Name: Un système portable de mesure par électromyographie en temps réel pour les petits animaux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-15T14:20:00.000+00:00
Duration: 5 min
Description: Découvrez un système portable d'électromyographie sans fil pour mesurer l'activité musculaire chez les petits animaux. Cette méthode permet d'étudier la récupération locomotrice chez les rats modèles d'AVC en temps réel.

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Cette recherche a été financée par la Fondation nationale de la recherche de Corée (NRF-2020M3A9E4104385) et le projet de développement de dispositifs nanomédicaux du National Nano Fab Center (numéro de subvention : 1711160154).

L’approbation de toutes les procédures et protocoles éthiques et expérimentaux a été accordée par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux sous le numéro de demande No. CGU1-2021-IA0041. Un rat Sprague-Dawley mâle de 7 semaines a été utilisé dans cette étude. Les détails des réactifs et de l’équipement sont répertoriés dans la table des matériaux.
1. Préparation des animaux
<ol>
	<li>Préparez les rats à l’âge de 7 semaines. Pour plus de sécurité, domestiquez des rats de poids similaires ensemble, avec un maximum de trois rats par cage.</li>
	<li>Assurez-vous que les rats s’adaptent sans stress avant la chirurgie. Fournissez de l’eau et de la nourriture régulièrement et remplacez la litière périodiquement.</li>
	<li>Pendant la période d’adaptation (environ 7 jours), entraînez les animaux à courir sur un tapis roulant à une vitesse de 16 à 25 m / min pendant 5 minutes chaque jour pour les aider à s’acclimater au tapis roulant. 
	REMARQUE : Si un rat s’arrête ou refuse de bouger comme prévu, tapotez doucement ses fesses pour l’encourager.</li>
</ol>
2. Préparation de l’électrode
<ol>
	<li>Préparez cinq fils en acier inoxydable recouverts de polytétrafluoroéthylène, quatre d’entre eux d’une longueur de 140 mm et un d’une longueur de 60 mm.</li>
	<li>Faites trois nœuds simples sur un fil de 140 mm de long, en les plaçant à 40 mm et 100 mm par rapport au nœud (Figure 1A). 
	REMARQUE : Lors de l’insertion du fil-électrode dans le muscle, il peut être difficile d’assurer un contact précis et de maintenir la partie exposée de l’électrode correctement positionnée. Pour résoudre ce problème, un nœud de blocage est créé dans le fil pour empêcher une insertion supplémentaire lorsqu’il est tiré, garantissant que l’électrode reste stable dans le muscle.</li>
	<li>Pour les fils de 140 mm, laissez un espace de 2 mm entre le nœud du côté court, puis dénudez partiellement l’isolant à l’aide d’un fer à souder sur 2 mm. Dénudez complètement l’isolant de l’extrémité du côté long de 2 mm. Pour les électrodes de 60 mm, retirez complètement l’isolation à une extrémité de 2 mm et à l’autre extrémité de 10 mm (Figure 1). 
	REMARQUE : La pointe du fer à souder doit être soigneusement nettoyée pour éviter toute contamination.</li>
	<li>Fixez le fil en le soudant à l’accessoire du connecteur après avoir complètement retiré l’isolant (Figure 2B,C).</li>
	<li>Assemblez la pièce métallique à laquelle le fil est connecté dans le boîtier en plastique (Figure 2D,E).</li>
	<li>Fixez le connecteur à un guide en plastique imprimé en 3D (voir le tableau des matériaux) qui comprend des trous pour le fixer à la peau. Pour éviter que la pièce soudée n’entre en contact avec le site d’incision, appliquez du cyanoacrylate biocompatible (Figure 2F).</li>
	<li>Découpez une plaque de nickel de 0,2 mm d’épaisseur et pliez-la pour l’enrouler autour du connecteur, en le protégeant pour éviter tout dommage potentiel par l’animal.</li>
</ol>
3. Chirurgie
<ol>
	<li>Placez le rat dans une chambre d’induction (fabriquée sur mesure à l’aide d’une résine synthétique transparente) et administrez l’anesthésie à l’aide d’un mélange de 70 % de protoxyde d’azote et de 30 % d’oxygène, avec une concentration d’isoflurane de 2 à 3 %. Préparez les instruments chirurgicaux nécessaires (Figure 3).</li>
	<li>Retirez la fourrure à l’aide d’une tondeuse à cheveux électrique et préparez la peau avec de la chlorhexidine et de l’alcool pour prévenir l’infection pendant l’opération (Figure 4A). </li>
	<li>Faites une incision d’environ 10-15 mm à l’aide de ciseaux chirurgicaux sur la peau où se trouve le muscle cible à mesurer. Étant donné que le fascia se trouve sous la peau et les muscles en dessous, utilisez d’abord des ciseaux pour couper la peau, puis retirez le fascia en l’essuyant doucement avec un chiffon propre.</li>
	<li>Faites une incision de 5 à 10 mm autour de la région lombaire où le connecteur sera fixé.</li>
	<li>Utilisez un trochar stérile pour créer un passage sous la peau pour que le fil passe du connecteur à la position musculaire cible (Figure 4B).</li>
	<li>Passez le trochar de la position musculaire, sous la peau, vers le site d’incision du côté lombaire.</li>
	<li>Préparez l’électrode et le connecteur de l’étape précédente. Pincez les électrodes métalliques au site d’incision du côté lombaire à l’aide de la pince et tirez-les soigneusement jusqu’à l’incision au niveau du muscle cible. Une fois que le fil a été tiré à l’emplacement du muscle cible, reportez-vous à Figure 4C.</li>
	<li>Comme le montre Figure 4D, utilisez une aiguille de suture pour pénétrer le fil de l’électrode dans le muscle cible. 
	REMARQUE : Le muscle cible de cette expérience est le gastrocnémien médial (MG), qui est l’un des muscles clés pour l’analyse des tâches motrices17. Étant donné que la longueur de la MG est d'environ 18 mm chez les rats âgés de 7 semaines, des électrodes doivent être placées autour du centre du muscle, avec un espacement d'environ 5 mm, pour minimiser les lésions musculaires et assurer des mesures EMG précises. Il est recommandé que la longueur du fil pénétrant dans le muscle dépasse 5 mm pour s’assurer que la partie avec l’isolation retirée est bien en contact avec le muscle.</li>
	<li>Guidez le fil qui est passé à travers et sorti du muscle jusqu’à son point d’insertion et fixez-le avec un nœud plat. Coupez le fil restant (Figure 4E).</li>
	<li>Après avoir installé le fil-électrode dans le muscle cible, suturez le site d’incision avec une suture monofilament 4-0.</li>
	<li>Suturez l’incision sous le connecteur. Assurez-vous que tout le fil est inséré dans le corps et solidement suturé (Figure 5A).</li>
	<li>Fixez le connecteur à la peau dorsale de l'animal à l'aide d'un fil de suture, comme indiqué dans Figure 5B. 
	REMARQUE : Assurez-vous que le bouclier est solidement fixé pour empêcher l’animal de mâcher le connecteur. Pour l’analgésie, le carprofène (5 mg/kg) a été administré par voie sous-cutanée.</li>
	<li>Une fois l'opération chirurgicale terminée, arrêtez l'anesthésie et préparez une cage pour la récupération de l'animal.</li>
	<li>Allumez une lampe chauffante pour empêcher la température corporelle de l'animal de chuter et surveillez le site chirurgical pour détecter toute anomalie, telle que des signes d'infection, d'inflammation ou d'enflure. Désinfectez soigneusement le site d’incision et appliquez une pommade si nécessaire. Une fois que le rat s’est remis de l’anesthésie, retirez la lampe chauffante.</li>
	<li>Surveillez le comportement du rat, y compris l'appétit, la consommation d'alcool et la miction. 
	REMARQUE : Après la chirurgie, laissez l’animal se reposer pendant environ 2 jours avant d’effectuer des tests.</li>
</ol>
4. Conception et fabrication de cartes de circuits imprimés (PCB)
<ol>
	<li>Concevez le circuit de mesure et de numérisation EMG de manière à ce qu’il comprenne deux circuits intégrés (CI) d’amplificateur analogique et une unité de microcontrôleur (MCU). Assurez-vous que l’amplificateur dispose d’une bande passante de 5 à 740 Hz et d’un gain de 1300 V/V 
	REMARQUE : Modifiez le gain et la bande passante de l’amplificateur en fonction des exigences spécifiques de l’animal si nécessaire18.</li>
	<li>Incluez un module Bluetooth intégré dans le MCU pour la communication sans fil afin de transmettre les données mesurées à l’appareil hôte. Une antenne à puce fonctionnant à 2,4 GHz a été utilisée pour cette expérience.</li>
	<li>Utilisez une batterie Li-po rechargeable de 3,7 V ainsi qu’un circuit intégré de gestion de l’alimentation dédié pour cette étude.</li>
	<li>Fabriquez un circuit imprimé pour les circuits intégrés ci-dessus sur un substrat FR4. Créez le PCB sous différentes formes pour répondre à des exigences spécifiques. Reportez-vous à la figure supplémentaire 1, à la figure supplémentaire 2 et à la figure supplémentaire 3.</li>
	<li>Remplissez les composants électroniques sur le PCB soit par soudure, soit à l’aide d’un pistolet thermique.</li>
</ol>
5. Configuration du logiciel
<ol>
	<li>microprogramme
	<ol>
		<li>Préparez le micrologiciel (Fichier de codage supplémentaire 1) pour configurer un CAN à 2 canaux avec une résolution de 8 bits et une fréquence d’échantillonnage de 2 kSP. Formatez les données converties numériquement dans un tableau et transmettez-les via Bluetooth Low Energy (BLE) à l’aide de l’outil de développement logiciel désigné.</li>
		<li>Téléchargez le micrologiciel sur le microcontrôleur avant le déploiement.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Programme de surveillance en temps réel
	<ol>
		<li>Préparez un programme pour tracer les données reçues via BLE en temps réel. Pour cette étude, une application de traçage basée sur Python est développée, qui stocke également les données brutes à un emplacement spécifié (Supplementary Coding File 2). 
		REMARQUE : Le système peut subir un retard de mémoire tampon d’échantillonnage d’au plus 50 ms et un délai de communication sans fil d’environ 10 ms19,20.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Test sur tapis roulant
<ol>
	<li>Connectez la batterie au circuit préparé et fixez le circuit imprimé au connecteur, comme indiqué dans Figure 6A.</li>
	<li>Exécutez le programme de surveillance sur le PC et établissez une connectivité sans fil avec le circuit imprimé.</li>
	<li>Placez le rat sur le tapis roulant et surveillez la forme d’onde de l’EMG. Pour cette étude, le tapis de course est réglé à une vitesse de 25 m/min (Figure 6B).</li>
</ol>
7. Analyse des données
<ol>
	<li>Chargez les données EMG stockées dans . CSV.</li>
	<li>Appliquez des méthodes de traitement du signal pour supprimer les bruits indésirables et les signaux parasites. 
	REMARQUE : La détection d’enveloppe et l’analyse spectrale peuvent être effectuées pour analyser la fatigue musculaire et la symétrie de l’activité motrice.</li>
</ol>

Wireless Intramuscular EMG System for Locomotion Studies in Stroke Model Rats

<ol><li>Farina, D., Enoka, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+surface+electromyography%3A+From+muscle+electrophysiology+towards+neural+recording+and+interfacing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Evolution of surface electromyography: From muscle electrophysiology towards neural recording and interfacing.</a> J Electromyogr Kinesiol. 71, 102796(2023).</li>
<li>Kim, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+wearable+ECG+monitoring+system+using+microneedle+electrodes+for+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Sens+J%22%5BJournal%5D)">A wearable ECG monitoring system using microneedle electrodes for small animals.</a> IEEE Sens J. 23 (18), 21873-21881 (2023).</li>
<li>Kristl, A. C., Akay, T., Miri, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+forelimb+muscle+activity+in+head-fixed+mice+with+chronically+implanted+EMG+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Recording forelimb muscle activity in head-fixed mice with chronically implanted EMG electrodes.</a> J Vis Exp. 205, e66584(2024).</li>
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<li>Teruya, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+muscle+alterations+in+a+Parkinson%27s+disease+animal+model+using+electromyographic+biomarkers%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Biol+Eng+Comput%22%5BJournal%5D)">Quantifying muscle alterations in a Parkinson's disease animal model using electromyographic biomarkers.</a> Med Biol Eng Comput. 59 (9), 1735-1749 (2021).</li>
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<li>Westerga, J., Gramsbergen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+the+electromyogram+of+two+major+hindlimb+muscles+during+locomotor+development+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Changes in the electromyogram of two major hindlimb muscles during locomotor development in the rat.</a> Exp Brain Res. 92 (3), 479-488 (1993).</li>
<li>Tosi, J., Taffoni, F., Santacatterina, M., Sannino, R., Formica, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+evaluation+of+Bluetooth+low+energy%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Performance evaluation of Bluetooth low energy: A systematic review.</a> Sensors. 17 (12), 28988(2017).</li>
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</ol>

Tous les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.

Ce travail présente un système d’acquisition par électromyographie (EMG) qui est petit, facile à mettre en œuvre, peu coûteux et sans fil. Le système empêche efficacement la dégradation du signal causée par les câbles, car il ne repose sur aucun équipement de mesure externe câblé. En montant le connecteur à l’arrière plutôt que sur la tête, le processus chirurgical devient nettement plus facile, réduisant ainsi le risque de complications. Cette configuration minimise également les risques que la plate-forme se heurte aux parois latérales, ce qui peut entraîner des artefacts de signal. De plus, il soulage la fatigue du cou, car le poids concentré n’est pas placé sur la tête.
Le protocole comprend plusieurs étapes critiques, notamment la préparation précise des électrodes intramusculaires et le placement minutieux des connecteurs. Il est essentiel de s’assurer que l’isolant est dénudé avec précision et que les nœuds sont correctement faits pour éviter une insertion excessive lors du placement de l’électrode1. De plus, la surveillance du site opératoire post-opératoire est cruciale pour identifier précocement les complications potentielles, garantissant ainsi le bien-être des animaux concernés.
Bien que la technique proposée soit robuste, certaines modifications peuvent en accroître l’efficacité. Par exemple, ajuster la longueur des électrodes en fonction de la taille spécifique du muscle peut améliorer la qualité du contact. De plus, en cas de perte de signal ou de bruit pendant les mesures, le dépannage peut impliquer de vérifier les connexions et de s’assurer que l’appareil est correctement protégé contre les interférences électromagnétiques6. Fournir une formation adéquate à l’équipe chirurgicale peut également atténuer les erreurs de procédure, améliorant ainsi les taux de réussite globaux.
Malgré ses avantages, l’appareil pèse environ 3 g, ce qui n’est pas problématique pour les rats mais peut causer de l’inconfort chez les souris plus petites ou plus jeunes. Cet inconfort pourrait potentiellement affecter leurs habitudes de marche, impactant ainsi l’analyse comportementale via EMGore ; L’appareil ou le connecteur ne peut pas être protégé si le rat est laissé sans surveillance dans la cage, ce qui présente un risque de dommages13. Un boîtier métallique a été mis en place pour la protection lorsque l’appareil n’est pas utilisé, mais d’autres développements pourraient améliorer cet aspect.
L’importance de ce système réside dans sa capacité à fournir des enregistrements EMG continus et de haute qualité sans les contraintes imposées par les appareils connectés. Les méthodes traditionnelles, y compris les câbles d’attache et les grands dispositifs implantables, limitent souvent les mouvements des animaux et peuvent induire un stress, faussant ainsi les résultats5. La technique offre une approche plus humaine tout en maintenant une grande fidélité dans la collecte des données, ce qui est essentiel pour comprendre la fonction motrice et la récupération dans divers contextes expérimentaux3.
Dans les travaux futurs, il existe de nombreuses applications pour cette technique. Alors que l’étude actuelle s’est concentrée sur le muscle gastrocnémien médial (MG) pour évaluer la symétrie musculaire pendant la marche, la méthodologie peut être adaptée à d’autres muscles et même étendue aux mesures par électrocardiographie (ECG). L’augmentation du nombre d’électrodes permettrait de collecter simultanément des signaux à partir de plusieurs sites11, ce qui faciliterait des analyses complètes de la coordination et de la fonction musculaires. Ces progrès pourraient mener à des connaissances sur les stratégies de réadaptation pour le rétablissement de l’AVC et d’autres affections neuromusculaires.
En conclusion, le système d’acquisition EMG proposé représente une avancée significative dans le domaine des études de la locomotion animale. En s’attaquant aux limites des méthodes existantes et en fournissant une plate-forme polyvalente pour les recherches futures, ce système est prometteur pour améliorer notre compréhension de la fonction motrice et de la récupération dans divers contextes expérimentaux.

L’électromyographie consiste à enregistrer les potentiels électriques générés par les fibres musculaires pendant la contraction. Ces propriétés sont déterminées par des signaux d’activation neuronale envoyés par les motoneurones aux muscles individuels. L’EMG est largement utilisé dans les études de réadaptation, motrices, cérébrales et nerveuses, et les méthodes de mesure peuvent être classées en EMG de surface (sEMG) et EMG intramusculaire (iEMG)1. Les électrodes de surface offrent plusieurs avantages, en particulier dans les applications portables, car elles sont non invasives et nécessitent un processus de préparation simple2. Dans le sEMG implanté, le processus chirurgical est plus simple par rapport à l’iEMG, où l’électrode n’a pas besoin de pénétrer dans le muscle. Malgré ces avantages, le sEMG est sujet à la contamination du signal, comme les perturbations à l’interface muscle-électrode, les artefacts de mouvement, la qualité du contact de l’électrode et la diaphonie du signal des muscles adjacents1. Ces défis sont particulièrement problématiques lorsque les électrodes sont placées à proximité, comme c’est souvent le cas dans les études impliquant de petits animaux. D’autre part, l’iEMG nécessite une intervention chirurgicale supplémentaire pour la pénétration des électrodes. Malgré les étapes procédurales supplémentaires, cette méthode permet d’obtenir des enregistrements EMG spécifiques aux muscles avec une plus grande précision et moins de diaphonie, car les électrodes sont intégrées en permanence dans le tissu musculaire3. Dans les études motrices chez les petits animaux, l’iEMG est préféré car des informations EMG spécifiques aux muscles avec une installation fiable des électrodes sont essentielles4.
Plusieurs approches ont été rapportées pour l’acquisition d’enregistrements EMG à partir d’électrodes chez de petits animaux. Les câbles d’attache sont couramment utilisés pour connecter des électrodes à des équipements de mesure externes5,6,7,8,9,10,11, des dispositifs peuvent être implantés à l’intérieur du corps12, ou une plate-forme portable sans fil peut être placée sur l’animal13. Les câbles d’attache sont la méthode la plus largement signalée en raison de la disponibilité d’équipements commerciaux compatibles à cet effet ; Cependant, les fils d’attache causent de l’inconfort aux animaux, et leur mouvement est souvent limité par les câbles, ce qui peut avoir un impact sur l’étude. Les dispositifs implantables offrent des solutions sans fil, mais la durée de vie limitée de leur batterie peut limiter la durée des expériences. De plus, la taille et le poids des appareils installés en permanence peuvent causer du stress et de l’inconfort aux animaux, ce qui pourrait affecter l’étude. Des techniques de transfert d’énergie sans fil ont été proposées pour résoudre les problèmes des dispositifs implantables, mais le maintien d’une liaison énergétique fiable avec un petit appareil est généralement très difficile14. De plus, l’exposition à des champs électromagnétiques élevés peut entraîner des conséquences imprévues, telles qu’une réduction de la fonction immunitaire et des modifications neurodégénératives potentielles dans le cerveau15,16.
Le système d’acquisition peut également être mis en œuvre en tant que plate-forme portable sans fil qui gère le traitement du signal et transmet sans fil les enregistrements EMG à une station de base. Bien qu’il s’agisse de la méthode privilégiée, elle présente un défi technique pour les utilisateurs, et les détails expérimentaux ne sont souvent pas entièrement abordés dans la littérature.
Dans ce travail, nous présentons une méthode d’acquisition EMG simple, peu coûteuse et fiable pour les études de locomotion chez les petits animaux. Une paire d'électrodes iEMG est implantée dans les muscles des membres postérieurs d'un rat, tandis que le reste du système d'acquisition du signal, y compris l'amplification, un convertisseur analogique-numérique et la télémétrie sans fil, est monté sur le dos de l'animal. Les données EMG sont transmises à un ordinateur personnel pour une surveillance en temps réel, avec des données enregistrées localement. Une expérience de locomotion sur tapis roulant est menée pour démontrer le système dans une étude de récupération après un AVC.

<table><tbody><tr><td>Plaque de nickel de 0,2 mm d’épaisseur</td><td>N’importe quel vendeur</td><td></td><td></td>disponible</tr><tr><td>Filament d’impression 3D</td><td>cubicon</td><td>A-100</td><td></td></tr><tr><td>7 semaines RAT</td><td>JABIO</td><td>SD (DBL) [7W M]</td><td></td></tr><tr><td>Adhésif</td><td>Okong</td><td>1028453</td><td>pour sécuriser le bouclier</td></tr><tr><td>ANT1</td><td>Johanson Technology Inc.</td><td>2450AT07A0100001T</td><td></td></tr><tr><td>C1, C15, C16, C20</td><td>Vishay</td><td>1n</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>C10, C13</td><td>Vishay</td><td>100p</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>C11, C12</td><td>Vishay</td><td>4p</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>C14, C19</td><td>Vishay</td><td>0.39n</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>C2, C17</td><td>Vishay</td><td>22n</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>C3, C5, C6</td><td>Vishay</td><td>0.1u</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>C4, C18</td><td>Vishay</td><td>2.2u</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>C7</td><td>Vishay</td><td>4.7u</td><td>0402(1005)métrique</td></tr><tr><td>C8, C21</td><td>Vishay</td><td>1u</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>C9</td><td>Vishay</td><td>1p</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>Cage</td><td>JEUNG DO B& P</td><td>JD-C-02</td><td></td></tr><tr><td>Chiffon propre</td><td>kimberly</td><td>41112</td><td></td></tr><tr><td>Accessoire de connecteur</td><td>Harwin</td><td>M20-1060400</td><td>Boîtier en plastique</td></tr><tr><td>Accessoire de connecteur</td><td>Harwin</td><td>M20-1180042</td><td>Partie métallique</td></tr><tr><td>Tondeuse à cheveux électrique</td><td>Buzz</td><td>RFC-928</td><td></td></tr><tr><td>Pistolet thermique</td><td>QUICK</td><td>861DW</td><td></td></tr><tr><td>IC1, IC3</td><td>Analog Device</td><td>AD8232</td><td>Pour la mesure EMG AFE</td></tr><tr><td>IC2</td><td>Nordic semiconductor</td><td>nRF52832-CIAA</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Hana Pharm</td><td>657801261</td><td></td></tr><tr><td>L1</td><td>Vishay</td><td>3.3n</td><td>0201(0603)batterie</td></tr><tr><td>Li-po</td> métrique <td>TheHan</td><td>TW402025</td><td>13 mm *10 mm * 4 mm, 30mAh</td></tr><tr><td>Embase à broches</td><td>Harwin</td><td>M22-2530505</td><td></td></tr><tr><td>R1, R2, R9, R10, R13, R14, R21, R22</td><td>Vishay</td><td>10M</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>R11, R23</td><td>Vishay</td><td>100k</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>R12, R24</td><td>Vishay</td><td>1M</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>R3, R4, R5, R7, R15, R16, R17, R19</td><td>Vishay</td><td>180k</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>R6, R18</td><td>Vishay</td><td>160k</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>R8, R20</td><td>Vishay</td><td>768k</td><td>0201(0603)métrique</td></tr><tr><td>Fil à souder</td><td>Alpha métal</td><td>SACX0307</td><td></td></tr><tr><td>Fer à souder</td><td>Hakko</td><td>FX-951</td><td></td></tr><tr><td>Fils d’acier inoxydable recouverts de téflon</td><td>A-M Systems</td><td>793200</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille de suture&nbsp ;</td><td>AILEE</td><td>301289</td><td></td></tr><tr><td>Fil de suture</td><td>Ethicon</td><td>604G</td><td></td></tr><tr><td>Tapis de course</td><td>Daejong Bio</td><td>DJ2-243</td><td></td></tr><tr><td>U1</td><td>Torex Semiconductor</td><td>XC6204B332DR-G</td><td></td></tr><tr><td>Y1</td><td>Murata Electronics</td><td>XRCTD32M000N1P1AR0</td><td></td></tr></tbody></table>

un système portable de mesure par électromyographie en temps réel pour les petits animaux

A Real-Time Wearable Electromyography Measurement System for Small Animals

La méthode de mesure par électromyographie intramusculaire (EMG) pour les animaux de laboratoire a été mise en œuvre de différentes manières. Parmi ces méthodes, l’attache de câbles à des appareils de mesure externes peut restreindre les mouvements des animaux de laboratoire, tandis que les dispositifs implantables peuvent provoquer des effets secondaires indésirables en raison de la présence constante d’un dispositif de taille et de poids considérables. Pour résoudre ces problèmes, nous proposons un système de mesure EMG détachable et peu coûteux, sans fil et une procédure expérimentale. Cet article se concentre sur l’installation chirurgicale de fils-électrodes intramusculaires avec de petits connecteurs et le développement du système sans fil. Notamment, dans ce système, seuls les fils-électrodes sont insérés dans le corps de l’animal. À l’aide de ce système, les mesures EMG peuvent être facilement effectuées en fixant le système de circuit à un connecteur installé sur le dos de l’animal, avec une surveillance en temps réel réalisable sur un ordinateur portable. La méthode proposée est expliquée de manière détaillée, étape par étape, suivie d’une démonstration impliquant l’insertion d’électrodes intramusculaires dans les membres postérieurs d’un rat. Une expérience sur tapis roulant est menée pour une étude de locomotion, et les signaux électrophysiologiques qui en résultent sont ensuite obtenus et analysés.

Dans cette étude, une méthode sans fil simple pour l'acquisition d'EMG est présentée. Bien qu'une intervention chirurgicale soit nécessaire, seule la zone spécifique destinée à l'insertion de l'électrode et à la fixation du connecteur est partiellement incisée, réduisant ainsi significativement la contrainte pour l'animal. Dans cette démonstration, les électrodes ont été insérées dans les membres inférieurs, mais des études électrophysiologiques similaires peuvent être réalisées dans diverses autres régions en utilisant la même méthode. Cette approche présente l'avantage de permettre une mesure continue des signaux électrophysiologiques sans nécessiter de câbles d'attache ni imposer de restrictions comportementales. Le circuit imprimé (PCB) a un diamètre de 9 mm, une hauteur de 3 mm et pèse au total 3 g. Le remplacement de la batterie est simple, et le système proposé permet une surveillance continue du comportement moteur. Une photographie montrant le montage du connecteur et du dispositif, ainsi que l'onde d'EMG, est présentée dans la Figure 7.
Dans cette étude, un tapis roulant a été utilisé pour analyser les schémas de déplacement des rats. Le tapis roulant est un outil efficace pour l'analyse du mouvement animal17, permettant d'évaluer les troubles musculaires ou neurologiques. Bien qu'il puisse également être utilisé pour étudier le mouvement libre chez les rats, cette expérience vise spécifiquement à analyser les anomalies de mouvement provoquées par diverses conditions. Pour y parvenir, un mouvement continu et répétitif est nécessaire, ce qui rend le tapis roulant particulièrement adapté à nos objectifs.
Différentes méthodes peuvent être utilisées pour analyser la locomotion animale à l'aide de l'EMG. Parmi ces méthodes, l'indice de symétrie a été utilisé dans l'analyse comportementale21,22. L'indice de symétrie mesure l'équilibre d'activité entre deux muscles situés de part et d'autre du corps, et nous l'avons utilisé pour évaluer la récupération après un accident vasculaire cérébral.
<img alt="Schéma du montage d'enregistrement nerveux avec insertion musculaire et isolation, montrant les nœuds de fil et les états de retrait." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 1"> 
Figure 1 : Procédé de préparation de l'électrode filaire. (A) Illustration de la structure du fil et de la position du retrait de l'isolation. Trois nœuds doivent être faits lors de l'insertion des fils dans les muscles afin d'éviter une insertion excessive. (B) L'isolation est entièrement retirée au niveau de l'extrémité du fil. (C) L'isolation est partiellement retirée pour faciliter le contact avec le muscle. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Schéma du processus d'assemblage des câbles ; les étapes comprennent l'insertion, la fixation et le soudage des fils." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 2"> 
Figure 2 : Processus d'assemblage de l'électrode filaire et du connecteur. (A) Préparation des matériaux pour l'assemblage. (B) Insertion du fil dans la pièce métallique. (C) Soudage du fil aux composants métalliques. (D) Tirage du fil à travers l'ouverture du boîtier en plastique. (E) Insertion du fil et des composants métalliques dans le boîtier en plastique. (F) Achèvement de l'assemblage pour tous les fils et utilisation d'un adhésif cyanoacrylate pour fixer le boîtier en plastique au guide de suture (pièce grise). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Ensemble d'instruments chirurgicaux disposés sur un champ stérile pour une intervention médicale, comprenant des ciseaux, des pinces, un porte-aiguille." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 3"> 
Figure 3 : Instruments chirurgicaux nécessaires pour l'intervention. Un ensemble d'instruments chirurgicaux requis pour l'intervention, incluant (1) une aiguille à suture, (2) des pinces, (3) des pinces, (4) des ciseaux chirurgicaux, (5) des ciseaux fins, (6-7) des hémostats, (8) un porte-aiguille et (9) une électrode préparée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Schéma d'implantation d'électrode musculaire chez le rongeur ; incision chirurgicale, câblage, dispositif d'enregistrement." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig4v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 4"> 
Figure 4 : Procédure de fixation des fils d'électrode. (A) Positions des incisions sur le dos et la jambe. (B) Passage du porte-aiguille à travers l'incision pour saisir le fil. (C) Extraction du fil par l'incision. (D) Technique de suture au niveau du muscle cible, positionnement des électrodes autour de la partie la plus épaisse du muscle avec un espacement de 5 mm. (E) État final après achèvement de l'intervention. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig4v2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Schéma d'attachement du dispositif médical, connecteur de blindage métallique, processus de suture, application d'adhésif." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig5.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 5"> 
Figure 5&nbsp;: Placement du connecteur. (A) Suture sous le connecteur. (B) Fixation du connecteur à l’aide de fil de suture. (C) Application d’adhésif sur le dessus du connecteur et mise en place d’un blindage métallique pour protection. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig5large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Dispositif EMG portable sur un porc, schéma des électrodes et tracé du signal en temps réel lors d'une expérience sur tapis roulant." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig6.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 6"> 
Figure 6 : Démonstration de l'acquisition d'EMG. (A) Photographie du système d'acquisition d'EMG monté sur un rat. (B) Réalisation d'un test sur tapis roulant à une vitesse de 25 m/min. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig6large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Graphique d'analyse du signal d'électromyographie (EMG), données filtrées et enveloppées des muscles de la jambe en fonction du temps." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig7.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 7"> 
Figure 7 : Signal EMG mesuré et forme d'onde EMG enveloppée. (A) Forme d'onde brute du signal EMG mesuré. (B) Signal EMG filtré utilisé pour obtenir l'enveloppe. (C) Forme d'onde enveloppée avec une ligne seuil pour l'analyse de l'indice de symétrie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig7large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>
Figure supplémentaire 1 : Schéma de la disposition du circuit imprimé. Représentation schématique de la disposition du circuit imprimé (PCB), illustrant l'agencement des composants et des connexions. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Supplementary_Figure_1.png" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.</a>
Figure supplémentaire 2 : Conception du circuit imprimé de la couche arrière. Conception de la couche arrière du circuit imprimé (PCB), détaillant le positionnement des composants et le routage de la circuiterie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Supplementary_Figure_2.png" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.</a>
Figure supplémentaire 3 : Conception du circuit imprimé de la couche supérieure. Conception de la couche supérieure du circuit imprimé (PCB), montrant l'agencement des composants et des connexions électriques. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Supplementary_Figure_3.png" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.</a>
Fichier de code supplémentaire 1 : Préparation du micrologiciel pour la configuration du convertisseur analogique-numérique. Instructions pour préparer le micrologiciel afin de configurer un convertisseur analogique-numérique (CAN) à 2 canaux avec une résolution de 8 bits et une fréquence d'échantillonnage de 2 échantillons par seconde (kSPs). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/main.c.txt" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Fichier de code supplémentaire 2 : Application de traçage basée sur Python. Description de l'application de traçage basée sur Python utilisée dans cette étude pour la visualisation et l'analyse des données. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Python-display.py" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Un protocole est présenté pour l’installation et la préparation d’électrodes intramusculaires, ainsi qu’un appareil de mesure miniaturisé montable sur un animal pour l’analyse électromyographique (EMG) dans les études de locomotion. Ce système permet la transmission sans fil de données EMG en temps réel pour étudier la récupération de la locomotion chez des rats modèles d’AVC.

Un système portable de mesure par électromyographie en temps réel pour les petits animaux

The intramuscular electromyography (EMG) measurement method for experimental animals has been implemented in various ways. Among these methods, tethering ...

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JoVE Journal

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Ingénierie

Télémétrique ECG a émergé comme un outil essentiel dans l'évaluation de modèles animaux pour des arythmies cardiaques et de mort cardiaque subite. Ici, nous présentons un guide pas à pas pour les enregistrements ECG télémétrique pour une application à long terme surveillance ECG ambulatoire chez la souris.

Ambulatoires enregistrement de l&#39;ECG chez des souris

Une procédure est décrite pour la manipulation de l'activité du cortex cérébral neurones pyramidaux optogenetically tandis que l'électroencéphalogramme, électromyogramme, et la concentration de lactate cérébral sont surveillés. Enregistrements expérimentaux sont effectués sur les câbles attachés-souris tandis qu'ils subissent spontanément veille / sommeil cycles. Optogenetic matériel est assemblé dans notre laboratoire, le matériel d'enregistrement est disponible dans le commerce.

Électroencéphalographie simultanée, en temps réel Mesure de la concentration de lactate et manipulation optogenetic de l&#39;activité neuronale dans le cortex cérébral des rongeurs

La vidéo montre la surveillance continue à long terme de l’électroencéphalographie (EEG) chez les petits rongeurs à l’aide d’un système d’émetteur sans fil. L'émetteur contient deux électrodes d'enregistrement et une électrode de référence s'étendant jusqu'à la surface du cerveau. En plaçant le chiot dans une chambre d'enregistrement, l'EEG peut être surveillé en permanence tout au long du développement du chiot jusqu'à l'âge adulte.

Surveillance à long terme par électroencéphalographie continue chez un bébé rongeur

Source : Jensen, V. N., et al. Mesure répétée de l’activité des muscles respiratoires et de la ventilation dans des modèles murins de maladies neuromusculaires. J. Vis. Exp. (2017). Cette vidéo montre la méthode d’enregistrement simultané de signaux de pléthysmographie et d’électromyographie dans un modèle de souris SLA en mouvement libre. La procédure consiste à utiliser des électrodes implantées et un émetteur pour capturer l’activité musculaire, ainsi qu’une chambre de pléthysmographie pour...

Enregistrement simultané de pléthysmographie et d’électromyographie dans un modèle de souris SLA

Ici, nous démontrons l’utilisation d’une technologie sans fil pour l’électroencéphalogramme (EEG) dans des modèles de rongeurs néonatals de maladies humaines. Avec la télémétrie, il n’y a pas de connexions encombrantes, ce qui permet des comportements naturels.

Suivi à long terme de l&#39;EEG continu dans les modèles petit rongeur de la maladie humaine à l&#39;aide du système de communication sans fil Epoch

Cet article présente un procédé pour des mesures répétées de la ventilation et de l'activité des muscles respiratoires dans un comportement librement modèle de souris de la sclérose latérale (ALS) amyotrophique tout au long de la progression de la maladie avec la pléthysmographie du corps entier et électromyographie via un dispositif de télémétrie implanté.

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Présenté ici est un protocole pour la fabrication d’un système implantable pour l’enregistrement chronologique in vivo des potentiels électromyographiques évoqués et spontanés. Le système est appliqué à l’étude de la rénnervation des muscles laryngiens suite à des lésions nerveuses.

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Ce protocole décrit la fabrication à la main et l’implantation chirurgicale d’électrodes électromyographiques (EMG) dans les muscles des membres antérieurs de souris pour enregistrer l’activité musculaire pendant les expériences de comportement fixe de la tête.

Enregistrement de l’activité musculaire des membres antérieurs chez des souris fixées à la tête avec des électrodes EMG implantées de manière chronique

Notre objectif était de fournir un guide mis à jour et facile à suivre sur la fabrication et les tests d’électrodes d’électromyographie épimysiale. À cette fin, nous fournissons des instructions pour l’approvisionnement en matériaux et une présentation détaillée du processus de fabrication et de test.

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Découvrez un système portable d'électromyographie sans fil pour mesurer l'activité musculaire chez les petits animaux. Cette méthode permet d'étudier la récupération locomotrice chez les rats modèles d'AVC en temps réel.

Un système portable de mesure par électromyographie en temps réel pour les petits animaux

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