Name: Enregistrements aigus à une unité et à plusieurs électrodes du tronc cérébral de souris fixées à la tête (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-11T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 37 s
Description: Découvrez l'enregistrement électrophysiologique à haute densité dans le tronc cérébral de souris fixées à la tête pour étudier l'activité neuronale liée au sommeil sous anesthésie au sévoflurane.

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<meta charset="utf8"></head><body>Enregistrements de multiélectrodes en silicium inclinés pour les structures profondes du tronc cérébral chez la souris

<ol><li>Wu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monolithically+integrated+%C2%B5LEDs+on+silicon+neural+probes+for+high-resolution+optogenetic+studies+in+behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Monolithically integrated µLEDs on silicon neural probes for high-resolution optogenetic studies in behaving animals.</a> Neuron. 88 (6), 1136-1148 (2015).</li>
<li>Hong, G., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+electrode+technologies+for+neural+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Novel electrode technologies for neural recordings.</a> Nat Rev Neurosci. 20 (6), 330-345 (2019).</li>
<li>Li, N., Daie, K., Svoboda, K., Druckmann, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Robust+neuronal+dynamics+in+premotor+cortex+during+motor+planning%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Robust neuronal dynamics in premotor cortex during motor planning.</a> Nature. 532 (7600), 459-464 (2016).</li>
<li>Kipke, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces%3A+New+horizons+and+clinical+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: New horizons and clinical opportunities.</a> J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).</li>
<li>Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+and+opportunities+for+large-scale+electrophysiology+with+Neuropixels+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opinion+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes.</a> Curr Opinion Neurobiol. 50, 92-100 (2018).</li>
<li>Nunez-Elizalde, A. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+correlates+of+blood+flow+measured+by+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neural correlates of blood flow measured by ultrasound.</a> Neuron. 110 (10), 1631-1640.e4 (2022).</li>
<li>Yang, L., Lee, K., Villagracia, J., Masmanidis, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Open+source+silicon+microprobes+for+high+throughput+neural+recording%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Open source silicon microprobes for high throughput neural recording.</a> J Neural Eng. 17 (1), 016036(2020).</li>
<li>Jun, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+integrated+silicon+probes+for+high-density+recording+of+neural+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity.</a> Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).</li>
<li>Augustinaite, S., Kuhn, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+cranial+window+for+imaging+cortical+activity+in+head-fixed+mice%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protoc%22%5BJournal%5D)">Chronic cranial window for imaging cortical activity in head-fixed mice.</a> STAR Protoc. 1 (3), 100194(2020).</li>
<li>Dias, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transection+of+the+superior+sagittal+sinus+enables+bilateral+access+to+the+rodent+midline+brain+structures%5BTitle%5D)+AND+%22eNeuro%22%5BJournal%5D)">Transection of the superior sagittal sinus enables bilateral access to the rodent midline brain structures.</a> eNeuro. 8 (4), (2021).</li>
<li>Gao, Z. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tac1-expressing+neurons+in+the+periaqueductal+gray+facilitate+the+itch-scratching+cycle+via+descending+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Tac1-expressing neurons in the periaqueductal gray facilitate the itch-scratching cycle via descending regulation.</a> Neuron. 101 (1), 45-59.e9 (2019).</li>
<li>Atluri, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+substrates+of+rapid+eye+movement+sleep+rebound+in+a+rodent+model+of+post-sevoflurane+sleep+disruption%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Anatomical substrates of rapid eye movement sleep rebound in a rodent model of post-sevoflurane sleep disruption.</a> Anesthesiology. 140 (4), 729-741 (2023).</li>
<li>Weber, F., Dan, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circuit-based+interrogation+of+sleep+control%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Circuit-based interrogation of sleep control.</a> Nature. 538 (7623), 51-59 (2016).</li>
<li>Frontera, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bidirectional+control+of+fear+memories+by+cerebellar+neurons+projecting+to+the+ventrolateral+periaqueductal+grey%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Bidirectional control of fear memories by cerebellar neurons projecting to the ventrolateral periaqueductal grey.</a> Nat Commun. 11 (1234567890), (2020).</li>
<li>Weber, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+REM+and+Non-REM+sleep+by+periaqueductal+GABAergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Regulation of REM and Non-REM sleep by periaqueductal GABAergic neurons.</a> Nat Commun. 9 (1), 354(2018).</li>
<li>Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
<li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFranklin%2C+KBJ+%22The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates%22">The mouse brain in stereotaxic coordinates</a>. , Elsevier, AP. Amsterdam. (2008).</li>
<li>Pythagorean theorem. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Pythagorean_theorem&oldid=1222259845">https://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Pythagorean_theorem&oldid=1222259845</a> (2024).</li>
<li>The Anatomy of the Laboratory Mouse. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.informatics.jax.org/cookbook/chapters/skeleton.shtml">https://www.informatics.jax.org/cookbook/chapters/skeleton.shtml</a> (2024).</li>
<li>Cecyn, M. N., Abrahao, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Where+do+you+measure+the+Bregma+for+rodent+stereotaxic+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22IBRO+Neurosci+Rep%22%5BJournal%5D)">Where do you measure the Bregma for rodent stereotaxic surgery.</a> IBRO Neurosci Rep. 15, 143-148 (2023).</li>
<li>Fiáth, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+insertion+of+silicon+probes+improves+the+quality+of+acute+neuronal+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings.</a> Sci Rep. 9, 111(2019).</li>
<li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcardiac+perfusion+of+the+mouse+for+brain+tissue+dissection+and+fixation%5BTitle%5D)+AND+%22Bio-protocol%22%5BJournal%5D)">Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation.</a> Bio-protocol. 11 (5), e3988(2021).</li>
<li>Peters, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPeters%2C+A+%22petersaj%2FAP_histology%22">petersaj/AP_histology</a>. , https://github.com/petersaj/AP_histology (2024).</li>
<li>Pachitariu, M., Sridhar, S., Stringer, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPachitariu%2C+M+%22Solving+the+spike+sorting+problem+with+Kilosort%22">Solving the spike sorting problem with Kilosort</a>. , (2023).</li>
<li>Akam, T., Walton, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((pyPhotometry%3A+Open+source+Python+based+hardware+and+software+for+fiber+photometry+data+acquisition%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">pyPhotometry: Open source Python based hardware and software for fiber photometry data acquisition.</a> Sci Rep. 9 (1), 3521(2019).</li>
<li>Leiras, R., Cregg, J. M., Kiehn, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brainstem+circuits+for+locomotion%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Brainstem circuits for locomotion.</a> Ann Rev Neurosci. 45 (2022), 63-85 (2022).</li>
<li>Benarroch, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brainstem+integration+of+arousal%2C+sleep%2C+cardiovascular%2C+and+respiratory+control%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Brainstem integration of arousal, sleep, cardiovascular, and respiratory control.</a> Neurology. 91 (21), 958-966 (2018).</li>
<li>Guyenet, P. G., Bayliss, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+control+of+breathing+and+CO2+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neural control of breathing and CO2 homeostasis.</a> Neuron. 87 (5), 946-961 (2015).</li>
<li>Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stab+injury+and+device+implantation+within+the+brain+results+in+inversely+multiphasic+neuroinflammatory+and+neurodegenerative+responses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses.</a> J Neural Eng. 9 (4), 046020(2012).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Contrôleur d’enregistrement RHD 1024 canaux</td><td>Intan Technologies, Los Angeles, Californie, États-Unis</td><td>C3008</td><td>Enregistrement par sonde en silicium ; matériel et logiciel d’enregistrement</td></tr><tr><td>24 mm x 50 mm n° 1.5 VWR Coverslip</td><td>VWR, Radnor, Pennsylvanie, États-Unis</td><td>48393-081</td><td>Histologie</td></tr><tr><td>4 % PFA dans PBS</td><td>ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, États-Unis</td><td>J61899. AK</td><td>Histologie ; solution de perfusion</td></tr><tr><td>C& B metabond</td><td>Patterson Dental, Richmond, Virginie, États-Unis</td><td>poudre : 5533559, base rapide : 5533492, catalyseur : 55335007</td><td>Plaque frontale et Implantation du casque</td></tr><tr><td>souris C57/6J 4-6 semaines, mâles</td><td>The Jackson Laboratory, Bar Harbor, Maine, USA</td><td>000664</td><td></td></tr><tr><td>Capnomac Ultima</td><td>Datex, Helsinki, Finlande.</td><td>Analyseur de gaz ULT-SVi-27-07</td><td>; abandonné ; un analyseur de gaz alternatif peut être acheté auprès de Bionet America.</td></tr><tr><td>CM-DiI</td><td>ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA</td><td>V22888</td><td>Colorant fluorescent rouge pour le revêtement de la sonde en silicium</td></tr><tr><td>En-tête du connecteur</td><td>DigiKey, Thief River Falls, Minnesota, États-Unis</td><td>1212-1788-ND</td><td>Casque ECoG</td></tr><tr><td>DAPI Fluoromount-G</td><td>SouthernBiotech, Birmingham, Alabama,</td><td>États-Unis 0100-20</td><td>Histologie</td></tr><tr><td>iBOND Universal</td><td>Patterson Dental, Richmond, Virginie, USA</td><td>044-1113</td><td>Plaque frontale & Implantation d’un casque d’écoute ; pour&nbsp ; fixation des fils d’acier inoxydable au crâne</td></tr><tr><td>Adhésif au silicium à faible toxicité</td><td>World Precision Instruments, Sarasota, Floride, États-Unis</td><td>KWIK-SIL</td><td>Système</td>de</tr><tr><td>micro-manipulateur</td> de plaque frontale <td>New Scale Technologies, Victor, New York, États-Unis</td><td>Manipulateur multi-sondes : XYZ Assemblage de la platine : 06464-0000, Kit de système MPM : 06267-3-0001, MPM-Platform-360, Anneau MPM pour bras manuels MPM, MPM_Ring-72 DEG : 06262-3-0000</td><td>Enregistrement par sonde en silicium ; insertion de la sonde dans le cerveau</td></tr><tr><td>Microsondes</td><td>UCLA, Los Angeles, Californie, États-Unis</td><td>256 ANS, 64M</td><td>Discontinué ; des sondes en silicium alternatives peuvent être achetées auprès de Neuropixels</td></tr><tr><td>Mineral Oil</td><td>Sigma Aldrich, Saint Luis, Missouri, USA</td><td>M8410-100ML</td><td>Enregistrement de la sonde en silicium ; empêchant le tissu de sécher pendant l’enregistrement</td></tr><tr><td>Saline normale</td><td>ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, États-Unis</td><td>Z1376</td><td>Plaque frontale & Implantation d’un casque d’écoute ; empêchant le cerveau de sécher pendant la chirurgie</td></tr><tr><td>Fil d’acier inoxydable revêtu de PFA - Diamètre 0,008 po recouvert d’extrémités dénudées</td><td>Systèmes A-M, Sequim, Washington, États-Unis</td><td>791400</td><td>Casque ECoG et électrode de référence pour ECoG&nbsp ;</td></tr><tr><td>Fil de platine 24AWG&nbsp ;</td><td>World Precision Instruments, Sarasota, Floride, États-Unis</td><td>PTP201</td><td>Électrode de référence pour l’enregistrement de la sonde en silicium&nbsp ;</td></tr><tr><td>Lames de microscope Shandon Colorfrost Plus</td><td>ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, États-Unis</td><td>99-910-01</td><td>Histologie</td></tr><tr><td>Plaque de tête en acier inoxydable</td><td>Star Rapid, Chine</td><td>pièce sur mesure</td><td>Plaque de tête & Implantation d’un casque d’écoute ; design disponible sur demande</td></tr><tr><td>Appareil stéréotaxique</td><td>KOPF, Tujunga, Californie, États-Unis</td><td>Modèle 940 Instrument stéréotaxique pour petits animaux avec console d’affichage numérique</td><td>Plaque frontale et Implantation du casque</td></tr></tbody></table>

enregistrements aigus à une unité et à plusieurs électrodes du tronc cérébral de souris fixées à la tête

Acute Single-Unit Multi-Electrode Recordings from the Brainstem of Head-Fixed Mice

Cinq C57BL/6J mâles ont été implantés avec un casque ECoG et une plaque frontale (Figure 4A). Après la récupération, les souris ont été habituées à la fixation de la tête et à l’appareil d’enregistrement électrophysiologique pendant deux séances d’une heure et demie à des jours différents (figure 4B). Ensuite, une fenêtre de craniotomie de 2 mm x 2 mm a été créée (figure 4C) et une sonde en silicone a été insérée avec la souris éveillée et la tête fixée (figure 4D). Deux types de sondes UCLA en silicium ont été utilisés : (1) 64 M : une sonde à une tige et 64 électrodes ; et (2) 256 ANS : une sonde à quatre dents et 256 électrodes. Le sévoflurane et l’oxygène ont été administrés à l’aide d’un cône nasal fixé au banc d’électrophysiologie. Les niveaux d’oxygène et de sévoflurane ont été surveillés toutes les 5 minutes à l’aide d’un analyseur de gaz en ligne. Après la perfusion transcardique, le cerveau a été prélevé (figure 4E) et évalué pour la trajectoire de la sonde (figure 4F). Les potentiels d’action enregistrés ont ensuite été organisés en données unitaires uniques (Figure 4G).
Cinq enregistrements ont été réalisés, au cours desquels le placement de la sonde a été validé à l’aide des algorithmes de reconstruction de sonde disponibles développés dans MATLAB23. À l’aide de ces algorithmes, chaque électrode de la sonde en silicium a été localisée dans une structure cérébrale spécifique afin d’acquérir une perspective tridimensionnelle du placement de la sonde dans le cerveau (Figure 5). Ces algorithmes de reconstruction ont été couplés à des marqueurs immunohistochimiques pour valider davantage les trajectoires des sondes (Figure 6). Les données ont ensuite été appariées à l’aide d’unités individuelles sélectionnées (figure 7).
Au total, 64 neurones uniques ont été capturés, dont 13 étaient situés dans le vlPAG. Les 51 neurones restants se trouvaient dans des noyaux voisins : mésencéphale, noyau réticulaire du mésencéphale, noyau paratrochléaire, noyau cunéiforme, noyau tegmental laterodorsdal, noyau parabrachial et pédoncules cérébelleux supérieurs. L’activité de décharge des neurones chez chaque souris est présentée sous forme de cartes thermiques (Figure 7). La souris 3 a été exclue de l’analyse en raison de la mauvaise qualité de l’enregistrement unitaire. La plupart des neurones enregistrés ont diminué leur décharge pendant l’anesthésie au sévoflurane.
L’activation moyenne des neurones vlPAG a été comparée pour chaque souris à 5 minutes de base (c’est-à-dire 10-15 min après le début de l’enregistrement) et 5 minutes pendant le sévoflurane (c’est-à-dire 40-45 minutes après le début de l’enregistrement). La décharge de vlPAG a été significativement diminuée (Figure 8A) et, de plus, cette augmentation était cohérente dans tous les neurones vlPAG (Figure 8B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig01.jpg"> Figure 1 : Calcul des coordonnées stéréotaxiques pour l’insertion de la sonde. Panneau de gauche : Utilisation de la géométrie pour calculer l’approche angulaire pour l’insertion de la sonde. Les composantes suivantes d’un triangle rectangle ont été identifiées : (a) profondeur DV de la structure cible à partir de la surface du cerveau (acquise à l’aide de l’atlas stéréotaxique), (b) distance entre la coordonnée AP en supposant une descente strictement verticale et la coordonnée AP de la structure cible. Panneau de droite : Avec (a) et (b), on peut utiliser le théorème de Pythagore pour calculer l’angle AP (β) et la longueur (c) de l’insertion de la sonde. Les coordonnées suivantes ont été utilisées pour cibler le vlPAG : (AP) -3,6 mm, (ML) +0,5 mm, (DV) -4 mm. Un angle AP (β) de 20° a été utilisé. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig02.jpg"> Figure 2 : Implantation de la plaque de tête et enregistrement d’une seule unité. (A) Placement du fil du casque ECoG pendant l’implantation. (B) Vue de dessus du crâne de la souris après l’implantation du casque ECoG et de la plaque frontale. (C) Tiges de sonde en silicium insérées dans le cerveau. (D) Souris fixe sur la tête pendant l’enregistrement d’une sonde en silicium. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig03.jpg"> Figure 3 : Emplacement de la fenêtre crânienne, par rapport aux principaux vaisseaux sanguins. Représentation schématique de la vascularisation à la surface du cerveau de la souris avec le sinus sagittal supérieur et le sinus transversal marqués. Le carré blanc indique l’emplacement de la fenêtre crânienne et le point rouge représente le point d’insertion de la sonde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig04.jpg"> Figure 4 : Conception expérimentale. Cinq souris mâles C57BL/6J ont été implantées avec un casque ECoG et une plaque frontale (A). Après leur rétablissement, ils se sont habitués à la fixation de la tête et à la plate-forme d’enregistrement (B). Ensuite, une craniotomie a été réalisée (C) et une sonde en silicone a été insérée avec la souris éveillée et en position de tête fixe. Des anesthésiques volatils et de l’oxygène ont été administrés à l’aide d’un cône nasal (D). Après l’enregistrement, le cerveau a été prélevé (E) et analysé à l’aide de techniques d’immunohistochimie pour reconstruire la trajectoire de la sonde (F). Les potentiels d’action enregistrés ont ensuite été organisés en données unitaires uniques (G). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig05.jpg"> Figure 5 : Modèle 3D du cerveau avec des traces de sonde reconstruites. Chaque ligne droite colorée représente la trajectoire d’une sonde. Chaque point marque l’emplacement du colorant DiI visible sur les tranches de cerveau coronaire. La trajectoire de la sonde est reconstruite pour chaque tige de la sonde en silicium. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig06.jpg"> Figure 6 : Reconstruction post-hoc du placement de la sonde dans le vlPAG. Tranche de cerveau coronaire représentative pour chaque souris enregistrée (1-5) colorée au DAPI (bleu) montrant les traces de la sonde ((DiI, rouge, marquée par des flèches vertes) avec un contour des régions cérébrales. Barre d’échelle : 500 μm. Les souris 1 à 3 ont été enregistrées avec des sondes en silicium à une tige (c’est-à-dire 64 canaux), tandis que les souris 4 et 5 ont été enregistrées avec des sondes en silicium à quatre tiges (c’est-à-dire 256 canaux). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig07.jpg"> Figure 7 : Activité de décharge en binned avant et pendant l’anesthésie au sévoflurane. Les cartes thermiques représentent le nombre de potentiels d’action déclenchés par 64 neurones uniques à des intervalles d’une minute. Des neurones uniques ont reçu une structure d’origine basée sur la reconstruction de la trajectoire de la sonde. La ligne pointillée blanche indique le début de l’administration du sévoflurane, n = 4 souris. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig07large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig08.jpg"> Figure 8 : Suppression de l’activation des neurones vlPAG pendant l’anesthésie au sévoflurane. (A) Nombre moyen de potentiels d’action déclenchés avant et pendant l’anesthésie pour chaque souris. (B) Nombre de potentiels d’action déclenchés par chaque neurone vlPAG (B). Test d’étudiant en t apparié, **P = 0,0036, P = 0,0053 respectivement. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig08large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67205/67205fig09.jpg"> Figure 9 : Exemple de la façon dont un placement inégal de la plaque de tête peut affecter la trajectoire de la sonde. (A) Placement inégal de la plaque de tête sur la tête de la souris. (B,C) Reconstruction 3D du cerveau de la souris avec trajectoire de sonde rendue où il y a un angle médiolatéral involontaire causé par un placement inégal des plaques de tête sur la tête de la souris. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67205/67205fig09large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Enregistrements aigus à une unité et à plusieurs électrodes du tronc cérébral de souris fixées à la tête

Silicon multielectrode-based recordings are increasingly popular for studying neuronal activity at the temporal resolution of action potentials in many ...

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Dans cet article, nous avons décrit la procédure de chirurgie et de la manutention des conseils pour l'implantation de l'ultra-mince matrice de microélectrodes à base de polyimide (PBM-array) sur le crâne de la souris pour l'acquisition de haute densité encéphalographie (EEG) dans un modèle murin.

Haute densité enregistrements EEG des souris se déplacent librement à l&#39;aide à base de polyimide microélectrodes

La caractérisation électrophysiologique des réponses neuronales est important pour comprendre le fonctionnement du cerveau et pour guider la mise en place de colorants pour voie de traçage. Cependant, de nombreuses études sont réalisées chez des animaux anesthésiés. Pour comprendre le fonctionnement du cerveau sans anesthésie, nous avons développé une méthode pour enregistrer les propriétés de réponse de neurones et d'injecter des colorants chez la souris éveillée.

Préparation d&#39;une souris Awake pour l&#39;enregistrement des réponses de neurones et l&#39;injection de traceurs

La vidéo montre l’injection de sondes électroniques maillées dans le cerveau d’une souris pour des enregistrements stables à long terme au niveau d’un seul neurone. Une souris anesthésiée avec un crâne exposé est fixée sur un cadre stéréotaxique, et la région du dispositif maillé de la sonde est injectée dans le cerveau à travers des trous percés. Les pastilles d'entrée-sortie de la sonde sont connectées à un circuit, et les enregistrements sont obtenus à l'aide d'un système d'acquisition de...

Électronique à maillage injectable pour des enregistrements stables d’un seul neurone dans le cerveau d’une souris

Cette vidéo démontre l’enregistrement in vivo du potentiel de champ local (LFP) à partir de zones M2 bilatérales du cerveau de la souris. Une souris anesthésiée est fixée et préparée pour la procédure. Pour enregistrer les LFP, insérez des microélectrodes dans les coordonnées cibles des zones bilatérales M2, qui sont responsables de mouvements moteurs complexes.

Enregistrement du potentiel de champ local des deux hémisphères du cerveau de la souris

La compréhension des substrats neuronaux du comportement nécessite l’enregistrement d’ensemble des circuits cérébraux. En raison de sa traçabilité génétique, la souris offre un modèle pour la dissection de circuit et le mimétisme de la maladie. Ici, une méthode de conception et de fabrication de sondes miniaturisées est décrite, adaptée au ciblage de la structure cérébrale profonde de la souris.

Conception et de fabrication de Ultralight Poids, réglables sondes multi-électrodes pour électrophysiologiques enregistrements chez la souris

Instructions pour la construction à faible coût et l’implantation chirurgicale d’un montage électroencéphalographique transcrânien chronique à haute densité chez la souris sont fournies. Les techniques d’enregistrement, d’extraction et de traitement du signal sont également décrites.

Haute densité électroencéphalographie Acquisition dans un modèle Rongeur Utilisation de faible coût et Open-source Ressources

Ce protocole fournit un programme MATLAB ouvert et compilé qui génère des spectrogrammes multitapers pour les données électroencéphalographiques.

Programme de spectrogrammes multitaper s'informatisé pour les données électroencéphalographiques

Le protocole décrit la méthodologie de l’enregistrement extracellulaire dans le cortex moteur (MC) pour révéler les propriétés électrophysiologiques extracellulaires chez les souris conscientes se déplaçant librement, ainsi que l’analyse des données des potentiels de champ locaux (LFP) et des pointes, ce qui est utile pour évaluer l’activité neuronale du réseau sous-jacente aux comportements d’intérêt.

Enregistrement extracellulaire multicanal chez des souris se déplaçant librement

Un système d’enregistrement électroencéphalographique à faible coût combiné à une bobine de taille millimétrique est proposé pour stimuler la stimulation magnétique transcrânienne du cerveau de la souris in vivo. En utilisant des électrodes à vis conventionnelles avec un substrat multi-électrodes flexible sur mesure, l’enregistrement multisite peut être effectué à partir du cerveau de la souris en réponse à la stimulation magnétique transcrânienne.

Système d’enregistrement électroencéphalographique à faible coût combiné à une bobine de taille millimétrique pour stimuler transcrânalement le cerveau de la souris in vivo

Ce protocole décrit la fabrication à la main et l’implantation chirurgicale d’électrodes électromyographiques (EMG) dans les muscles des membres antérieurs de souris pour enregistrer l’activité musculaire pendant les expériences de comportement fixe de la tête.

Enregistrement de l’activité musculaire des membres antérieurs chez des souris fixées à la tête avec des électrodes EMG implantées de manière chronique

Ce protocole a été développé pour créer un système fiable et facilement accessible pour l’enregistrement de l’EEG de rongeurs en mouvement libre.

Un protocole rentable et peu invasif pour l’enregistrement chronique d’électroencéphalographie multisite chez des souris se déplaçant librement

Découvrez l'enregistrement électrophysiologique à haute densité dans le tronc cérébral de souris fixées à la tête pour étudier l'activité neuronale liée au sommeil sous anesthésie au sévoflurane.

Enregistrements aigus à une unité et à plusieurs électrodes du tronc cérébral de souris fixées à la tête

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