Name: Activation optogénétique des neurones autonomes cardiaques intrinsèques dans des cœurs de souris perfusés excisés (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-03-28T12:55:00.000+00:00
Duration: 8 min 29 s
Description: Découvrez la stimulation optogénétique des neurones cardiaques dans des cœurs de souris perfusés. Cette méthode permet d'étudier l'activation des neurones autonomes et les interactions entre activités cholinergique et catécholaminergique.

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Tous les protocoles pour les animaux ont été approuvés par le Comité de protection et d’utilisation des animaux de l’Université George Washington et ont suivi le Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire de l’Institut national de la santé.
1. Construction de la source lumineuse Micro-LED
<ol>
	<li>À l’aide d’un microscope à dissection dans un endroit bien ventilé, soudez les extrémités dénudées de deux fils de cuivre isolés, d’au moins 20 cm de longueur, aux points de contact d’une micro-LED de 465 nm (Figure 1). Testez la soudure en connectant la LED à une source d’alimentation et en l’allumant.</li>
	<li>Coupez le bas de 1 cm d’une pointe de pipette filtrée de 200 μL. Poussez le filtre à l’aide d’une tige de petit diamètre. Insérez la micro-LED avec des fils dans la pointe de la pipette de manière à ce que la LED affleure l’extrémité de la pointe. Replacez le filtre en haut de la pointe de la pipette pour maintenir la LED et les fils en place, puis supercollez les bords de la LED sur la pointe de la pipette. Laissez sécher la superglue.</li>
	<li>Préparez l’élastomère de silicone en combinant la base et l’agent de durcissement dans un rapport de 10:1 et mélangez bien. Éliminez les bulles du mélange à l’aide d’une chambre à vide ou par centrifugation.</li>
	<li>Prenez un tube à centrifuger de 0,5 ml et marquez les côtés pour faciliter le retrait de la LED (du lubrifiant peut également être ajouté à l’intérieur du tube ici si vous le souhaitez). Collez l’extérieur du tube pour éviter toute fuite. Versez environ 0,2 ml du mélange d’élastomère de silicium dans le tube, puis placez la pointe de la pipette à micro-LED dans le tube, en laissant au moins 1 mm d’espace entre la LED et le fond du tube. Si des bulles se sont formées, tapotez le tube de centrifugation sur une surface dure pour les déloger. REMARQUE : La pointe de la pipette peut être recouverte de manière préventive d’un élastomère de silicone pour réduire la formation de bulles lors du placement de la LED.</li>
	<li>Placez le tube de centrifugation micro-LED à la verticale dans un four de laboratoire ou un incubateur à 50 °C et laissez-le agir pendant au moins 8 h ou toute la nuit. Portez des gants résistants à la chaleur lorsque vous interagissez avec le four. Une fois l’élastomère durci, retirez la LED du tube de centrifugation. Si l’élastomère est encore collant, remettez-le au four.</li>
	<li>Une fois complètement durci, retirez tout excès d’élastomère de l’extrémité de la LED avec un couteau utilitaire de précision, en ne laissant pas plus de 1 mm. Une bonne encapsulation de la LED minimisera l’échauffement des tissus pendant la photostimulation.</li>
	<li>Déterminez la puissance optique de la LED à l’aide d’un wattmètre optique. Allumez le wattmètre et ajustez les paramètres de longueur d’onde pour lire 465 nm. Placez la LED dans l’alignement d’un capteur de puissance à photodiode et allumez la LED avec le générateur de fonctions. Le wattmètre optique produira une lecture en watts. Calculez l’irradiance en divisant la puissance mesurée par la surface de la surface éclairée (0,88 mm2). REMARQUE : L’irradiance idéale doit être d’environ 2,4 mW/mm2 pour une activation appropriée de ChR211.</li>
</ol>
2. Préparation expérimentale
<ol>
	<li>Élever des souris conformément à une publication précédente pour exprimer ChR2 dans les neurones cholinergiques (ChAT-ChR2) ou les neurones catécholaminergiques (TH-ChR2)12 (Figure 2). Confirmer l’expression de TH-Cre ou de ChAT-Cre chez des souris utilisées pour des expériences en utilisant une approche de génotypage comme décrit précédemment12.</li>
	<li>Préparez au moins 225 mL de solution de Krebs-Henseleit (KH) (en mM : 118 NaCl, 4,7 KCl, 1,25 CaCl2, 0,57 MgSO4, 25 NaHCO3, 1,17 KH2PO4, 6 glucose) et filtrez à l’aide d’un filtre à membrane en nitrate de cellulose de 0,2 μm. Ajustez le pH à 7,4 lorsqu’il est oxygéné en utilisant 95 % d’O2 et 5 % de CO2.</li>
	<li>Rincez le système de perfusion Langendorff avec de l’eau purifiée avant l’expérience et éliminez tout excès d’eau avant de commencer l’expérience.</li>
	<li>Ajoutez un filtre à membrane de 10 μm au système avant que tout KH ne circule. Allumez les bains-marie réglés pour maintenir la température de perfusat à 37 °C à des débits compris entre 2 et 5 mL/min.</li>
	<li>Ajouter 175 ml de KH dans le système de perfusion et commencer la circulation. Faites buliser la solution avec 95 % O2 / 5 % CO2 pour fournir une oxygénation adéquate. REMARQUE : Le volume de circulation en KH varie d’un système à l’autre en fonction de la taille des tubes et des réservoirs.</li>
	<li>Étalonnez le débitmètre en arrêtant le débit dans le système de perfusion à l’aide d’un robinet d’arrêt et en appuyant sur le bouton Zero du débitmètre.</li>
	<li>Préparez un logiciel d’acquisition de données physiologiques tel que LabChart pour avoir 12 canaux : température du bain cardiaque, température de perfusat aortique, dérivations ECG I-III plus quatre dérivations calculées supplémentaires, calcul de la fréquence cardiaque, débit et sortie du générateur de fonctions pour suivre les impulsions LED.</li>
	<li>À l’aide du canal réservé à la fréquence cardiaque, calculez la fréquence cardiaque dans LabChart avec la fonction de mesures cycliques définie pour détecter l’ECG de la souris sur la dérivation I. L’extension de l’axe cardiaque de LabChart utilise la dérivation I et la dérivation II pour calculer la dérivation III, l’aVR, l’aVL et l’aVF.</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig1.jpg"> 
Figure 1 : Construction micro-LED. Vue d’ensemble simplifiée des étapes de construction d’une source lumineuse micro-LED. Deux fils sont soudés à la micro-LED et insérés dans une pointe de pipette de 200 μL, puis supercollés (étape 1). L’élastomère de silicone est mélangé dans un rapport de 10:1 et placé dans une chambre à vide pour éliminer les bulles (étape 2). L’élastomère de silicone est versé dans un tube de microcentrifugation, puis l’embout de la pipette à micro-LED est inséré et laissé durcir pendant la nuit (étape 3). La micro-LED isolée est ensuite retirée du tube et l’excès de silicone doit être coupé (étape 4). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig2.jpg"> 
Figure 2 : Programme d’élevage de souris transgéniques. Une souris parentale avec le gène ChR2 dépendant de lox est croisée avec une autre souris avec un promoteur Cre. Une souris parentale avec le promoteur de la tyrosine hydroxylase (TH) Cre produira une progéniture hétérozygote où 50 % exprimera ChR2 dans les cellules catécholaminergiques. Une souris parentale avec un promoteur de choline acétyltransférase (ChAT) Cre produira une progéniture homozygote où 100 % exprimera ChR2 dans les cellules cholinergiques. L’expression est confirmée par génotypage. Ce chiffre a été modifié avec la permission de12. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
3. Excision et perfusion cardiaque
<ol>
	<li>Avant l’excision, administrer 250 unités d’héparine (environ 8 U/g) par injection intrapéritonéale à l’aide d’une seringue de 1 mL. Attendez au moins 10 minutes avant la chirurgie.</li>
	<li>Placez une souris adulte dans une chambre d’induction d’anesthésie. Administrez ~4 % d’isoflurane et attendez que le rythme respiratoire ralentisse et s’approfondisse. Retirez la souris de la chambre et vérifiez la cessation d’un réflexe de douleur par pincement des orteils avant d’effectuer une luxation cervicale.</li>
	<li>Tenez l’apophyse xiphoïde à l’aide d’une paire de pinces et coupez dans la cavité abdominale à l’aide de ciseaux chirurgicaux. Ouvrez la cavité thoracique en coupant soigneusement le diaphragme. Coupez les côtes pour exposer le cœur et les poumons. Saisissez doucement les poumons et excisez le cœur et les poumons.</li>
	<li>Placez le cœur dans un plat de KH hépariné. Retirez les poumons et tous les gros morceaux de graisse. Placez le cœur nettoyé dans une 2èmeboîte de KH héparinée sous un microscope de dissection réglé sur un grossissement de 2x. Localisez l’aorte et faites-la glisser sur la canule à l’aide d’une pince fine. Fixez le cœur à une canule à l’aide d’une suture en soie 4-0. REMARQUE : La canulation peut être effectuée sur de la glace pour réduire l’activité métabolique du cœur.</li>
	<li>Rincez une injection en bolus de KH héparinée à travers la canule pour éliminer le sang des coronaires avant de le placer sur le système de perfusion.</li>
	<li>Connectez le cœur canulé au système de perfusion et placez-le dans la boîte PDMS remplie de perfusat. Placez les électrodes de l’aiguille ECG dans la boîte PDMS selon le triangle d’Einthoven13. Acclimater le cœur pendant au moins 5 min.</li>
	<li>Faites pivoter le cœur de manière à ce que l’oreillette gauche soit accessible et découpez un trou de ~1 mm dans l’oreillette gauche avec une paire de micro-ciseaux à ouverture automatique. Insérez un tube de 1 mm de diamètre à travers cette tranche dans le ventricule gauche pour libérer le perfusat qui y est coincé. REMARQUE : Avoir un microscope de dissection pour regarder le cœur peut améliorer la facilité de cette étape.</li>
	<li>Faites pivoter le cœur de manière à ce que l’AR soit orienté vers le haut et que le nœud sino-auriculaire (SA) soit accessible pour l’éclairage (Figure 3).</li>
	<li>Ajustez les électrodes ECG au besoin en rapprochant les électrodes du cœur ou en les immergeant dans du perfusat pour recevoir les signaux avec un rapport signal/bruit approprié. Les paramètres peuvent varier en fonction du matériel et du logiciel d’acquisition de l’ECG utilisés. Cette méthode utilisait un module Einthoven Goldberger avec un gain de 2000 et un filtre de coupure de 500 Hz, et les paramètres du logiciel incluaient un filtre secteur et une fréquence d’échantillonnage de 1000 Hz.</li>
</ol>
4. Activation optogénétique
<ol>
	<li>Connectez l’appareil micro-LED à un générateur de fonction pour produire des ondes d’impulsion aux paramètres suivants : fréquence de 10 Hz, largeur d’impulsion de 30 ms, amplitude de 10 Vpp .</li>
	<li>Placez délicatement la micro-LED sur le nœud SA. Évitez d’appuyer trop fort avec la micro-LED car cela pourrait entraîner une diminution de la fréquence cardiaque et de la fonction.</li>
	<li>Activez le générateur de fonctions et mesurez les changements de fréquence cardiaque dus à la photostimulation. Les changements immédiats de la fréquence cardiaque indiquent une activation efficace. L’activation catécholaminergique provoque une augmentation exponentielle de la fréquence cardiaque10, tandis que l’activation cholinergique provoque une chute immédiate8.</li>
	<li>Éteignez le générateur de fonctions. Permettez à la fréquence cardiaque de revenir aux niveaux d’avant l’activation.</li>
	<li>Si l’activation optogénétique entraîne un changement de fréquence cardiaque inférieur à 100 bpm, repositionnez la micro-LED pour mieux éclairer les neurones de la PR. Répétez l’opération si nécessaire.</li>
</ol>
5. Procédure expérimentale et analyse des données
<ol>
	<li>Pour tester l’hypothèse selon laquelle la stimulation cholinergique optogénétique intrinsèque peut supprimer l’activation bêta-adrénergique exogène par la noradrénaline (EN), préparez des solutions mères de 10 μM et 100 μM de NE dans un aliment fumé.</li>
	<li>Ajouter une dose bolus d’EN au système de perfusion par un orifice d’injection. Une fois que l’augmentation de la fréquence cardiaque plafonne, allumez la micro-LED pendant ~10 s. Éteignez la lumière et surveillez les changements de fréquence cardiaque.</li>
	<li>Une fois que la fréquence cardiaque est revenue au rythme sinusal, augmentez la dose d’EN et répétez la stimulation optogénétique. Continuer pour chaque dose d’EN.</li>
	<li>À la fin de l’étude, coupez l’alimentation en gaz, retirez le cœur du système et conservez-le dans un fixateur, si nécessaire.</li>
	<li>Rincez les réservoirs et les tubes du système de perfusion avec de l’eau DI ou un détergent au besoin. Séchez soigneusement le système pour éviter la moisissure.</li>
	<li>Enregistrez le fichier LabChart. Exportez le signal de fréquence cardiaque et les canaux ECG pour une analyse hors ligne et une présentation graphique.</li>
</ol>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig3.jpg"> 
Figure 3 : Configuration du bain de cœur de souris. Un cœur de souris canulé montrant l’emplacement du dispositif LED et des électrodes ECG. Une masse de châssis est présente pour réduire le bruit de l’électronique environnante. Les électrodes à aiguille ECG sont placées sur la base du triangle d’Einthoven. Abréviations : LA = bras gauche ; RA = bras droit ; LL = jambe gauche ; G = sol. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

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<li>Asfour, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NADH+fluorescence+imaging+of+isolated+biventricular+working+rabbit+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">NADH fluorescence imaging of isolated biventricular working rabbit hearts.</a> J Vis Exp. (65), e4115(2012).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>#3c Pince (x2)</td><td>Dumont</td><td>11231-20</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &mu ; m Filtre à membrane en nitrate de cellulose</td><td>Whatman</td><td>7182-004</td><td>Pour filtrer KH</td></tr><tr><td>0,5 ml, Tube de microcentrifugation</td><td>Ultra Cruz</td><td>sc-200269</td><td></td></tr><tr><td>10 &mu ; m Filtre à membrane Nuclepore</td><td>Whatman</td><td>111115</td><td>Pour filtre système</td></tr><tr><td>Incubateur analogique&nbsp ;</td>Canule aortique <td>Qunicy Labs</td><td>12-140</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Appareil de Harvard&nbsp ;</td><td>73-2798</td><td></td></tr><tr><td>Générateur de fonction arbitraire</td><td>Tektronix</td><td>AFG3021B</td><td></td></tr><tr><td>Suture en soie tressée 4-0</td><td>Spécialités chirurgicales Look</td><td>SP116</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1016</td><td></td></tr><tr><td>Curved Hemostat</td><td>Ted Pella</td><td>53065</td><td></td></tr><tr><td>Einthoven Goldberger Module</td><td>Hugo Sachs Elektronik</td><td>73-1778</td><td></td></tr><tr><td>Fil de silicone flexible 30AWG</td><td>BNTECHGO</td><td>619317716902</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>Pince à iris incurvée lourde&nbsp ;</td><td>Aesculap</td><td>OC022R</td><td></td></tr><tr><td>Héparine saline injectable</td><td></td><td>400-30</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à iris</td><td>Ted Pella</td><td>13215</td><td></td></tr><tr><td>Solution d’isoflurane</td><td>Covetrus</td><td>029405</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>LabChart 8&nbsp ;</td><td>ADInstruments</td><td></td><td>Logiciel d’acquisition de données</td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de microdissection</td><td>WPI</td><td>504520</td><td></td></tr><tr><td>Micro-LED</td><td>Dialight</td><td>598-8091-107F</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6014</td><td></td></tr><tr><td>Wattmètre optique</td><td>Thorlabs</td><td>PM100D</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 8/35</td><td>ADInstruments</td><td>PL3508</td><td></td></tr><tr><td>Auto-ouvrant&nbsp ; Ciseaux de précision</td><td>Excelta</td><td>366</td><td></td></tr><tr><td>Machine d’anesthésie pour un seul animal</td><td>E-Z Systems</td><td>EZ-108SA</td><td></td></tr><tr><td>Station de soudage</td><td>Weller</td><td>WES51</td><td></td></tr><tr><td>SureOne Filter Pipette Tips Fisherbrand</td><td></td><td>02-707-478</td><td></td></tr><tr><td>SYLGARD 184 Kit d’élastomère en silicone</td><td>DOW</td><td>04019862</td><td></td></tr><tr><td>Pince à tissus</td><td>Ted Pella</td><td>13220</td><td></td></tr><tr><td>Système d’écoulement de tubes</td><td>Transonic</td><td>TS410</td><td></td></tr></tbody></table>

activation optogénétique des neurones autonomes cardiaques intrinsèques dans des cœurs de souris perfusés excisés

Optogenetic Activation of Intrinsic Cardiac Autonomic Neurons in Excised Perfused Mouse Hearts

Un système de perfusion à pression constante de Langendorff (figure 4) devrait être capable de maintenir une fréquence cardiaque de souris d’au moins 300 bpm pendant plus d’une heure si l’oxygénation, la température et le débit coronaire sont appropriés. Avec cette configuration, la température du perfusat aortique dépend du flux coronaire, de sorte que la température du bain d’eau peut devoir être ajustée à mesure que le débit change pour maintenir la température aortique à 37 °C. Les débits coronaires du cœur de souris varient généralement de 1,5 à 4,5 ml / min, selon la taille du cœur. Le maintien de la température du perfusat à 37 °C pendant les fluctuations de débit est nécessaire pour une fonction cardiaque constante et est particulièrement important pour une perfusion à pression constante. Le système de perfusion décrit est conçu pour maintenir une pression hydrostatique de 70 mmHg à travers la hauteur de la colonne de perfusat. Ceci est accompli avec un débit de pompe qui fournit un trop-plein constant à partir du réservoir supérieur. Le perfusat peut être complété par 20 μM de cromakaline vasodilatateur pour améliorer et maintenir un débit coronaire normal ou supranormal afin d’assurer une oxygénation myocardique complète14.
La photostimulation des neurones cholinergiques dans les cœurs de souris ChAT-ChR2 à 10 Hz et à une largeur d’impulsion de 30 ms devrait entraîner une baisse presque instantanée de la fréquence cardiaque. Une photostimulation efficace des neurones cholinergiques dans les cœurs correctement irrigués devrait entraîner une réduction de la fréquence cardiaque d’au moins 100 bpm. La figure 5 montre une baisse immédiate de 75 bpm lorsque la micro-LED est allumée, qui continue à baisser jusqu’à ce qu’elle atteigne une diminution maximale de 135 bpm. Dans la demi-seconde qui suit l’extinction de la micro-LED, la fréquence cardiaque augmente jusqu’à 175 bpm avant de revenir progressivement aux niveaux d’avant la stimulation. Un ECG à six dérivations est présenté pour illustrer les différences d’intervalle RR avant, pendant et après la stimulation (Figure 5B). Les dérivations aVR, aVL et aVF sont calculées dans le logiciel LabChart à l’aide des dérivations I et II.
La photostimulation des neurones catécholaminergiques dans les cœurs de souris TH-ChR2 provoque un changement plus progressif (exponentiel) de la fréquence cardiaque par rapport à la photostimulation des neurones cholinergiques. Cela est probablement dû à l’activation bêta1-adrénergique nécessitant le deuxième système messager de l’AMPc activant la PKA, qui phosphoryle les protéines cibles, alors que l’activation muscarinique ne le fait pas. La figure 6 montre une augmentation de la fréquence cardiaque de 135 bpm sur une période de 10 s. 10 secondes supplémentaires sont nécessaires après l’extinction de la lumière pour revenir à un rythme sinusal normal. Si la micro-LED n’est pas correctement isolée, elle peut chauffer le cœur, provoquant une augmentation de la fréquence cardiaque. Cette réponse de chaleur est moins intense que la stimulation TH-ChR2 ; Par conséquent, le changement de fréquence cardiaque est moins prononcé.
L’une des applications de ce protocole consiste à utiliser la stimulation optogénétique pour dépolariser les neurones, ce qui entraîne la libération de neurotransmetteurs endogènes tout en ajoutant simultanément des neurotransmetteurs exogènes au perfusat. La figure 7A illustre la libération endogène d’acétylcholine à partir d’un cœur de souris ChAT-ChR2 avec une dose bolus d’EN ajoutée au perfusat. En l’absence d’EN, la photostimulation a fait chuter la fréquence cardiaque de plus de 100 bpm et a maintenu cette baisse pendant toute la durée de la stimulation. Alors qu’avec une forte dose d’EN, la baisse maximale de la fréquence cardiaque pendant la photostimulation était de 40 bpm. Le rythme cardiaque a immédiatement commencé à augmenter, atteignant presque les niveaux de pré-stimulation avant que la lumière ne s’éteigne. Ce résultat indique que la suppression optogénétique de la fréquence cardiaque par photostimulation neuronale ChAT n’a pas été en mesure de supprimer complètement les augmentations de la fréquence cardiaque résultant d’une forte dose d’EN, ce qui a entraîné une réduction de la durée de la suppression de la fréquence cardiaque et une diminution plus faible de la fréquence cardiaque (Figure 7B). Ces résultats sont cohérents avec des travaux antérieurs chez de grands animaux qui ont démontré un blocage progressif des ganglions AV lors de la stimulation simultanée du nerf vagal et des ganglions stellaires12,13.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig4.jpg"> 
Figure 4 : Dispositif expérimental. Schéma du système de perfusion. Les flèches indiquent la direction du perfusat. Le perfusat de superfusion est indiqué par des lignes pointillées et les composants sont soulignés en rouge. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig4large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig5.jpg"> 
Figure 5 : Réponse représentative de la photostimulation cholinergique. (A) Un ECG à 6 dérivations pendant l’activation optogénétique de ChAT-ChR2. Les lignes bleues continues indiquent que la micro-LED est allumée/éteinte. Les cases pointillées rouges indiquent le temps consacré aux extraits (B). (B) Extraits d’une demi-seconde du signal ECG avant (a), pendant (b) et après la photostimulation (c). L’intervalle RR est indiqué pour chaque section. (C) La fréquence cardiaque (en haut) est affichée avec les ondes de pouls d’un générateur de fonctions (en bas). La fréquence cardiaque commence à 450 bpm et descend à 315 bpm après 8 s de photostimulation avant de revenir à 410 bpm 7 s après la fin de la photostimulation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig5large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig6.jpg"> 
Figure 6 : Réponse représentative de la photostimulation catécholaminergique. (A) Un ECG à 6 dérivations pendant l’activation optogénétique TH-ChR2. Les lignes bleues continues indiquent que la micro-LED est allumée/éteinte. Les cases pointillées rouges indiquent le temps consacré aux extraits (B). (B) Extraits d’une demi-seconde du signal ECG avant (a), pendant (b) et après la photostimulation (c). L’intervalle RR est indiqué pour chaque section. (C) La fréquence cardiaque (en haut) est affichée avec les ondes de pouls d’un générateur de fonctions (en bas). La fréquence cardiaque commence à 390 bpm et culmine à 525 bpm après 10 s de photostimulation avant de revenir à 390 bpm 8 s après la fin de la photostimulation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig6large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig7.jpg"> 
Figure 7 : Photostimulation cholinergique avec EN. (A) Réponse de la fréquence cardiaque pendant la photostimulation ChAT-ChR2 avec des doses croissantes d’EN. Une fois que la fréquence cardiaque a atteint une augmentation maximale due à l’EN, la micro-LED a été allumée pendant environ 10 s. La suppression de la fréquence cardiaque était toujours possible à des doses élevées d’EN, mais la durée de la stimulation diminuait à mesure que la dose augmentait. (B) La durée pendant laquelle la fréquence cardiaque est restée supprimée. Les périodes plus proches de 10 s sont généralement restées supprimées pendant toute la durée de la stimulation. (C) La baisse de la fréquence cardiaque pendant la photostimulation était moins sévère à des doses plus élevées d’EN qu’à de faibles doses. De faibles doses ont entraîné une diminution moyenne de la fréquence cardiaque de 40 %, tandis que des doses plus élevées n’ont chuté que de 25 %. Un test t non apparié a été effectué pour évaluer la signification statistique. Présenté sous forme d’erreur-type de la moyenne * p &lt; 0,05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig7large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Activation optogénétique des neurones autonomes cardiaques intrinsèques dans des cœurs de souris perfusés excisés

A balance of cholinergic and catecholaminergic activation is necessary to maintain heart health. Interrogating the interaction between these pathways can ...

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