Name: Analyse métabolomique de l’orge par chromatographie en phase gazeuse/spectrométrie de masse (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-08T13:50:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Découvrez l'analyse métabolomique de l'orge par chromatographie en phase gazeuse et spectrométrie de masse pour étudier les effets de la sécheresse sur la sécurité alimentaire. Cette méthode améliore l'identification des métabolites.

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Le financement a été fourni par l’USDA ARS Pulse Crop Health Initiative et l’Idaho Barley Commission.

1. Préparation des étalons (Figure 2)
<img alt="diagramme de structure chimique de l'heptacosane, du 5α-cholestan-3β-ol, du phényl-β-D-glucopyranoside et de la 4-chloro-L-phénylalanine" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67175/67175fig02.jpg" data-altupdatedat="1788840098000" data-alt="Figure 2"> 
Figure 2 : Structures chimiques des quatre étalons internes utilisés dans cette méthode. Ces quatre étalons sont utilisés pour la semi-quantification des métabolites dans les différentes fractions d'orge. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67175/67175fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>
<ol>
	<li>Préparer l'étalon 1 en dissolvant le n-heptacosane (50 mg, pureté ≥97 %) dans l'n-hexane (100 mL, pureté ≥95 %).</li>
	<li>Préparer l'étalon 2 en dissolvant la 5α-cholestan-3β-ol (60 mg, pureté ≥95 %) dans le dichlorométhane (CH2Cl2, 100 mL, pureté ≥99 %).</li>
	<li>Préparer l'étalon 3 en dissolvant le phényl-β-D-glucopyranoside (80 mg, pureté ≥95 %) dans de l'eau déionisée (H2O DI, 100 mL).</li>
	<li>Préparer l'étalon 4 en dissolvant la 4-chloro-L-phénylalanine (40 mg, pureté ≥97 %) dans l'H2O DI (100 mL).</li>
</ol>
2. Fractionnement initial
<ol>
	<li>Introduire de la farine d'orge (200 mg) dans un réservoir à solvant d'extraction en phase solide (SPE). Imprégner la farine avec du méthanol (200 µL, qualité ACS ou pureté supérieure) pendant 20 min pour la macérer. Éliminer le méthanol par évaporation sous vide pendant 30 min (Figure 3).</li>
	<li>Une fois sèche, fixer la colonne à un système sous vide. Extraire les composants non polaires (Fraction A) avec du CH2Cl2 (4 mL) dans un flacon de 10 mL et faire fonctionner le système sous vide jusqu'à ce que la farine soit sèche.</li>
	<li>Extraire les composants polaires (Fraction B) en ajoutant un mélange de méthanol et d'eau DI H2O (10 mL, 8:2 v/v). Recueillir dans un flacon de 10 mL et faire fonctionner le système sous vide jusqu'à ce que la farine soit sèche.</li>
</ol>
<img alt="Configuration du système de vide pour SPE, purification d'échantillons, analyse chromatographique en laboratoire." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67175/67175fig03.jpg" data-altupdatedat="1788840098000" data-alt="Figure 3"> 
Figure 3 : Configuration du dispositif d'aspiration sous vide. Ce dispositif est utilisé pour sécher la farine d'orge imprégnée de méthanol. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67175/67175fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.</a>
3. Traitement de la fraction A pour produire les fractions 1 et 2
<ol>
	<li>Ajouter l'étalon 1 et l'étalon 2 (100 µL chacun) à la fraction A et mélanger par pipetage répété. Évaporer complètement le solvant sous pression réduite à l’aide d’un évaporateur rotatif.</li>
	<li>Redissoudre l'échantillon dans de l'éther méthyl tert-butylique (MTBE, 500 µL, qualité ACS ou pureté supérieure). Ajouter du méthanol (300 µL) et du méthanoate de sodium (14,6 mg, 97 %). Laisser la transestérification se dérouler pendant 90 min à température ambiante sous agitation magnétique.</li>
	<li>Ajouter de l'acide chlorhydrique aqueux (2 mL, 0,35 M, qualité ACS ou pureté supérieure). Mélanger la solution acidifiée avec du CH2Cl2 (1 mL). Recueillir le contenu du flacon à l’aide d’une pipette Pasteur longue et laisser les phases se séparer dans la pipette.</li>
	<li>Transférer la phase inférieure (organique) dans un nouveau flacon. Laver la phase organique en ajoutant de l'acide chlorhydrique aqueux (2 mL, 0,35 M). Recueillir le contenu du flacon à l’aide d’une pipette Pasteur longue et laisser les phases se séparer dans la pipette.</li>
	<li>Transférer la phase inférieure (organique) dans un nouveau flacon. Évaporer la phase inférieure (organique) à sec sur un évaporateur rotatif.</li>
	<li>Ajouter du sulfate de sodium anhydre (200 mg, qualité ACS ou pureté supérieure) dans une colonne SPE. Dissoudre l'échantillon de l'étape 3.5 dans du CH2Cl2 (250 µL) et charger sur la colonne SPE.</li>
	<li>Éluer la fraction 1 de la colonne SPE avec trois portions d’n-hexane et de MTBE (2,04 mL, 50:1 v/v) dans un flacon de 10 mL. Évaporer à sec la solution contenant la fraction 1 (esters méthyliques d'acides gras et hydrocarbures) sur un évaporateur rotatif. Redissoudre l'échantillon dans de l’n-hexane (300 µL) et transférer dans un flacon d’auto-échantillonneur pour analyse en GC/MS.</li>
	<li>Éluer la pré-fraction 2 de la colonne SPE (après l’élution de la fraction 1 à l’étape 3.7) avec trois portions successives d’n-hexane et de MTBE (2 mL, 7:3 v/v) dans un flacon de 10 mL. Évaporer la pré-fraction 2 à sec sur un évaporateur rotatif.</li>
	<li>Dans le même flacon, redissoudre la pré-fraction 2 dans de la pyridine anhydre (250 µL, 99,8 %) (transférer la pyridine selon la méthode du ballon d’argon – voir ci-dessous) et ajouter du N-méthyl-N-(triméthylsilyl)trifluoroacétamide (MSTFA, 50 µL, qualité réactif). 
	REMARQUE : Tous les solvants anhydres sont transférés selon la méthode du ballon d’argon.
	<ol>
		<li>À l’aide de colliers de serrage, fixer un gant en nitrile à l’extrémité d’une seringue dont le piston a été retiré. Remplir le ballon avec de l’argon anhydre et fixer une aiguille jetable à la seringue.</li>
		<li>Enfoncer la seringue munie du ballon à travers le septum du flacon contenant le réactif anhydre et insérer une deuxième seringue munie d’une aiguille longue pour prélever le solvant (Figure 4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Passer un flux doux d’argon anhydre dans le flacon contenant l’échantillon, boucher, sceller avec du parafilm et placer dans un bain d’huile à 70 °C sous agitation magnétique pendant 15 min.</li>
	<li>Après la silylation, laisser refroidir la fraction 2 (dérivatisée en TMS : acides gras, alcools gras, esters méthyliques hydroxylés, acides gras hydroxylés, phénols et stérols) à température ambiante pendant 5 min. Charger la fraction 2 dans un flacon d’auto-échantillonneur.</li>
</ol>
<img alt="Installation de bouteille de gaz en laboratoire avec des gants pour la sécurité, illustrant une expérience ou un appareil de flux de gaz." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67175/67175fig04.jpg" data-altupdatedat="1788840098000" data-alt="Figure 4"> 
Figure 4 : Installation du ballon à argon. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67175/67175fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.</a>
4. Traitement de la fraction B pour produire les fractions 3 et 4
<ol>
	<li>Ajouter les étalons 3 et 4 (300 µL chacun) à la fraction B et mélanger par pipetage répété. Transférer 2 mL de cette solution dans un nouveau flacon destiné à être transformé en fraction 3, puis transférer 4 mL de cette solution dans un flacon distinct destiné à être transformé en fraction 4, en commençant par l'évaporation de la pré-fraction 4 à l'étape 4.4. Évaporer la pré-fraction 3 à sec sur un évaporateur rotatif, suivie d'une coévaporation avec de la pyridine anhydre (2 x 1,5 mL). 
	NOTE : La coévaporation est utilisée pour éliminer les traces d'eau car la pyridine anhydre forme un azéotrope.</li>
	<li>Redissoudre la pré-fraction 3 dans de la pyridine anhydre (200 µL) et ajouter du N-triméthylsilylimidazole (TMSIM, 100 µL, 97 %). Purger le flacon d'échantillon avec un flux doux d'argon anhydre, boucher, sceller avec du parafilm et chauffer 20 min dans un bain d'huile à 70 °C sous agitation magnétique. 
	NOTE : Le TMSIM est un agent de silylation doux et silylera préférentiellement les groupes -OH par rapport aux groupes amine8.</li>
	<li>Après la silylation, laisser refroidir la solution à température ambiante pendant 5 min, ajouter de l'n-hexane (200 µL) et de l'eau désionisée H2O (400 µL), puis agiter. Transférer la phase supérieure organique, c'est-à-dire la fraction 3 (sucres et polyols dérivatisés en TMS), dans un flacon d'autoéchantillonneur à l'aide d'une pipette Pasteur longue.</li>
	<li>Évaporer la pré-fraction 4, provenant de l'étape 4.1, à sec sur un évaporateur rotatif, suivie d'une coévaporation avec de la pyridine anhydre (2 x 1,5 mL). Redissoudre l'échantillon dans de la pyridine anhydre (250 µL) et ajouter de l'hydrochlorure de méthoxyamine (5 mg, 98 %). Purger le flacon d'échantillon avec de l'argon, boucher, sceller avec du parafilm, et oximer pendant 30 min dans un bain d'huile à 70 °C sous agitation magnétique.</li>
	<li>Laisser refroidir la solution à température ambiante pendant 5 min, ajouter du MSTFA (100 µL), purger doucement le flacon d'échantillon avec de l'argon anhydre, boucher, sceller avec du parafilm, puis silyler pendant 20 min dans un bain d'huile à 70 °C sous agitation magnétique.</li>
	<li>Laisser refroidir la solution à température ambiante pendant 5 min, puis ajouter de l'n-hexane et de l'eau désionisée H2O (800 µL, 5:3 v/v). Recueillir la phase inférieure (aqueuse) à l'aide d'une pipette Pasteur longue et la laver avec 4 x 500 µL d'n-hexane, en récupérant chaque fois la phase inférieure et en éliminant la phase supérieure. Évaporer la phase aqueuse à sec sur un évaporateur rotatif, puis coévaporer le résidu avec de l'acétonitrile anhydre (2 x 1,5 mL, qualité ACS ou pureté supérieure).</li>
	<li>Redissoudre l'échantillon dans de l'acétonitrile anhydre (250 µL) et ajouter du MSTFA (50 µL). Purger doucement le flacon d'échantillon avec de l'argon anhydre, boucher, sceller avec du parafilm, et chauffer pendant 60 min dans un bain d'huile à 70 °C sous agitation magnétique.</li>
	<li>Laisser refroidir la solution à température ambiante pendant 5 min, puis transférer la fraction 4 (acides carboxyliques, acides aminés, amines dérivatisés en TMS) dans un flacon d'autoéchantillonneur.</li>
</ol>
5. Méthodes de GC/SM
<ol>
	<li>Chargez les échantillons sur un GC/SM ayant les caractéristiques de colonne suivantes : 15 m x 0,25 mm de diamètre interne, revêtue d'un film non polaire de 0,25 µm.</li>
	<li>Utilisez les volumes d'injection suivants pour les Fractions 1-4, respectivement : 1,0, 1,0, 0,5 et 0,5 µL. Analysez les échantillons injectés avec un débit de partage (rapport de partage 1:10) d'hélium de 14 mL/min à une température d'injection de 250 °C.</li>
	<li>Pour les Fractions 1 et 2, faites monter la température de la colonne de 100 °C à 300 °C à 4 °C/min avec un palier de 10 min. 
	NOTE : La durée totale de l'analyse est de 65 min.</li>
	<li>Pour la Fraction 3, chauffez et maintenez la colonne à 300 °C pendant toute la durée de l'analyse. 
	NOTE : La durée totale de l'analyse est de 70 min.</li>
	<li>Pour la Fraction 4, chauffez la colonne de 70 °C à 142 °C à 2,5 °C/min avec un palier de 10 min, puis chauffez de 142 °C à 235 °C à 4 °C/min avec un palier de 10 min. Enfin, effectuez un traitement thermique de la colonne à 320 °C pendant 8 min. 
	NOTE : La durée totale de l'analyse est de 102 min.</li>
</ol>
6. Identification des métabolites
<ol>
	<li>Effectuez l'identification des métabolites en comparant le spectre de masse de chaque composé aux bibliothèques spectrales NIST à l'aide d'un logiciel de chromatographie doté d'une fonction de recherche par correspondance d'indices. Sélectionnez un pic candidat à l'aide du curseur de l'ordinateur, puis visualisez les spectres. Cliquez avec le bouton droit sur les spectres pour lancer la recherche dans la bibliothèque. 
	NOTE : Cette étape peut être automatisée selon le logiciel de l'instrument.</li>
	<li>Semiquantifiez chaque échantillon en normalisant les aires des pics par rapport à l'étalon, en divisant l'aire du pic de l'échantillon par l'aire du pic de l'étalon pour chaque fraction. 
	NOTE : Cette étape permet de comparer les niveaux de métabolites entre les fractions et les échantillons, même lorsque le traitement des échantillons varie.</li>
</ol>

Derivatization and Separation of Barley Flour Metabolites into Four Fractions

<ol><li>Verstegen, H., Köneke, O., Korzun, V., von Broock, R. The world importance of barley and challenges to further improvements. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVerstegen%2C+H+%22Biotechnological+approaches+to+barley+improvement.+Biotechnology+in+Agriculture+and+Forestry%22">Biotechnological approaches to barley improvement. Biotechnology in Agriculture and Forestry</a>. Kumlehn, J., Stein, N. 69, Springer. Berlin, Heidelberg. 3-19 (2014).</li>
<li>Agribusiness handbook: Barley malt beer. , Agriculture Organization of the United Nations. Rome. 
 <a target="_blank" href="https://www.fao.org/4/i1003e/i1003e00.htm">https://www.fao.org/4/i1003e/i1003e00.htm</a> (2009).</li>
<li>Jena, J., et al. Role of legumes in cropping system for soil ecosystem improvement. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJena%2C+J+%22Ecosystem+services%3A+types%2C+management+and+benefits%22">Ecosystem services: types, management and benefits</a>. , Nova Science Publishers, Inc. New York. 1-21 (2022).</li>
<li>Ahmed, I. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+changes+in+grain+ultrastructure%2C+amylase%2C+protein+and+amino+acid+profiles+between+Tibetan+wild+and+cultivated+barleys+under+drought+and+salinity+alone+and+combined+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Chem%22%5BJournal%5D)">Differential changes in grain ultrastructure, amylase, protein and amino acid profiles between Tibetan wild and cultivated barleys under drought and salinity alone and combined stress.</a> Food Chem. 141 (3), 2743-2750 (2013).</li>
<li>Marchev, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolomics+and+health%3A+from+nutritional+crops+and+plant-based+pharmaceuticals+to+profiling+of+human+biofluids%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Metabolomics and health: from nutritional crops and plant-based pharmaceuticals to profiling of human biofluids.</a> Cell Mol Life Sci. 78 (19-20), 6487-6503 (2021).</li>
<li>Kusch, P. Gas chromatography: Derivatization, sample preparation, application. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKusch%2C+P+%22IntechOpen%22">IntechOpen</a>. , (2019).</li>
<li>Haas, M., Lamour, S., Trapp, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+an+advanced+derivatization+protocol+for+the+unambiguous+identification+of+monosaccharides+in+complex+mixtures+by+gas+and+liquid+chromatography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Chromatogr+A%22%5BJournal%5D)">Development of an advanced derivatization protocol for the unambiguous identification of monosaccharides in complex mixtures by gas and liquid chromatography.</a> J Chromatogr A. 1568, 160-167 (2018).</li>
<li>Moldoveanu, S. C., David, V. Derivatization methods in GC and GC/MS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMoldoveanu%2C+SC+%22Gas+chromatography-derivatization%2C+sample+preparation%2C+application%22">Gas chromatography-derivatization, sample preparation, application</a>. , IntechOpen. (2018).</li>
<li>Kim, B. R., Sung, G. H., Kim, J. -J., Yoon, Y. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+development+of+rapid%2C+practical+and+selective+process+for+preparation+of+z-oximes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Korean+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">A development of rapid, practical and selective process for preparation of z-oximes.</a> Journal of the Korean Chemical Society. 57 (2), 295-299 (2013).</li>
<li>Miyagawa, H., Bamba, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+sequential+derivatization+with+concurrent+methods+for+GC%2FMS-based+metabolomics%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biosci+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Comparison of sequential derivatization with concurrent methods for GC/MS-based metabolomics.</a> J Biosci Bioeng. 127 (2), 160-168 (2019).</li>
<li>Yi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MeOx-TMS+derivatization+for+GC-MS+metabolic+profiling+of+urine+and+application+in+the+discrimination+between+normal+C57BL%2F6J+and+type+2+diabetic+KK-Ay+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Methods%22%5BJournal%5D)">MeOx-TMS derivatization for GC-MS metabolic profiling of urine and application in the discrimination between normal C57BL/6J and type 2 diabetic KK-Ay mice.</a> Analytical Methods. 6 (12), 4380-4387 (2014).</li>
<li>Röhlig, R. M., Eder, J., Engel, K. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolite+profiling+of+maize+grain%3A+differentiation+due+to+genetics+and+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Metabolomics%22%5BJournal%5D)">Metabolite profiling of maize grain: differentiation due to genetics and environment.</a> Metabolomics. 5, 459-477 (2009).</li>
<li>Cook, B. I., Mankin, J. S., Anchukaitis, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Climate+change+and+drought%3A+From+past+to+future%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Climate+Change+Reports%22%5BJournal%5D)">Climate change and drought: From past to future.</a> Current Climate Change Reports. 4, 164-179 (2018).</li>
<li>Samarah, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+drought+stress+on+growth+and+yield+of+barley%5BTitle%5D)+AND+%22Agronomy+for+Sustainable+Development%22%5BJournal%5D)">Effects of drought stress on growth and yield of barley.</a> Agronomy for Sustainable Development. 25 (1), 145-149 (2005).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Nous divulguons une méthode efficace d’extraction des métabolites du grain d’orge pour l’analyse métabolique. Plusieurs étapes de ce protocole d’extraction nécessitent une attention particulière pour obtenir des résultats satisfaisants. De plus, il faut également faire attention lors de l’étape d’analyse, notamment compte tenu du nombre et des différentes propriétés des produits dérivés.
Pour que les dérivations des métabolites soient efficaces, il est nécessaire d’exclure l’humidité des solva...

L'orge est le quatrième céréale la plus produite dans le monde1. Avec le changement climatique qui augmente la fréquence et l'intensité des sécheresses, la productivité de cette culture devrait chuter considérablement, car un stress hydrique sévère peut réduire le rendement grainier d'un facteur proche de dix2. On suppose que des pratiques agronomiques diversifiant le paysage augmentent la résilience — c'est-à-dire la tendance à maintenir les rendements et les propriétés du sol des terres cultivées. L'association de cultures, qui consiste à cultiver deux espèces simultanément sur un même champ, est une telle pratique, particulièrement lorsqu'on inclut des légumineuses fixatrices d'azote, comme les lentilles ou les pois3.
Les métabolites végétaux sont de petites molécules présentes dans les tissus et les cellules végétales, telles que les sucres, les acides aminés et les lipides, qui peuvent être utilisées pour comprendre les réponses des plantes aux stress physiques et environnementaux. Des études antérieures ont montré que certains métabolites chez l'orge, comme la proline et certains sucres, sont présents à un niveau plus élevé en cas de sécheresse, mais aucune étude métabolomique complète n'a encore été réalisée dans des conditions de sécheresse et de culture intercalée4. Ce qui reste peu clair, c'est la manière dont le métabolome du grain évolue en raison du stress biotique lié à la culture intercalée et du stress environnemental induit par la sécheresse. Le métabolome — le profil métabolique total du grain — revêt une importance capitale à la fois pour les applications finales de l'orge et pour l'identification des réponses biochimiques qui permettent aux plantes de s'adapter aux changements de leur environnement5.
Cette étude décrit le développement de la méthode et les résultats préliminaires de l'analyse métabolomique de l'orge cultivée en conditions de sécheresse et de culture intercalaire, à l'aide de la chromatographie en phase gazeuse/spectrométrie de masse (GC/MS). Pour l'analyse, les métabolites de l'orge ont été fractionnés et dérivatisés selon leur polarité en quatre fractions (Figure 1). Les principaux constituants des fractions sont les suivants : Fraction 1 : esters méthyliques d'acides gras (FAME) et hydrocarbures ; Fraction 2 : acides gras libres silylés, alcools gras, FAME hydroxylés, phénols et stérols ; Fraction 3 : sucres et polyols silylés ; et Fraction 4 : acides hydrophiles silylés, acides aminés et amines. Ainsi, les Fractions 1 et 2 contiennent principalement des métabolites non polaires, tandis que les Fractions 3 et 4 contiennent principalement des métabolites polaires.
Dans un premier temps, les métabolites sont extraits du grain d'orge broyé dans des solvants polaires et apolaires. Une fractionnement supplémentaire est effectué afin d'assurer une meilleure séparation des métabolites dans les spectres de masse. De plus, le point d'ébullition de nombreux métabolites est trop élevé pour permettre leur volatilisation par chromatographie en phase gazeuse (GC), ce qui nécessite une dérivation supplémentaire. Ainsi, les métabolites contenant des groupes hydroxyles ont été silylés en éthers de triméthylsilyle (TMS)6, tandis que les esters d'acides gras ont été convertis en esters méthyliques d'acides gras. Par ailleurs, les sucres ont été oximés sous leur forme linéaire, réduisant ainsi le nombre d'isomères possibles pour chaque sucre7. Figure 1 présente un organigramme du fractionnement et de la dérivation des métabolites présents dans la farine d'orge. Le protocole ci-dessous fournit davantage de détails sur les étapes spécifiques illustrées dans cette figure.
<img alt="Schéma d'extraction de la farine d'orge, détaillant les procédés d'extraction des lipides et des composés polaires ainsi que les composés obtenus." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67175/67175fig01v2.jpg" data-altupdatedat="1788840098000" data-alt="Figure 1"> 
Figure 1 : Schéma de fractionnement et de dérivation des métabolites de l'orge. Abréviations : MeOH = méthanol ; NaOMe = méthoxyde de sodium ; TMSIM = N-triméthylsilylimidazole ; MeONH2 = chlorhydrate de méthoxyamine ; MSTFA = N-méthyl-N-(triméthylsilyl)trifluoroacétamide ; DI H2O = eau déionisée ; MTBE = éther méthyl tert-butylé ; SPE = extraction en phase solide. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67175/67175fig01largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>

<table><tbody><tr><td>4-chloro-L-phénylalanine</td><td>Alfa Aesar</td><td>15470329</td><td>97%</td></tr><tr><td>5&alpha ;-cholestan-3&beta ;-ol</td><td>Sigma</td><td>D6128-10G</td><td>95 %</td></tr><tr><td>Acétonitrile anhydre</td><td>Sigma</td><td>360457</td><td>ACS (Séché sur tamis moléculaires 3&Aring)</td></tr><tr><td>Anhydrus Pyridine</td><td>Sigma</td><td>PX2012</td><td>99,8</td></tr> % <tr><td>Sulfate de sodium anhydre</td><td>EMD</td><td>SX0760-1</td><td>ACS Farine d’orge</td></tr><tr><td>argonnée</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ;</td><td></td><td></td><td>Cultivé au Centre de recherche et d’extension d’Aberdeen, Université de l’Idaho</td></tr><tr>Eau <td></td><td></td><td></td><td>déminéralisée</td></tr><tr><td>Dichlorométhane</td><td>TCI</td><td>D3478</td><td>99 %</td></tr> <tr><td>Acide chlorhydrique</td><td>EMD</td><td>HX0603-3</td><td>ACS</td></tr><tr><td>ISQ 7000 spectromètre de masse</td><td>ThermoFisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Long Pastuer pipette</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Méthanol</td><td>Macron</td><td>3016-16</td><td>ACS Chlorhydrate</td></tr> de <tr><td>méthoxylamine</td><td>Thermo</td><td>A19188.06</td><td>98 %</td></tr> <tr><td>Méthyl tert-butyl éther</td><td>VWR</td><td>BDH1139-4LG</td><td>ACS</td></tr><tr><td>n-Heptacosane</td><td>Thermo</td><td>L07796.MD</td><td>97 %</td></tr><tr><td>n-Hexane</td><td>Sigma</td><td>HX0295-6</td><td>95 %</td></tr><tr><td>N-méthyl-N-triméthylsilyl-trifluoroacétamide</td><td>Restek</td><td>35600</td><td>Réactif</td></tr><tr><td>N-triméthylsilyimidazole</td><td>Alfa Aesar</td><td>A12512</td><td>97 %</td></tr> <tr><td>phényl-&bêta ;-D-glucopyranoside</td><td>Sigma</td><td>292710-5G</td><td>95 %</td></tr> <tr><td>Évaporateur</td><td></td><td></td><td></td>rotatif</tr><tr><td>Méthoxyde de sodium</td><td>Merck</td><td>8.06538.0005</td><td>97 %</td></tr> <tr><td>Colonne SPE</td><td>Agilent</td><td>12113010</td><td></td></tr><tr><td>SPE Solvant Cartouche de stockage</td><td>Agilent</td><td>12131014</td><td></td></tr><tr><td>colonne</td><td></td><td></td><td></td>TG-SQC</tr><tr><td>Trace 1300 chromatographe en phase gazeuse</td><td>Collecteur</td> à vide ThermoFisher <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

analyse métabolomique de l’orge par chromatographie en phase gazeuse/spectrométrie de masse

Metabolomic Analysis of Barley by Gas Chromatography/Mass Spectrometry

Le changement climatique augmente le risque de sécheresse pour l’agriculture et a un impact à la fois sur la teneur en nutriments des aliments et sur la sécurité alimentaire globale. La métabolomique est un moyen d’observer et de quantifier les impacts de la sécheresse sur les céréales et d’autres produits agricoles. Les métabolites identifiés peuvent permettre d’identifier la réponse biochimique qui permet à la plante de tolérer des environnements stressants. La méthodologie présentée dans le présent document a permis l’analyse métabolomique totale de la farine d’orge à l’aide de la chromatographie en phase gazeuse et de la spectrométrie de masse (GC/MS). 
Les extraits de métabolites de farine d’orge ont été fractionnés en quatre fractions en fonction de la polarité. Pour permettre l’analyse par GC/MS, les métabolites ont été dérivatisés afin d’augmenter la volatilité et la séparation des métabolites : les esters d’acides gras ont été dérivatisés en esters méthyliques d’acides gras ; les sucres ont été oxymétés en leur forme de chaîne droite ; et les métabolites avec des groupes hydroxyles ont été convertis en leurs éthers silyliques correspondants. Les échantillons dérivés ont été injectés dans la GC/MS et les spectres de masse générés ont été utilisés pour l’identification des métabolites en comparant les spectres générés à la bibliothèque de spectres de masse en tandem du National Institute of Standards and Technology (NIST). La méthode décrite ici peut également être utilisée pour examiner le métabolome total d’autres plantes, ce qui nous permet de mieux comprendre les réponses biochimiques des plantes stressées.

Le protocole développé permet avec succès la dérivation et la séparation des nombreux métabolites présents dans la farine d'orge. Chaque pic sur le chromatogramme est associé à un composé identifié à partir de son spectre de masse. Les trois pics les plus marquants dans Fraction 1 étaient l'ester méthylique de l'acide octadéca-1,9-diénoïque, l'ester méthylique de l'acide hexadécanoïque et l'acide octadécénoïque. Les trois pics les plus marquants dans Fraction 2 de l'échantillon étaient d...

Une méthode d’analyse métabolomique de l’orge est présentée. La méthode implique le fractionnement et la dérivation des métabolites et leur analyse par chromatographie en phase gazeuse/spectrométrie de masse (GC/MS). L’analyse métabolomique peut être utilisée pour déterminer l’effet de la culture intercalaire et du stress dû à la sécheresse sur le grain.

Analyse métabolomique de l’orge par chromatographie en phase gazeuse/spectrométrie de masse

Climate change increases drought risk to agriculture and impacts both food nutrient content and overall food security. Metabolomics is one way to observe ...

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La méthode d'uréase préparation des échantillons pour analyse GC / MS des métabolites intermédiaires est présenté par son inventeur. La méthode permet en une seule étape de suivi du dépistage néonatal des erreurs innées par spectrométrie de masse en tandem par les glucides quantifier, organiques et d'acides aminés tout dans un seul processus.

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À grande échelle non ciblée profilage métabolomique du sérum par Ultra Performance Liquid Chromatography-Mass Spectrometry (UPLC-MS)

Cet article décrit l'application de la métabolomique untargeted, transcriptomique et analyse statistique multivariée à raisin transcriptions de baies et de métabolites, afin de mieux comprendre le concept de terroir, à savoir, l'impact de l'environnement sur les caractéristiques de qualité des baies.

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Mesure de l’Expression des gènes dans les couches d’Aleurone orge bombardé avec un débit plus élevé

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Optimiser les réglages des gaz de combustion pour la promotion de la croissance des microalgues en photobioréacteurs via des simulations informatiques

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Analyse métabolomique de l’orge par chromatographie en phase gazeuse/spectrométrie de masse

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