Name: Une technique efficace pour l’échantillonnage du lait sur des souris de laboratoire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-03-28T13:45:00.000+00:00
Duration: 4 min 56 s
Description: Découvrez une méthode optimisée de prélèvement de lait chez la souris pour la recherche sur la lactation. Ce protocole permet à une seule personne de collecter 0,1 à 0,5 mL en moins de 10 minutes avec succès.

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Tous les soins aux animaux et les procédures expérimentales ont suivi les directives fédérales et ont reçu l’approbation du comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université Rutgers. Les souris femelles (C57BL/6 de fond) ont été accouplées à l’âge de 8 semaines. Ils ont été nourris ad libitum avec un chow de reproduction standard et maintenus sous un cycle régulier de 12:12 h lumière/obscurité. Le jour de la livraison a été compté comme le jour 1 après l’accouchement (PD1). Pour les PD2 (lactation précoce) et PD10 (pic de lactation), l’échantillon de lait a été effectué comme décrit ci-dessous.
1. Assemblage d’un appareil de traite 
<ol>
	<li>Fixez une extrémité du tube en polychlorure de vinyle (PVC) de 5/32'' de diamètre intérieur (ID) à la pompe à vide et utilisez du ruban adhésif pour fixer l’accessoire (étiqueté a dans la Figure 1A). REMARQUE : La pompe à vide peut être remplacée par n’importe quelle pompe appropriée ou par un aspirateur central (parfois appelé « aspirateur domestique ») disponible en laboratoire.</li>
	<li>Fixez l’autre extrémité du tube en PVC 5/32'' ID au tube en PVC 1/8'' ID via un connecteur droit barbelé.</li>
	<li>Fixez l’autre extrémité du tube en PVC 1/8'' ID à une aiguille hypodermique 18G via un connecteur (étiqueté b sur la Figure 1A).</li>
	<li>Coupez l’extrémité d’une pointe de pipette P200 ~0,2 cm pour créer une ouverture plus grande. Insérez la pointe de la pipette P200 dans l’ouverture du bouchon de septum de sorte que la pointe pointe vers le haut (Figure 1B). REMARQUE : Changez les pointes de pipette entre les animaux.</li>
	<li>Fixez le bouchon de septum à un tube collecteur stérile. Faites une perforation à travers le bouchon du septum avec l’aiguille hypodermique 18 G.</li>
	<li>Vérifiez la pression d’aspiration en allumant la pompe à vide et en plaçant un doigt (recouvert d’un gant de laboratoire) contre l’ouverture de la pointe de la pipette. REMARQUE : Vous devriez ressentir une légère aspiration s’il est correctement assemblé. Le tube collecteur, l’aiguille hypodermique de 18 G et les pointes de pipette P200 doivent être stériles.</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67669/67669fig1.jpg"> 
Figure 1 : L’appareil de traite. (A) Dispositif de traite avec une pompe à vide fixée à une aiguille hypodermique de 18 G via un tube en PVC. L’aiguille passe à travers un bouchon de septum qui est attaché à un tube collecteur de microcentrifugeuse. Une pointe de pipette P-200 inversée, qui est utilisée pour aspirer le lait d’une tétine, est insérée à travers une ouverture du bouchon de septum. (B) Schéma en coupe transversale de l’appareil de traite. (C) Une mère traite selon la méthode décrite. (D) Une aliquote représentative (0,3 mL) de lait prélevée sur une mère au plus fort de la lactation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67669/67669fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
2. Séparation de la mère des petits
<ol>
	<li>Le jour de la traite, séparez la mère de ses petits pour permettre l’accumulation de lait dans les glandes.</li>
	<li>Gardez les chiots au chaud dans un nid.</li>
	<li>Prévoyez 2 h de séparation si le lait est recueilli au début de la lactation (p. ex., PD2 dans cette étude).</li>
	<li>Prévoyez 30 à 45 minutes de séparation si le lait est recueilli pendant le pic de lactation (p. ex., PD10 dans cette étude).</li>
</ol>
3. Anesthésie du barrage
<ol>
	<li>Lorsque la mère est prête à être traite, administrer une injection de solution de kétamine/xylazine (intrapéritonéale, i.p.) dans un côté de la cavité péritonéale entre la 4e et la 5e paire de trayons. REMARQUE : La quantité de solution anesthésique à administrer est calculée en fonction du poids de la digue (80 à 100 mg / kg de kétamine, 5 à 12 mg / kg de xylazine, selon le protocole IACUC de l’Université Rutgers). Cette dose encadre une souris pendant 45 à 60 minutes, ce qui laisse amplement de temps pour la collecte du lait.</li>
	<li>Confirmez l’anesthésie en serrant fermement un pied, mais sans le blesser, pour tester la perception de la sensation et de la douleur de l’animal. Une anesthésie adéquate n’est indiquée par aucun mouvement d’aucune sorte.</li>
	<li>Appliquez une pommade ophtalmique vétérinaire sur les yeux de la digue pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.</li>
</ol>
4. Collecte du lait
<ol>
	<li>Placez la digue anesthésiée sur son dos sur une surface de travail solide. Essuyez doucement sa zone mammaire avec une lingette imbibée d’alcool stérile pour nettoyer la zone avant la traite.</li>
	<li>Administrez 1 à 2 unités d’ocytocine (i.p.) entre la 4e et la 5e paire de trayons du côté de la cavité péritonéale qui n’a reçu aucune injection. REMARQUE : L’ocytocine est une petite molécule qui peut être absorbée rapidement et a une courte demi-vie 14,15. La traite doit commencer dans la minute qui suit l’injection.</li>
	<li>Tenez la digue en ébouriffant doucement la zone de son cou avec la main non dominante.</li>
	<li>Exprimez manuellement le lait d’un trayon en pressant le tissu mammaire de la base à la pointe du trayon jusqu’à ce qu’un cordon de lait soit visible.</li>
	<li>Allumez l’appareil à vide en allumant le bouton d’alimentation.</li>
	<li>Commencez la traite en appliquant délicatement l’embout de pipette P200 inversé sur une tétine. Utilisez un léger mouvement de traction pour aider à extraire le lait (Figure 1C).</li>
	<li>Répétez les étapes 4.4 à 4.6 sur tous les trayons jusqu’à ce qu’un volume suffisant de lait soit recueilli. REMARQUE : Pendant la traite, le lait peut être accidentellement aspiré dans l’aiguille hypodermique de 18 G ou le tube en PVC de la conduite de vide. Il est facile d’y remédier en changeant l’aiguille ou le tube en PVC avant de traire l’animal suivant.</li>
</ol>
5. Récupération de la digue après la collecte du lait
<ol>
	<li>Remettez la mère anesthésiée dans la cage avec ses petits et gardez-la au chaud. Surveillez l’animal jusqu’à ce qu’il reprenne conscience. REMARQUE : La mère peut refuser de téter à nouveau si elle est autorisée à se réveiller seule dans une cage séparée avant de retourner à ses petits. Ceci est plus fréquent lorsque la collecte du lait a lieu au début de la lactation (PD2).</li>
	<li>Laissez les mères s’éloigner de ses petits pour qu’elle se rétablisse complètement lorsqu’elle commence à se réveiller ; Il s’agit d’un comportement normal. REMARQUE : Nous observons les mères retourner périodiquement à leurs petits et recommencer à allaiter complètement après quelques heures.</li>
</ol>
6. Analyse du lait
<ol>
	<li>Utilisez une trousse d’analyse du lactose commerciale (voir la table des matières) pour mesurer le lactose du lait. Diluez le lait 75 fois avec de l’eau stérile et effectuez le dosage selon le protocole du kit.</li>
	<li>Mesurer la matière grasse du lait à l’aide de la méthode du crématocrite démontrée dans d’autres publications16,17.</li>
	<li>Estimez la teneur en protéines du lait en effectuant le dosage des protéines de Bradford18 avec de l’albumine sérique bovine comme norme19. Avant d’effectuer le dosage, centrifugez le lait à 4 000 × g pendant 15 min à 4 °C. Extraire l’infranatant par pipetage et le diluer à 1:10 avec de l’eau stérile avant le dosage.</li>
	<li>Effectuer l’électrophorèse sur gel de polyacrylamide (PAGE) ; séparer 10 μg de protéines sur un gel de Bis-Tris préfabriqué à 4 % à 12 % selon les instructions du fabricant. Transférez les protéines sur des membranes en polyfluorure de vinylidène (PVDF) et colorez-les avec Coomassie Blue R-250.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Méthode optimisée pour la collecte du lait par une seule personne dans les études de lactation de souris

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</ol>

<table><tbody><tr><td>Flacons cryogéniques de 1 mL</td><td>Corning</td><td>430658</td><td>Préféré pour la collecte précoce du lait</td></tr><tr><td>Seringue de 1 mL</td><td>Exel</td><td>26048</td><td></td></tr><tr><td>Tube de collecte par microcentrifugeuse de 2 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-681-344</td><td>Préféré pour la collecte de lait de pointe et tardive</td></tr><tr><td>Aiguille hypodermique de 18 g</td><td>BD PrecisionGlide</td><td>305195</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille hypodermique de 27 g</td><td>BD PrecisionGlide</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>Lingette de préparation à l’alcool</td><td>Honeywell</td><td>154818</td><td></td></tr><tr><td>Bio-Rad Protein Assay Concentré de réactifs de colorant</td><td>Bio-Rad</td><td>5000006</td><td></td></tr><tr><td>Sérum bovin Albumine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2153</td><td></td></tr><tr><td>Immobilon -P Membrane PVDF</td><td>Immobilon</td><td>IPVH00010</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Dechra</td><td>1000001250</td><td>Acheté via Veternarian Office&nbsp ;</td></tr><tr><td>Ruban d’étiquetage de laboratoire</td><td>VWR International</td><td>89097</td><td></td></tr><tr><td>Kit de dosage du lactose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MAK487</td><td></td></tr><tr><td>Mini raccords en polypropylène barbelé</td><td>Cole-Parmer Instrument Company</td><td>6365-90</td><td></td></tr><tr><td>Régime de souris</td><td>Lab Diet</td><td>5015</td><td></td></tr><tr><td>NuPAGE Bis-Tris Mini Gel de protéines, 4&ndash ; 12 %</td><td>Invitrogen</td><td>NP0335BOX</td><td></td></tr><tr><td>Optixcare Eye Lube</td><td>Aventix</td><td>N/A</td><td>Acheté via Veternarian Office&nbsp ;</td></tr><tr><td>Oxytocin</td><td>Bimeda</td><td>1OXY015</td><td>Acheté via Veternarian Office&nbsp ;</td></tr><tr><td>Pointes de pipette P200</td><td>Gilson</td><td>F1733001</td><td></td></tr><tr><td>tube en PVC : 1/8'' ID</td><td>VWR International</td><td>MFLX07407-75&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Tube en PVC : 5/32'' ID</td><td>VWR International</td><td>MFLX07407-77</td><td></td></tr><tr><td>Bouchon de septum</td><td>Chemglass Life Sciences</td><td>CG-3022-91</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à vide</td><td>Drummond Scientific Co.</td><td>P-103635</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Akorn Santé animale</td><td>NDC 59399-110-20</td><td>Acheté via Veternarian Office&nbsp ;</td></tr></tbody></table>

une technique efficace pour l’échantillonnage du lait sur des souris de laboratoire

An Efficient Single-Person Technique for Milk Sampling from Laboratory Mice

En utilisant cette technique, nous avons réussi à échantillonner suffisamment de lait à différents moments au cours d’une lactation de 21 jours. Nous considérons que le jour de l’accouchement est le jour 1 après l’accouchement (PD1), et dans ce travail, nous avons échantillonné du lait à PD2 (lactation précoce) et PD10 (pic de lactation), n = 4 chacun. Nous avons obtenu confortablement 0,1 à 0,5 ml de lait de chaque mère (figure 1D). Pour valider cette méthode, nous avons mesuré la composition macronutritive brute de ces échantillons de lait et comparé les différences entre le lait prélevé au début et au pic de lactation à l’aide du test t de Student.
Nous avons constaté que la concentration moyenne de lactose dans le lait était de 12,3 ± 0,6 g/L sur PD2 et de 12,0 ± 0,9 g/L sur PD10 (tableau 1). Le pourcentage de matière grasse du lait était de 26,0 ± 1,0 % et de 33,4 ± 2,5 % sur les PD2 et PD10, respectivement. La concentration de matières grasses était de 174,4 ± 7,1 g/L sur la PD2 et significativement plus élevée, de 224,4 ± 17,1 g/L sur la PD10 (tableau 1). La teneur moyenne en protéines était de 70,1 ± 5,2 g/L pour la PD2 et de 75,1 ± 2,6 g/L pour la PD10 (tableau 1). Bien que la teneur totale en protéines du lait n’ait pas été différente entre la PD2 et la PD10, l’abondance relative des protéines de lait individuelles différait. Plus précisément, la caséine αS1 et la protéine acide de lactosérum étaient plus élevées dans le lait PD10 que dans le lait PD2 (p &lt; 0,05), tandis que la caséine β (p &lt; 0,05) présentait une abondance plus élevée dans PD2 que dans PD10 (Figure 2).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67669/67669fig2.jpg"> 
Figure 2 : Analyse des protéines de lait. (A) Analyse PAGE de Coomassie Blue-stained du lait prélevé à PD2 et PD10. L’identification des protéines a été effectuée comme décrit précédemment14. (B) Les signaux protéiques individuels ont été analysés dans ImageJ et normalisés à la protéine totale colorée. Les résultats ont été exprimés sous forme de moyenne, avec des barres d’erreur standard et des points de données individuels sous forme de points. L’abondance moyenne de chaque protéine sur PD2 et PD10 a été comparée à l’aide d’un test t de Student bilatéral. *p &lt; 0,05, n = 4. Abréviations : PAGE = électrophorèse sur gel de polyacrylamide ; PDn = jour après l’accouchement n. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67669/67669fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de ce chiffre.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2"></td>
			<td>Moyenne</td>
			<td>SEM</td>
			<td>Valeur p</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Lactose (g/L)</td>
			<td>PD2</td>
			<td>12.3</td>
			<td>0.6</td>
			<td rowspan="2">0.75</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PD10</td>
			<td>12.0</td>
			<td>0.9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Graisse (g/L)</td>
			<td>PD2</td>
			<td>174.4</td>
			<td>7.1</td>
			<td rowspan="2">0.04</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PD10</td>
			<td>224.4</td>
			<td>17.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Protéine (g/L)</td>
			<td>PD2</td>
			<td>70.1</td>
			<td>5.2</td>
			<td rowspan="2">0.42</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PD10</td>
			<td>75.1</td>
			<td>2.6</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau 1 : Composition en macronutriments du lait prélevé aux PD2 et PD10. Les résultats, exprimés en moyenne et en erreur-type de la moyenne, ont été analysés afin d’examiner les effets du jour de lactation sur la composition du lait à l’aide d’un test t de Student bilatéral, n = 4.

Une technique efficace pour l’échantillonnage du lait sur des souris de laboratoire

Rodent models have been widely used in biology since the early 20th century to study basic physiology and biochemical mechanisms. In lactation and ...

an-efficient-single-person-technique-for-milk-sampling-from

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JoVE Journal

Biology

Biologie

Cette méthode décrit comment disséquer et d'évaluer le développement des glandes mammaires et de la fonction de souris. Excisées glandes mammaires sont évalués pour le degré de développement en utilisant mount ensemble, tandis que l'éjection du lait est évaluée en utilisant une ocytocine essai basé sur la contraction des cellules myoépithéliales.

Evaluation de développement des glandes mammaires et fonction dans des modèles murins

La collecte de lait sur des modèles animaux facilite diverses pistes de recherche : comprendre l’immunité passive, identifier les agents pathogènes responsables de la transmission verticale et, grâce à l’utilisation de souris transgéniques, voire la production commerciale de protéines présentes dans le lait maternel humain. Nous illustrons ici une méthode simple de collecte du lait chez les souris et le cerf muntjac de Reeves.

Méthodes de collecte de lait pour souris et Muntjac cerfs de Reeves

Le lait est une source primaire de nutrition pour le nouveau-né. L’analyse des composants du lait peut donner un aperçu des facteurs maternels qui affectent la santé de la progéniture. Ce protocole décrit une méthode manuelle de prélèvement d’échantillons de lait sur le rat allaitant, qui peut ensuite être utilisé pour une analyse ultérieure en aval.

La collecte du lait dans le rat en utilisant tubes capillaires et estimation de la teneur du lait en matières grasses en Creamatocrit

Liquéfaction du sperme est nécessaire pour les spermatozoïdes de se libérer du gel séminal. Cette étude fournit les procédures de collecte de sperme du coït postérieure de l’appareil reproducteur féminin et mesurer le temps de liquéfaction de sperme.

Collecte de sperme provenant de l’appareil reproducteur féminin et la mesure de la liquéfaction du sperme chez les souris après l’accouplement

Hypofonction de la glande salivaire est une conséquence fréquente du traitement de la maladie et le rayonnement auto-immune. L’évaluation reproductible de fonction des glandes salivaires chez les modèles murins de ces maladies est un défi technique. Ici, on décrit une méthode simple pour la mesure précise et reproductible de la production de salive chez les souris.

Une méthode pour la mesure de la fonction des glandes salivaires chez les souris

Nous présentons ici un protocole de prélèvement de sang de la queue-extrémité pour prélèvement fréquents chez les souris sans retenue. Cette méthode est utile pour évaluer des modèles de la sécrétion pulsatile de LH et pourrait être adaptée pour l’analyse d’autres facteurs circulants.

Fréquente la queue-extrémité prélèvements chez les souris pour l’évaluation de la sécrétion de l’Hormone lutéinisante Pulsatile

Cette étude rend compte de prélèvement de sang de la veine caudale chez la souris à l’aide d’un système de tube d’aspiration avec loupe pour lunettes. Notre méthode est facile à pratiquer et pourrait être utilisé pour le prélèvement de sang répétées chez les souris.

Collection de mis à jour le sang des veines de queue de souris Non anesthésiés avec un système de prélèvement sanguin sous vide et lunettes loupe

Ici, nous décrivons l’administration de médicaments guidée par micropipette (MDA) comme une méthode alternative au gavage oral qui incite l’animal de recherche à ingérer facilement les traitements avec un minimum de stress et d’inconfort.

Utilisation de l’administration de médicaments guidée par micropipette comme méthode alternative au gavage oral chez les rongeurs

Ici, nous décrivons la structure et les procédures de fonctionnement, y compris les mesures de confinement microbien d’une installation pour les « souris sauvages » en utilisant des prélèvements sanguins pour l’immunophénotypage à titre d’exemple.

Procédures d’exploitation et de bioconfinement d’une installation pour souris de laboratoire avec un microbiome naturel : procédure d’immunophénotypage

Ici, nous présentons un protocole pour une technique de collecte de sang optimisée chez des sujets murins par ponction veineuse faciale à l’aide d’une lancette. Nous utilisons cette technique parallèlement à l’évaluation par cytométrie en flux pour caractériser les phénotypes cellulaires des souches transgéniques, congéniques et rapporteures. Il convient également à l’analyse des cytokines sériques et aux études sur le diabète.

Ponction veineuse faciale pour le prélèvement de sang murin

Découvrez une méthode optimisée de prélèvement de lait chez la souris pour la recherche sur la lactation. Ce protocole permet à une seule personne de collecter 0,1 à 0,5 mL en moins de 10 minutes avec succès.

Une technique efficace pour l’échantillonnage du lait sur des souris de laboratoire

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