Publications+in+Entomology%22%5BJournal%5D)">A generic revision of the family Sciaridae (Diptera) of America North of Mexico.</a> University of California Publications in Entomology. 44, 1-77 (1966).</li>
<li>Shin, S., Jung, S., Menzel, F., Heller, K., Lee, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+phylogeny+of+black+fungus+gnats+%28Diptera%3A+Sciaroidea%3A+Sciaridae%29+and+the+evolution+of+larval+habitats%5BTitle%5D)+AND+%22Molec+Phylogenetics+Evolution%22%5BJournal%5D)">Molecular phylogeny of black fungus gnats (Diptera: Sciaroidea: Sciaridae) and the evolution of larval habitats.</a> Molec Phylogenetics Evolution. 66 (3), 833-846 (2013).</li>
<li>Mohrig, W., Heller, K., Hippa, H., Vilkamaa, P., Menzel, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revision+of+the+black+fungus+gnats+%28Diptera%3A+Sciaridae%29+of+North+America%5BTitle%5D)+AND+%22Studia+Dipterologica%22%5BJournal%5D)">Revision of the black fungus gnats (Diptera: Sciaridae) of North America.</a> Studia Dipterologica. 19 (1-2), 141-286 (2013).</li>
<li>Ševčík, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+phylogeny+of+the+megadiverse+insect+infraorder+Bibionomorpha+sensu+lato+%28Diptera%29%5BTitle%5D)+AND+%22PeerJ%22%5BJournal%5D)">Molecular phylogeny of the megadiverse insect infraorder Bibionomorpha sensu lato (Diptera).</a> PeerJ. 4, e2563(2016).</li>
<li>Menzel, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pseudolycoriella+hygida+%28Sauaia+and+Alves%29-An+overview+of+a+model+organism+in+genetics%2C+with+new+aspects+in+morphology+and+systematics%5BTitle%5D)+AND+%22Insects%22%5BJournal%5D)">Pseudolycoriella hygida (Sauaia and Alves)-An overview of a model organism in genetics, with new aspects in morphology and systematics.</a> Insects. 15 (2), 118(2024).</li>
<li>Meigen, J. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMeigen%2C+JW+%22Klassifikazion+und+Beschreibung+der+europ%C3%A4ischen+zweifl%C3%BCgligen+Insekten+%28Diptera+Linn%29%22">Klassifikazion und Beschreibung der europäischen zweiflügligen Insekten (Diptera Linn)</a>. 1 (1), Karl Reichard. Braunschweig. (1804).</li>
<li>Johannsen, O. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fungus+gnats+of+North+America+part+I%5BTitle%5D)+AND+%22Maine+Agricultural+Experimental+Station+Bulletin%22%5BJournal%5D)">The fungus gnats of North America part I.</a> Maine Agricultural Experimental Station Bulletin. 172, 209-276 (1909).</li>
<li>Johannsen, O. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mycetophilidae+of+North+America%5BTitle%5D)+AND+%22Maine+Agricultural+Experimental+Station+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Mycetophilidae of North America.</a> Maine Agricultural Experimental Station Bulletin. 200, 57-146 (1912).</li>
<li>Urban, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bradysia+%28Sciara%29+coprophila+larvae+up-regulate+DNA+repair+pathways+and+down-regulate+developmental+regulators+in+response+to+ionizing+radiation%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Bradysia (Sciara) coprophila larvae up-regulate DNA repair pathways and down-regulate developmental regulators in response to ionizing radiation.</a> Genetics. (3), (2024).</li>
<li>Hodson, C. N., Jaron, K. S., Gerbi, S., Ross, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene-rich+germline-restricted+chromosomes+in+black-winged+fungus+gnats+evolved+through+hybridization%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Gene-rich germline-restricted chromosomes in black-winged fungus gnats evolved through hybridization.</a> PLoS Biology. 20 (2), e3001559(2021).</li>
<li>Urban, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+contiguity+de+novo+genome+assembly+and+DNA+modification+analyses+for+the+fungus+fly%2C+Sciara+coprophila%2C+using+single-molecule+sequencing%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Genomics%22%5BJournal%5D)">High contiguity de novo genome assembly and DNA modification analyses for the fungus fly, Sciara coprophila, using single-molecule sequencing.</a> BMC Genomics. 22, 643(2021).</li>
<li>Baird, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+evolution+of+a+maternally+acting+sex-determining+supergene+in+a+fly+with+single-sex+broods%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Evol%22%5BJournal%5D)">Recent evolution of a maternally acting sex-determining supergene in a fly with single-sex broods.</a> Mol Biol Evol. 40 (7), (2023).</li>
<li>Yamamoto, Y., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Making+ends+meet%3A+targeted+integration+of+DNA+fragments+by+genome+editing%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Making ends meet: targeted integration of DNA fragments by genome editing.</a> Chromosoma. 127 (4), 405-420 (2018).</li>
<li>Yamamoto, Y., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+transformation+for+genome+editing+of+an+emerging+model+organism%5BTitle%5D)+AND+%22Genes%22%5BJournal%5D)">Development of transformation for genome editing of an emerging model organism.</a> Genes. 13 (7), 1108-1124 (2022).</li>
<li>Metz, C. W., Smith, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Further+observation+on+the+nature+of+the+x-prime+%28X%27%29+chromosome+in+Sciara%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Nat+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Further observation on the nature of the x-prime (X') chromosome in Sciara.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 17 (4), 195-198 (1931).</li>
<li>Crouse, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X-ray+induced+sex-linked+recessive+lethals+and+visibles+in+Sciara+coprophila%5BTitle%5D)+AND+%22Amer+Naturalist%22%5BJournal%5D)">X-ray induced sex-linked recessive lethals and visibles in Sciara coprophila.</a> Amer Naturalist. 95 (880), 21-26 (1961).</li>
<li>Metz, C. W., Ullian, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+identification+of+the+sex+chromosomes+in+Sciara+%28Diptera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Nat+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Genetic identification of the sex chromosomes in Sciara (Diptera).</a> Proc Nat Acad Sci USA. 15 (2), 82-85 (1929).</li>
<li>Crouse, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X+heterochromatin+subdivision+and+cytogenetic+analysis+in+Sciara+coprophila+%28Diptera%2C+Sciaridae%29.+I.+Centromere+localization%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">X heterochromatin subdivision and cytogenetic analysis in Sciara coprophila (Diptera, Sciaridae). I. Centromere localization.</a> Chromosoma. 63, 39-55 (1977).</li>
<li>Crouse, H. V., Gerbi, S. A., Liang, C. M., Magnus, L., Mercer, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localization+of+ribosomal+DNA+within+the+proximal+X+heterochromatin+of+Sciara+coprophila+%28Diptera%2C+Sciaridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Localization of ribosomal DNA within the proximal X heterochromatin of Sciara coprophila (Diptera, Sciaridae).</a> Chromosoma. 64 (4), 305-318 (1977).</li>
<li>Crouse, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X+heterochromatin+subdivision+and+cytogenetic+analysis+in+Sciara+coprophila+%28Diptera%2C+Sciaridae%29.+II.+The+controlling+element%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">X heterochromatin subdivision and cytogenetic analysis in Sciara coprophila (Diptera, Sciaridae). II. The controlling element.</a> Chromosoma. 74, 219-239 (1979).</li>
<li>Mok, E. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maintenance+of+the+DNA+puff+expanded+state+is+independent+of+active+replication+and+transcription%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Maintenance of the DNA puff expanded state is independent of active replication and transcription.</a> Chromosoma. 110 (3), 186-196 (2001).</li>
<li>Smith-Stocking, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+studies+on+selective+segregation+of+chromosomes+in+Sciara+coprophila+Lintner%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Genetic studies on selective segregation of chromosomes in Sciara coprophila Lintner.</a> Genetics. 21 (4), 421-443 (1936).</li>
<li>Gabrusewycz-Garcia, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytological+and+autoradiographic+studies+in+Sciara+coprophila+salivary+gland+chromosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Cytological and autoradiographic studies in Sciara coprophila salivary gland chromosomes.</a> Chromosoma. 15, 312-344 (1964).</li>
<li>Wu, N., Liang, C., DiBartolomeis, S. M., Smith, H. S., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+progression+of+DNA+puffs+in+Sciara+coprophila%3A+amplification+and+transcription%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Developmental progression of DNA puffs in Sciara coprophila: amplification and transcription.</a> Dev Biol. 160 (1), 73-84 (1993).</li>
<li>Yamamoto, Y., Gustafson, E. A., Foulk, M. S., Smith, H. S., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+and+evolution+of+a+DNA+replication+origin%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Anatomy and evolution of a DNA replication origin.</a> Chromosoma. 130 (2-3), 199-214 (2021).</li>
<li>Misof, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenomics+resolves+the+timing+and+pattern+of+insect+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution.</a> Science. 346 (6210), 763-767 (2014).</li>
<li>Bertone, M. A., Courtney, G. W., Wiegmann, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetics+and+temporal+diversification+of+the+earliest+true+flies+%28Insecta%3A+Diptera%29+based+on+multiple+nuclear+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Syst+Entomol%22%5BJournal%5D)">Phylogenetics and temporal diversification of the earliest true flies (Insecta: Diptera) based on multiple nuclear genes.</a> Syst Entomol. 33, 668-687 (2008).</li>
<li>de Saint Phalle, B., Sullivan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incomplete+sister+chromatid+separation+is+the+mechanism+of+programmed+chromosome+elimination+during+early+Sciara+coprophila+embryogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Incomplete sister chromatid separation is the mechanism of programmed chromosome elimination during early Sciara coprophila embryogenesis.</a> Development. 122 (12), 3775-3784 (1996).</li>
<li>de Saint Phalle, B., Oldenbourg, R., Kubai, D., Salmon, E. D., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paternal+chromosome+elimination+and+X+non-disjunction+on+asymmetric+spindles+in+Sciara+male+meiosis%5BTitle%5D)+AND+%22BioRxiv%22%5BJournal%5D)">Paternal chromosome elimination and X non-disjunction on asymmetric spindles in Sciara male meiosis.</a> BioRxiv. , (2021).</li>
<li>Bath, J. D., Sponsler, O. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+alternative+method+for+the+culture+of+Sciara+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">An alternative method for the culture of Sciara larvae.</a> Science. 109 (2828), 255(1949).</li>
<li>Forer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crane+fly+spermatocytes+and+spermatids%3A+A+system+for+studying+cytoskeletal+components%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Crane fly spermatocytes and spermatids: A system for studying cytoskeletal components.</a> Methods Cell Biol. 25, Pt B 227-252 (1982).</li>
<li>Gillespie, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+rearing+method+for+fungus+gnats+Corynoptera+sp.+%28Diptera%3A+Sciaridae%29+with+notes+on+life+history%5BTitle%5D)+AND+%22J+Entomol+Soc+Br+Colum%22%5BJournal%5D)">A simple rearing method for fungus gnats Corynoptera sp. (Diptera: Sciaridae) with notes on life history.</a> J Entomol Soc Br Colum. 83, 45-48 (1986).</li>
<li>Gardiner, R. B., Jarvis, W. R., Shipp, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ingestion+of+Pythium+spp.+by+larvae+of+the+fungus+gnat+Bradysia+impatiens+%28Diptera%3A+Sciaridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Appl+Biol%22%5BJournal%5D)">Ingestion of Pythium spp. by larvae of the fungus gnat Bradysia impatiens (Diptera: Sciaridae).</a> Ann Appl Biol. 116, 205-212 (1990).</li>
<li>Hungerford, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sciara+maggots+injurious+to+potted+plants%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Sciara maggots injurious to potted plants.</a> J Econ Entomol. 9 (6), 538-549 (1916).</li>
<li>Thomas, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+rearing+mushroom+insects+and+mites%5BTitle%5D)+AND+%22Entomol+News%22%5BJournal%5D)">A method for rearing mushroom insects and mites.</a> Entomol News. 40, 222-225 (1929).</li>
<li>Austin, M. D., Pitcher, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+laboratory+method+for+rearing+Sciara+and+phorid+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Entomol+Mon+Mag%22%5BJournal%5D)">A laboratory method for rearing Sciara and phorid flies.</a> Entomol Mon Mag. 72, No. 860 12-15 (1936).</li>
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<li>Wilkinson, J. D., Daughterty, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+development+of+Bradysia+impatiens+%28Diptera%3A+Sciaridae%29+under+constant+and+variable+temperatures%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Entomol+Soc+Am%22%5BJournal%5D)">Comparative development of Bradysia impatiens (Diptera: Sciaridae) under constant and variable temperatures.</a> Ann Entomol Soc Am. 63 (4), 1079-1083 (1970).</li>
</ol>

L’auteur n’a aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Les protocoles présentés ici pour l’élevage de B. coprophila seront utiles aux scientifiques qui souhaitent élever cet organisme dans leurs laboratoires pour des expériences visant à approfondir ses caractéristiques biologiques uniques. La description initiale de la méthode d’alimentation à l’aide de levures et de poudre de champignons saupoudrées sur une base de gélose pour maintenir B. coprophila29 a été utilisée au laboratoire de Metz pour élever 14 espèces différentes de mouches Sciarides5. Par la suite, il a été observé que l’ajout de poudre d’ortie et/ou d’épinards augmentait encore la vitalité de B. coprophila (Gabrusewycz-Garcia, communication personnelle). Ces méthodes ont permis de maintenir des espèces apparentées de la famille des Sciaridae, notamment Bradysia impatiens et Lycoriella ingenua qui sont actuellement en culture (Robert Baird, communication personnelle).
D’autres méthodes (telles que les méthodes d’alimentation alternatives décrites ci-dessous) ont été essayées pour élever B. coprophila, mais les protocoles décrits ici ont été optimisés pour avoir le rapport le plus favorable de larves par surface de gélose afin d’obtenir les adultes gras les plus fertiles et de minimiser la croissance de moisissures. Pour passer à l’échelle, l’accouplement de masse peut être effectué dans des flacons en verre, comme décrit dans le protocole 2 ci-dessus. Alternativement, quelques (2-4) femelles adultes peuvent être placées ensemble avec deux fois plus de mâles adultes dans un flacon tel que celui utilisé pour élever la drosophile (bouteille jetable de 6 oz = 177,4 ml en polypropylène Drosophila à fond carré). Dans les deux cas, le chercheur doit être pleinement convaincu que le flacon ne contient que toutes les mères productrices ou toutes les mères productrices mâles.
Ne nourrissez que les larves car les pupes et les adultes ne mangent pas. Ne donnez pas le flacon si les larves se sont transformées en pupes (un signe de cela est lorsque les premières mouches adultes à émerger tôt apparaissent). Une fois que les adultes sont fermés, placez les flacons dans un incubateur plus froid (p. ex. 16 °C) s’il y en a, car cela permettra aux adultes de vivre plus longtemps. Nourrissez les larves trois fois par semaine (p. ex., lundi, mercredi et vendredi), en augmentant la quantité de nourriture donnée par flacon à mesure que les larves vieillissent. Nourrissez généreusement et vous serez récompensé par des adultes gras et fertiles. Cependant, si vous donnez trop, de la moisissure blanche apparaîtra et c’est un signe qu’il faut réduire la quantité de nourriture que vous déposez dans un flacon. De plus, si vous nourrissez trop, un épais tampon de nourriture se développera sur le dessus de la gélose et rendra plus difficile l’émergence des adultes (vous pouvez retirer le tampon avec une pince, mais veillez à ne pas retirer les larves avec le tampon - il est préférable de ne pas avoir à le faire du tout). Les flacons contenant peu de larves (marqués « peu ») ont besoin de moins de nourriture. Si vous nourrissez trop peu, les larves grimperont sur les parois de la fiole à la recherche de nourriture. Les larves sous-alimentées donnent de petits adultes moins fertiles.
Méthodes d’alimentation alternatives Diverses méthodes ont été tentées pour nourrir les larves une seule fois au stade larvaire plutôt que 3 fois par semaine. B. coprophila ne se développera pas sur des aliments de type drosophile . John Urban (communication personnelle) a essayé de mélanger de la nourriture de B. coprophila avec l’agar, mais trop de moisissure s’est développée. Il a découvert que l’ajout de deux inhibiteurs de moisissure (tégosept et acide propionique) en combinaison et séparément, en essayant plusieurs concentrations différentes, était tous toxiques pour B. coprophila à des niveaux qui inhibent la moisissure. La gélose doit avoir un pH de 6-7 (neutre) car B. coprophila tombe malade à un pH acide (comme avec l’acide propianique). Alternativement, pour éviter de se nourrir trois fois par semaine, il a essayé d’utiliser une spatule ou une seringue sans aiguille pour distribuer une pâte de levure épaisse (levure sèche active Red Star mélangée à un peu d’eau distillée pour l’humidifier) comme une cuillerée sur la gélose dans chaque flacon une semaine après l’accouplement (c’est-à-dire à peu près au moment où les larves commenceront à émerger).
Une autre méthode pour éviter de nourrir trois fois par semaine consiste à ajouter une culture vivante de champignons à chaque flacon. Bath et Sponsler37 ont rapporté qu’une surface de gélose oblique avec du milieu de Sabouraud devrait être striée d’une culture fongique des genres Chaetoconidia (le meilleur) ou bien Baplosporangia ou Xllescheria. Le champignon a été cultivé de plusieurs jours à une semaine avant l’introduction de B. coprophilara . Aucune alimentation n’a été nécessaire après cela. Une variante de cette méthode a également été employée par Ellen Rasch (communication personnelle). Dans nos mains, les flacons étaient trop humides avec cette méthode et les larves se sont noyées, mais elle a pu être réessayée pour optimiser le nombre de larves par rapport aux flacons avec des champignons vivants.
Arthur Forer (communication personnelle) a eu un certain succès dans l’élevage de B. coprophila de la même manière que les tipules38. Avec cette approche, les pupes ont été élevées sur du papier mâché humide. Par la suite, les adultes ont été accouplés et les œufs ont été déposés sur du papier mâché frais et humide. Les larves résultantes ont été conservées sur du papier mâché dans des boîtes de Pétri et nourries avec des feuilles d’ortie en poudre deux fois par semaine. Les pupes ont été placées dans une cage pour répéter le cycle.
Yukiko Yamashita (communication personnelle) a essayé sans succès d’élever B. coprophila sur le sol, imitant les conditions où ils se trouvent dans la nature dans les plantes en pot et les serres à forte humidité. Cependant, la moisissure peut devenir un problème lorsque le taux d’humidité est élevé. Néanmoins, un sol humide a été utilisé avec succès pour élever des larves de Pseudolycoriella (anciennement Bradysia) hygida dans des boîtes en plastique avec un sol humide ; ils sont nourris avec des feuilles d’Ilex paraguariensis décomposées, complétées à la fin de la vie larvaire avec 1,2% d’extrait de levure, 1,4% d’amidon de maïs, 0,8% de farine d’avoine, 1,2% d’agar12. De même, le sol humide peut être remplacé par de la mousse de tourbe humide avec des haricots rouges broyés pour élever des mouches Sciarides39,40.
D’autres méthodes encore ont été employées pour maintenir les cultures de Bradysia en laboratoire : (i) pomme de terre autoclave à laquelle on ajoute de la levure et de l’engrais pour sang séché41 ; ii) fumier42, 43, 44 auquel on peut ajouter du sang séché45 ; iii) récipients en plastique avec des cotons et des essuie-tout humides avec du soja moulu46.
Acariens Les acariens peuvent être transférés de la drosophile à B. coprophila. Pour minimiser cela, il est préférable de garder B. coprophila dans un incubateur ou une pièce séparés, pas à proximité des stocks de drosophiles . De plus, effectuez tout travail d’entretien de B. coprophila tôt dans la journée avant de manipuler la drosophile. Les acariens peuvent également être transférés à B. coprophila à partir de plantes d’intérieur, alors ne gardez pas les plantes dans la même pièce que B. coprophila. Si les acariens envahissent les flacons, ils peuvent être vus comme de petits organismes sphériques blancs rampant sur le corps de B. coprophila. Les traitements chimiques qui détruisent les acariens chez la drosophile ne peuvent pas être utilisés pour B. coprophila car les produits chimiques tuent B. coprophila (B. coprophila est également sensible aux vapeurs organiques telles que le phénol). Le seul traitement pour débarrasser les stocks d’acariens de B. coprophila consiste à recueillir manuellement les embryons sur une plaque de gélose, à examiner chacun d’eux pour s’assurer qu’il n’y en a pas, puis à les transférer dans des flacons de gélose fraîche à l’aide d’un pinceau fin. Les bouchons de gaze remplis de coton et les flacons en mousse d’acétate de cellulose (comme ceux utilisés pour les flacons en polypropylène de drosophile ) aident tous deux à empêcher l’entrée d’acariens dans les flacons.
Utilité des protocoles d’élevage Les protocoles décrits ici permettront à la communauté croissante de scientifiques d’élever B. coprophila en tant qu’organisme modèle nouveau/ancien afin d’étudier ses caractéristiques biologiques uniques. De nouveaux groupes de laboratoire sont encouragés à se joindre à la communauté croissante pour maintenir et étudier les caractéristiques biologiques uniques de Bradysia (Sciara).

Une compréhension complète des principes biologiques nécessite l’étude de nombreux organismes divers couvrant l’arbre de la vie. Bien qu’un large éventail d’organismes ait été décrit jusqu’à la fin duXIXe siècle, au milieu duXXe siècle, les études expérimentales se sont limitées à une poignée de moins d’une douzaine d’organismes modèles. Avec l’avènement de l’ère génomique et l’objectif de séquencer les génomes de toutes les espèces dans l’Arbre de la Vie1, nous sommes maintenant en mesure d’élargir les types d’organismes utilisés pour les expériences en laboratoire et de tirer parti de leur diversité. Une telle expansion d’organismes modèles émergents pour les expériences a une condition préalable à leur maintien en laboratoire. Ici, des protocoles sont décrits pour l’élevage d’un tel organisme modèle émergent, nouveau/ancien.
La majorité de la vie animale sur Terre est représentée par quatre super-radiations d’insectes2. Parmi les insectes, il existe environ 158 000 espèces de diptères (mouches vraies)3, avec environ 3000 espèces dans la famille des Sciaridae (mouches du terreau noir)4. La drosophile est la plus étudiée des mouches diptères. La mouche diptère inférieure (Nematocera), Bradysia (anciennement appelée Sciara) coprophila, a divergé il y a 200 millions d’années de la drosophile, qui est une mouche « diptère supérieur » (Brachycera). Par conséquent, B. coprophila est dans une position taxonomique favorable pour les études comparatives avec D. melanogaster (Figure 1). De plus, B. coprophila possède de nombreuses caractéristiques biologiques uniques qui méritent d’être étudiées à part entière 5,6,7. Beaucoup de ces caractéristiques désobéissent à la règle de constance de l’ADN dans laquelle toutes les cellules d’un organisme ont le même contenu en ADN. Chez B. coprophila, (i) le génome paternel est éliminé sur un fuseau monopolaire dans la méiose I mâle ; (ii) il n’y a pas de disjonction de la dyade X dans la méiose II masculine ; (iii) les chromosomes (L) limités à la lignée germinale sont éliminés du soma ; et (iv) un ou deux chromosomes X sont éliminés dans l’embryon précoce en fonction du sexe de l’individu. L’empreinte chromosomique permettant de distinguer les homologues maternels des homologues paternels a été découverte pour la première fois chez B. coprophila et est à l’origine de bon nombre de ces événements d’élimination chromosomique. En plus de l’élimination des chromosomes, un autre contournement de la constance de l’ADN se produit via l’amplification de l’ADN régulée par le développement et spécifique au locus au niveau des loci de la bouffée d’ADN dans les chromosomes polytènes des glandes salivaires larvaires. L’étude de ces caractéristiques uniques nécessite l’entretien en laboratoire de B. coprophila ; Les détails de son élevage sont présentés ici pour faciliter ces études.
<img alt="Diagramme phylogénétique des insectes, relation entre les diptères et les hyménoptères, taxonomie évolutive." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig01v3.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Figure 1 : Phylogénie de Bradysia (Sciara) coprophila. Les organismes modèles populaires sont indiqués en bleu et leur ordre taxonomique en rouge. Bradysia et d’autres mouches sciarides ainsi que les moustiques sont des mouches diptères inférieures (anciennement sous-ordre des Nematocera), tandis que les espèces de drosophiles sont des mouches diptères supérieures (sous-ordre : Brachysera). L’information sur le côté gauche de la figure provient de Misof et al.33 ; les informations du côté droit proviennent de Bertone et al.34 et de Wiegmann et al.2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Auparavant, le genre Sciara comptait le plus grand nombre (700) d’espèces pour tous les eucaryotes, ce qui a incité Steffan à les subdiviseren 8. Par la suite, Shin a proposé que la famille des Sciaridae soit subdivisée en la sous-famille des Sciarinae (avec six genres dont Sciara, Trichosia et Leptosciarella), la sous-famille des Megalosphyinae (y compris le genre Bradysia) et trois autres groupes (y compris Pseudolycoriella)9. La phylogénie des Sciaridae a été étudiée plus avant par plusieurs groupes ces dernières années 9,10,11. Au cours des dernières décennies, les noms de nombreux organismes de la famille des Sciaridae ont changé12. Bien que la majeure partie de la littérature couvrant plus d’un siècle fasse référence à l’organisme que nous étudions sous le nom de Sciara coprophila, son nom taxonomique actuel est maintenant Bradysia coprophila (syn. Bradysia tilicola et autres synonymes)10. Ils se trouvent dans le monde entier et sont communément appelés moucherons fongiques car ils mangent des champignons et d’autres champignons. Ils ont été décrits pour la première fois en 1804 par Meigen13 en Europe, puis par Johannsen 14,15 en Amérique du Nord. B. coprophila a été récolté au laboratoire de Cold Spring Harbor et des stocks de laboratoire ont été établis par Charles Metz au début des années 1900 alors qu’il était étudiant diplômé à l’Université Columbia avec Thomas Hunt Morgan. Ainsi, les stocks actuels reflètent un siècle de consanguinité. De même, la biologie de B. coprophila a été élucidée par des décennies d’études cytogénétiques menées par Helen Crouse (qui a fait son travail de doctorat avec Barbara McClintock).
Dans les années 1930, Bradysia (Sciara) a concurrencé Drosophila melanogaster en tant que système modèle pour les études génétiques. Malgré ses nombreuses caractéristiques biologiques uniques, B. coprophila a été éclipsé par D. melanogaster en tant qu’organisme modèle populaire, car les mutations phénotypiques induites par les radiations étaient nécessaires pour les études génétiques et étaient plus faciles à réaliser dans ces dernières, même si B. coprophila n’est que légèrement plus résistant à l’irradiation gamma que D. melanogaster16. À l’ère moderne de la génomique, ce n’est plus une préoccupation. Étant donné que la séquencegénomique 17,18,19 (Urban, Gerbi et Spradling, données non présentées) et les méthodes de transformation 20,21 (Yamamoto et Gerbi, données non présentées) pour B. coprophila sont récemment devenues disponibles, le moment est maintenant venu de l’utiliser comme un système modèle émergent nouveau/ancien, comme le montre la communauté croissante de scientifiques qui l’ont adopté pour leurs recherches. Cet article décrit les procédures d’entretien de son laboratoire.
B. coprophila n’a pas de chromosome Y et le sexe de la progéniture est déterminé par la mère. Les femelles qui ont le chromosome X' (« X-prime ») avec une longue inversion paracentrique n’auront que des filles, tandis que les femelles qui sont homozygotes pour le chromosome X standard (non inversé) n’auront que des fils5 (Figure 2). Des informations sur la séquence sont disponibles pour le chromosome19 de l’X, mais le mécanisme moléculaire reste à élucider sur la façon dont le chromosome X détermine que la progéniture sera femelle. Les mâles n’ont jamais le chromosome X', et après fécondation, les femelles sont X’X (hétérozygote pour le X') ou XX. Les femelles X’X adultes se distinguent des femelles XX par des marqueurs phénotypiques sur l’aile (Figure 3). Les femelles X’X (qui n’auront que des filles) sont reconnaissables au marqueur dominant de l’aile ondulée (W) sur le X' (comme dans la crosse HoLo2)22. Alternativement, les femelles XX (qui n’auront que des fils) peuvent être reconnues par le marqueur d’aile petite (p) récessive sur le X comme dans la crosse91S 23. Dans ce cas, les femelles X’Xp auront des ailes pleine longueur (pas petites) et n’auront que des filles. La crosse 6980 porte un marqueur récessif sur le chromosome X pour les veines gonflées (sw)24, ainsi que le marqueur dominant ondulé sur le X', permettant deux marqueurs pour la sélection pour les croisements. Le degré d’expression de Wavy peut varier et semble plus faible dans les flacons surpeuplés où la nourriture est limitative ou si la température devient trop chaude. Le phénotype de l’aile ondulée est exceptionnellement fort si les larves sont gardées dans la chambre froide (4°-8 °C) au lieu des 21 °C habituels. Bien que le marqueur récessif de la petite aile ne soit pas variable et soit très facile à identifier, les souches 91S sont moins utilisées car elles sont moins saines que les souches HoLo2. Les schémas d’accouplement de B. coprophila sont présentés ici (figure 2) et décrits en détail pour les stocks HoLo2, 7298 et W14 (fichier supplémentaire 1), le stock 91S (fichier supplémentaire 1), le stock 6980 (fichier supplémentaire 1) et les stocks de translocation (fichier supplémentaire 1). Les stocks de translocation n’existent plus ; il s’agissait de translocations réciproques d’hétérochromomères (H1, H2 et H3) sur le bras court du X qui contient les gènes de l’ARN ribosomique 25,26,27.
<img alt="Diagramme de détermination du sexe avec croisements génétiques ; Combinaisons XX et XY ; Processus de formation du zygote." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig02.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> Figure 2 : Schéma d’accouplement de B. coprophila. Cet organisme n’a pas de chromosome Y (le soma mâle a un seul X) ; Les mères déterminent le sexe de leur progéniture. Les XX mères n’ont que des fils et les femmes X’X n’ont que des filles. Le chromosome X a une longue inversion paracentrique par rapport au chromosome X. La lignée paternelle ou maternelle du chromosome X (ou X') est indiquée respectivement par du bleu ou du rouge dans cette figure. Les spermatozoïdes sont haploïdes pour les autosomes mais ont deux copies du chromosome X en raison de la non-disjonction dans la méiose II. La lignée somatique des embryons précoces élimine une ou deux copies du X d’origine paternelle, qu’ils soient respectivement féminins ou masculins. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Étude de la morphologie des insectes, images au microscope montrant les structures des ailes et du corps, étiquetées A-G pour analyse." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig03.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Figure 3 : Phénotypes des ailes de B. coprophila. Les mouches femelles adultes présentent différents phénotypes d’ailes : (A) aile droite (XX), (B) aile ondulée (X’WX), (C) aile ondulée extrême (X’WX) phénotype qui a un aspect ratatiné après avoir stocké les larves dans le room froid, (D) petite aile (XpXp) qui ressemble à un vestigial, (E) aile droite avec type sauvage (XX) et veines non gonflées, (F) aile droite avec des veines enflées (XswXsw) où de petites bulles (flèches noires) apparaissent sur le bord supérieur de l’aile et/ou près de l’extrémité des deux ailes, (G) exemple extrême de gonflement où une cloque (flèche blanche) apparaît sur une ou les deux ailes. Les mâles n’ont pas le chromosome X' et n’auront donc jamais d’ailes ondulées, mais ils ont des ailes petites ou gonflées dans la crosse 91S ou la crosse 6980, respectivement. Barre d’échelle = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
L’objectif de la maintenance du stock est d’effectuer des croisements où la moitié des croisements proviennent de mères productrices de femelles et l’autre moitié de mères productrices de mâles afin d’avoir un nombre égal d’adultes femelles et mâles dans la génération suivante pour les croisements ultérieurs. Cependant, cela implique également une planification, car le cycle de vie des mâles est plus court que celui des femelles et les mâles adultes émergent jusqu’à une semaine avant les femelles adultes. La nature s’accommode de cette asynchronie entre les sexes en faisant émerger les embryons mâles sous forme de larves 1 à 2 jours après les larves femelles d’un croisement à la même date. Cependant, pour s’assurer que les adultes mâles et femelles sont disponibles en même temps pour les croisements en laboratoire, le développement des femelles peut être quelque peu accéléré en laissant les flacons contenant des larves femelles à température ambiante plutôt qu’à 21 °C ou en plaçant les flacons contenant des larves mâles à des températures légèrement plus fraîches (p. ex. 16 °C). Une autre voie plus infaillible est de faire des croisements avec des mères productrices le lundi et des croisements avec des mères productrices mâles le vendredi de la même semaine. La voie la plus simple, c’est celle que nous utilisons, est d’effectuer des croisements avec des mères productrices et des mères productrices mâles le même jour chaque semaine et d’effectuer des croisements ce jour-là chaque semaine consécutive. Dans cette approche, les femelles adultes issues d’un croisement à la semaine 1 peuvent être accouplées avec des mâles adultes issus d’un croisement à la semaine 2.
Le cycle de vie de la femelle B. coprophila est de 5 semaines lorsqu’elle est élevée à 21 °C (tableau 1). La durée de leur cycle de vie est un peu plus longue à des températures plus fraîches ou s’ils sont sous-alimentés. Le cycle de vie des mâles B. coprophila est de ~4 à 4,5 semaines puisqu’ils se nymphosent 0,5 à 1 semaine avant les femelles. L’extrémité de chaque stade larvaire est marquée par l’excrétion de la cuticule, qui est déclenchée par une explosion du niveau de l’hormone stéroïde ecdysone. Contrairement à D. melanogaster, qui a trois stades larvaires, B. coprophila a quatre stades larvaires.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Stade de développement</td>
			<td>Jours après l’accouplement (dpm)</td>
			<td>Durée de l’étape (jours)</td>
		</tr><tr><td>Oeuf pondu</td>
			<td>1-2</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Embryon</td>
			<td>1-2 à 7-8</td>
			<td>~7 jours</td>
		</tr><tr><td>Larve</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Stades larvaires 1, 2 et 3</td>
			<td>7-8 à 16-19</td>
			<td>~10</td>
		</tr><tr><td>4e stade larvaire pré-oculaire</td>
			<td>16-19 au 21-24</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>4e stade larvaire du pronostic larvaire</td>
			<td>21-24 au 25-28</td>
			<td>4</td>
		</tr><tr><td>Chrysalide</td>
			<td>25-28 à 30-33</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Adulte</td>
			<td colspan="2">vit 1 à 2 jours à 21 °C s’il est accouplé ou vit 2 à 3 semaines à 16 °C s’il n’est pas accouplé.</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 1 : Cycle de vie de la femelle B. coprophila à 21 °C.
B. coprophila peut être conservé n’importe où dans la plage de 15 °C à 25 °C, le développement progressant plus lentement à des températures plus froides. Cet insecte préfère un environnement humide (se trouvant dans le sol des plantes d’intérieur ou des plates-bandes de champignons), nous gardons donc un bécher avec de l’eau déminéralisée dans l’incubateur. B. coprophila peut être conservé à température ambiante dans une boîte à pain en métal avec un couvercle lâche et contenant un bécher d’eau, mais ils subissent un choc thermique à 37 °C28, ce qui est un danger dans les climats chauds. Michael Ashburner et d’autres ont essayé, sans grand succès, de stocker D. melanogaster au froid pour réduire le temps nécessaire à la tenue des stocks. En revanche, un avantage majeur de B. coprophila est que les flacons contenant des larves à un stade intermédiaire peuvent être conservés jusqu’à 3 mois sur une étagère ouverte dans la chambre froide (4-8 °C) avec un soin minimal de ne nourrir qu’une fois par mois. Ils se développent extrêmement lentement dans le froid jusqu’au stade nymphal et émergeront en adultes fertiles lorsque les flacons seront ramenés à 21 °C. On peut supposer que cela imite leur hivernage dans la nature. Ce retard de développement induit par le froid pourrait être comparable à celui observé après l’irradiation gamma de larves de B. coprophila 16 à un stade intermédiaire, mais aucun retard de développement n’est observé chez les larves de stade avancé qui ont dépassé le point de non-retour de leur progression normale du développement.

<table><tbody><tr><td>Gélose (bactériologique)</td><td>U.S. Biological</td><td>A0930</td><td>https://www.usbio.net ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>CO2 FlyStuff Pédale</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-121</td><td></td></tr><tr><td>CO2 FlyStuff Sarbacane</td><td>Genesee Scientific</td><td>54-104</td><td></td></tr><tr><td>CO2 FlyStuff UltimaterFlypad</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-172</td><td>https://www.geneseesci.com</td></tr><tr><td>Hotte à éther</td><td>Labconco&nbsp ;</td><td>3955220</td><td>Se pose sur la paillasse du laboratoire</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Remplacement du filtre&nbsp ; cat # 6961300</td></tr><tr><td>Nourriture : Brewer' s Levure en poudre</td><td>Solgar</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Obtenir sur Amazon ou dans un magasin d’aliments naturels</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>https://www.solgar.com ;</td></tr><tr><td>Nourriture : Poudre d’ortie&nbsp ; (sans pesticide)</td><td>Starwest Botanicals</td><td>209460-51</td><td></td></tr><tr><td>Nourriture : Champignons Shitake (sans pesticides)</td><td>Starwest Botanicals</td><td>202127-5</td><td>https://www.starwest-botanicals.com ;</td></tr><tr><td>Nourriture : Poudre d’épinards (sans pesticides)</td><td>Starwest Botanicals</td><td>209583-5</td><td></td></tr><tr><td>Nourriture : Paille (sans pesticides)</td><td>Starwest Botanicals</td><td>209465-3</td><td></td></tr><tr><td>Bocal : verre transparent, couvercle en polypropylène</td><td>Fisher Scientific :</td><td>FB02911765</td><td>73 mm de diamètre, 89 mm ht (240 ml) https://www.fishersci.com ;</td></tr><tr><td>Sonde à aiguille, manche en bois</td><td>US Geo Supply Inc</td><td>SKU : 4190</td><td>Sonde de 5,75" de long, aiguille en acier inoxydable https://usgeosupply.com ; (970)-434-3708</td></tr><tr><td>Flacons : verre, de préférence :</td><td>Wilmad LabGlass</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flacons</td><td></td><td></td> personnalisés en verre Wilmad <td>28-33 mm de diamètre intérieur, 33 mm de diamètre extérieur, 9,5 cm ht Wilmad : https://www.SP-WilmadLabglass.com</td></tr><tr><td>Flacons : verre (moins cher et correct)&nbsp ;</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-339-26H</td><td>29 mm de diamètre extérieur, 9,5 cm h https://www.fishersci.com ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>Flacons : verre (un peu étroit)</td><td>Genesee Scientific&nbsp ;</td><td>32-201</td><td>24,5 mm de diamètre extérieur, 9,5 cm h thttps://www.geneseesci.com</td></tr><tr><td>Flacons : polypropylène&nbsp ;</td><td>Genesee Scientific</td><td>32-114</td><td>28,5 mm de diamètre extérieur, 9,5 cm ht</td></tr><tr><td>Bouchons</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>de flacon Rouleau de coton non absorbant</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-456881</td><td></td></tr><tr><td>étamine</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-055053</td><td>https://www.fishersci.com ;</td></tr></tbody></table>

maintenance en laboratoire de la mouche des diptères inférieurs bradysia (sciara) coprophila : un organisme modèle nouveau/ancien émergent

Laboratory Maintenance of the Lower Dipteran Fly Bradysia (Sciara) coprophila: A New/Old Emerging Model Organism

Les stocks de laboratoire de la mouche des diptères inférieurs, Bradysia (Sciara) coprophila, sont maintenus depuis plus d’un siècle. Les protocoles d’entretien de B. coprophila en laboratoire sont présentés ici. Ces protocoles seront utiles au nombre croissant de laboratoires qui étudient B. coprophila pour tirer parti de ses caractéristiques biologiques uniques, notamment (1) un fuseau monopolaire dans la méiose mâle I ; (2) la non-disjonction de la dyade X dans la méiose masculine II ; (3) l’empreinte chromosomique pour distinguer les homologues maternels des homologues paternels ; (4) chromosomes (L) limités par la lignée germinale ; (5) l’élimination des chromosomes (chromosomes paternels dans la méiose I masculine ; un à deux chromosomes X chez les embryons précoces ; Chromosomes L du soma chez les embryons précoces) ; (6) la détermination du sexe par la mère (il n’y a pas de chromosome Y) ; et (7) l’amplification de l’ADN régulée par le développement au niveau des loci de l’ADN dans les chromosomes polytènes des glandes salivaires larvaires. 
Il est maintenant possible d’explorer ces nombreuses caractéristiques uniques de la mécanique chromosomique en utilisant les progrès récents dans le séquençage et l’assemblage du génome de B. coprophila et le développement d’une méthodologie de transformation pour l’ingénierie génomique. La communauté scientifique croissante qui utilise B. coprophila pour la recherche bénéficiera des protocoles décrits ici pour l’accouplement des mouches (marqueurs phénotypiques pour les mères qui n’auront que des fils ou des filles uniques ; détails de l’accouplement de masse pour les expériences biochimiques), la vérification de l’éclosion des embryons, l’alimentation des larves et d’autres commentaires sur son élevage.

Les protocoles décrits ici ont permis d’élever B. coprophila. Lorsque des adultes gras récemment enfermés sont choisis pour l’accouplement (figure 4), plus de 90 % des croisements peuvent être fertiles et donner une progéniture. Le succès de la fécondité varie selon les souches (tableau 2). La crosse 7298 (chromosome X avec marqueur ondulé) était la plus saine des actions, mais a traversé une période de déclin, apparemment en raison de l’activation d’éléments mobiles de l’ADN créant des réarrangements du génome32. Le stock HoLo2 représente une souche saine dérivée de 7298, où apparemment les réarrangements du génome se sont stabilisés, et il a remplacé le stock parental 7298 au centre du stock. La souche HoLo2 est celle qui a été utilisée pour séquencer le génome de B. coprophila et est celle qui est la plus largement utilisée par divers groupes de laboratoire. Récemment, la mutagenèse CRISPR des mouches HoLo2 a été utilisée pour créer le stock W14 avec un phénotype d’œil blanc à utiliser pour la transformation avec des marqueurs oculaires fluorescents (Yamamoto et Gerbi, données non présentées). La souche W14 est exceptionnellement robuste. La crosse 6980 (marqueurs d’aile ondulée et de veine gonflée) est un peu moins robuste et la crosse 91S (marqueur d’aile petite) est encore moins robuste.
Les croisements réussis donnent naissance à des embryons (figure 5). Les embryons subissent l’élimination des chromosomes X paternels imprimés au niveau de la division de clivage entre le 7e et le 9e . De plus, les chromosomes L limités à la lignée germinale sont éliminés de la lignée somatique chez les embryons à la 5e à la 6e division de clivage. Les embryons émergent sous forme de larves, qu’il ne faut pas confondre avec les moisissures qui peuvent également être présentes (Figure 6). Les ocelles (de l’œil de l’adulte) apparaissent dans la seconde moitié du 4e stade larvaire (figure 7). La taille des ocelles fournit un marqueur phénotypique pratique pour le début et la progression de l’amplification de l’ADN par bouffée d’ADN, qui est l’un des deux seuls exemples connus d’amplification intrachromosomique de l’ADN (gène) naturellement régulée par le développement. Par la suite, des pupes se développent, et la quantité de pigment remplissant leurs yeux peut servir de marqueur de développement pour la méiose I et II dans la spermatogenèse (Figure 8) avec ses comportements chromosomiques uniques dans ces divisions.
<img alt="Comparaison de la détermination du sexe des insectes ; XwX femelle, XX femelle, XO mâle ; Schéma d’étude génétique." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig04.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> Figure 4 : Accouplement de mouches B. coprophila adultes. Le panneau supérieur montre les trois types de mouches adultes du stock HoLo2 : les mères productrices de femelles aux ailes ondulées (femelles adultes X’WX), les mères productrices mâles aux ailes droites (XX femelles adultes) et les mâles aux ailes droites (X0 mâles adultes). Notez l’ovipositeur pointu à l’extrémité postérieure des mouches femelles et le fermoir en forme de crochet à l’extrémité postérieure des mouches mâles. Le panneau inférieur montre un mâle et une femelle en train de s’accoupler, où le mâle a attrapé l’ovipositeur de la femelle. Le sperme sera stocké dans la spermathèque de la femelle et fécondera les ovules au fur et à mesure qu’ils seront déchargés vers l’extérieur. La longueur des adultes est de 2,0 mm (mâles), 2,5 mm (femelles). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Embryogenèse de la drosophile, microscopie à fluorescence, cycles embryonnaires, tableau de synchronisation de la division cellulaire." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig05v2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 5"> Figure 5 : Embryons de B. coprophila. Le panneau supérieur gauche est une vue d’embryons à l’aide d’une lumière standard dans un microscope à dissection ; Les noyaux du cytoplasme syncytial apparaissent sous forme de points noirs. Le panneau de droite utilise la microscopie à fluorescence pour visualiser les noyaux d’embryons colorés à l’iodure de propidium. Les embryons ont une longueur moyenne de 200 microns et une largeur moyenne de 150 microns. Les noyaux des cellules germinales se regroupent au pôle postérieur de l’embryon, comme on le voit pour les cycles 6 (embryon incliné vers l’avant) et 7-9, après quoi ils sont entrecoupés de noyaux somatiques. L’élimination du chromosome L dans la lignée somatique se produit dans la division de clivage 5 ou 6 ; L’élimination du chromosome X dans la lignée somatique se produit dans la 7e, 8e ou 9e divisionde clivage. La cellularisation se produit pendant l’interphase du cycle 11. Le tableau de gauche indique la durée moyenne de chaque cycle de division à 22 °C. La table de gauche et le panneau de droite sont adaptés avec la permission de de Saint Phalle et Sullivan35. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Interaction insectes-champignons ; image microscopique ; croissance du mycélium ; étude sur les ravageurs ; champignons entomopathogènes." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig06.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 6"> Figure 6 : Les embryons de B. coprophila émergent sous forme de larves. Une grappe d’embryons (flèche épaisse bleue) est visible près de l’ovipositeur de la femelle adulte morte après la ponte. Une semaine après la ponte, les embryons deviennent de jeunes larves, dont plusieurs sont indiquées par des flèches noires. Les larves nouvellement émergées ont une mâchoire noire à l’extrémité antérieure et un corps translucide. Ils se déplacent sur la surface de la gélose et ne doivent pas être confondus avec de la moisissure qui ne bouge pas. L’encart montre un peu de moisissure, avec un filament blanc (flèche rouge) et une spore noire à son extrémité (flèche verte), et est très légèrement plus petit que les larves nouvellement émergées. Barre d’échelle = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Stades de développement des larves, formation précoce des ocelles, images microscopiques, analyse de la croissance biologique." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig07.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 7"> Figure 7 : Stades oculaires des larves de B. coprophila. Les taches oculaires se forment à l’avant de la larve, juste derrière la mâchoire, et sont composées de granules de pigment dont le nombre augmente. Les ocelles sont l’anlage de l’œil adulte. Le panneau supérieur montre des larves qui ont été visualisées avec un microscope de dissection ; Le panneau inférieur est une vue agrandie des taches oculaires à l’aide d’un microscope à contraste de phase pour visualiser une larve sur une lame de microscope avec une goutte d’eau distillée et une lamelle flottant légèrement sur le dessus. La nomenclature des stades du sangle oculaire est conforme à Gabrusewycz-Garcia30 où le nombre de granules est compté dans la rangée la plus longue (par exemple, 12) et le nombre de rangées supplémentaires à l’exclusion de la rangée la plus longue est noté (par exemple, 6 pour le stade du point oculaire 12x6). L’initiation de l’amplification de l’ADN spécifique au site dans les chromosomes polytènes des glandes salivaires commence au stade 10x5 et se termine au stade 14x7 lorsqu’il y a une rafale de transcription au locus et une expansion des bouffées d’ADN31. Au stade suivant de l’œil de bord/mâchoire tombante, les granules de l’œil commencent à fusionner et s’éloignent latéralement de la ligne médiane ; La longueur du corps larvaire se raccourcit. De plus, les bouffées d’ADN se condensent à ce stade. Il faut environ une journée à 21 °C pour traverser chaque stade du point oculaire. Barre d’échelle = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig07large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Stades de métamorphose des insectes ; développement de la nymphe ; série d’images ; transformation des larves à l’adulte." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig08.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 8"> Figure 8 : Développement des pupes de B. copropila. Au cours de la nymphose, tous les tissus larvaires s’histolysent à l’exception du système nerveux et sont remplacés par des tissus adultes qui apparaissent par divisions cellulaires des disques imaginaux. La couleur du corps passe du blanc au beige au brun au noir. Le pigment remplit progressivement l’œil de la nymphe ; Les méioses I et II se produisent dans les pupes mâles dont les yeux sont remplis de pigment36. Barre d’échelle = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig08large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Nom de l’action</td>
			<td>Marqueurs</td>
			<td>Taux de fécondité</td>
			<td>Commentaires</td>
		</tr><tr><td>7298</td>
			<td>Aile ondulée (W)</td>
			<td>~75 %</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>HoLo2</td>
			<td>Aile ondulée (W)</td>
			<td>~90 %</td>
			<td>dérivé de 7298</td>
		</tr><tr><td>W14</td>
			<td>Aile ondulée (W) ; Yeux blancs</td>
			<td>~95 %</td>
			<td>dérivé de HoLo2</td>
		</tr><tr><td>6980</td>
			<td>Aile ondulée (W) ; veines enflées (SW)</td>
			<td>~65 %</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>LES 91S</td>
			<td>aile ondulée (W) faible ; Petites (P) Ailes</td>
			<td>~50 %</td>
			<td>le marqueur ondulé a été introduit dans une croix pour sauver 91S</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 2 : Stocks de Bradysia (Sciara) coprophila. Le tableau 1 de Gerbi6 énumère ces marqueurs et d’autres qui n’existent plus. Cinq translocations (T1, T23, T29, T32, T70) à l’extrémité centromère du X27 sont résumées dans la figure 8 de Gerbi6 mais n’existent plus.
Dossier supplémentaire 1 : Croisements HoLo2 (et 7298 et W14), Croisement 91S et sauvetage, Croisement 6980, Croisements de translocation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/Supplemental%20Materials.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Cet article décrit l’entretien en laboratoire (y compris l’accouplement et l’alimentation) de la mouche diptère inférieur Bradysia (Sciara) coprophila.

Maintenance en laboratoire de la mouche des diptères inférieurs Bradysia (Sciara) coprophila : un organisme modèle nouveau/ancien émergent

Laboratory stocks of the lower dipteran fly, Bradysia (Sciara) coprophila, have been maintained for over a century. Protocols for laboratory upkeep of B. ...

Nous maintenons la mouche diptère inférieure, Bradysia, également connue sous le nom de Sciara coprophila pour étudier certaines de ses propriétés biologiques uniques, notamment un fuseau monopolaire et une non-disjonction x-dyad dans la méiose, l’empreinte chromosomique, les chromosomes spécifiques à la lignée germinale, l’élimination des chromosomes, la détermination du sexe maternel et l’amplification de l’ADN dans les bouffées d’ADN chromosomique polluantes. Dans notre laboratoire, Yutaka Yamamoto a développé une méthodologie pour la transformation génomique de Bradysia coprophila. De plus, le transcriptome de cet organisme a été rendu disponible, et son génome a été séquencé et assemblé par John Urban.Ces percées permettent d’explorer la biologie unique de Bradysia coprophila. Nous vous encourageons à rejoindre la communauté croissante de scientifiques pour aborder les propriétés uniques de Bradysia coprophila. Vos résultats permettront d’élucider des mécanismes moléculaires d’une importance fondamentale pour la biologie cellulaire et du développement.Les protocoles d’élevage présentés ici serviront de tutoriel pour l’entretien de Bradysia coprophila dans votre propre laboratoire.

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Maintenance en laboratoire de la mouche des diptères inférieurs Bradysia (Sciara) coprophila : un organisme modèle nouveau/ancien émergent

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