Etablissement et validation d’un modèle chez le rat d’hypertension artérielle pulmonaire associée à une fibrose pulmonaire

Cette recherche étudie la pathogenèse de l’hypertension pulmonaire du groupe trois, en se concentrant sur les mécanismes moléculaires en cas de fibrose pulmonaire. Contrairement à l’hypertension artérielle pulmonaire, les mécanismes sous-jacents à l’hypertension pulmonaire associée à la maladie pulmonaire interstitielle sont encore mal compris. Les développements récents dans ce domaine incluent l’efficacité dans l’inversion du remodelage vasculaire. La découverte de phénotypes endothéliques cancéreux et de résultats métaboliques, liant les acides aminés et la dérégulation lipidique à la pathogenèse de l’hypertension pulmonaire. Les tests métaboliques et fonctionnels de séquençage en vrac et I-A sur cellule unique, tels que les tests de résistance aux cas d’agacement, sont des technologies essentielles pour cartographier l’hypertension pulmonaire, l’hétérogénéité et identifier les cibles thérapeutiques.

[Instructeur] Pour commencer, intubez la trachée du rat à l’aide d’un tube PE-50, inséré à une profondeur de trois centimètres, soit la distance entre la glotte et l’extrémité du tube. À l’aide d’une seringue d’un millilitre avec une aiguille de calibre 26, prélevez 0,2 millilitre de bléomycine et injectez-le dans les voies respiratoires à travers une canule en une seule dose. Placez le rat en position couchée pour assurer une répartition uniforme de la bléomycine. Tenez doucement et tournez lentement le rat, en alternant les côtés à un angle de 30 degrés à 45 degrés. Maintenez chaque rotation pendant 10 à 15 secondes et répétez trois à quatre fois. Ouvrez le logiciel PFT et vérifiez que l’appareil est reconnu. Allumez maintenant l’interrupteur principal de l’instrument de commande et assurez-vous que chaque interrupteur de l’amplificateur de signal est éteint. Pour régler le débit d’air, activez l’écrou de régulation du débit d’air d’aspiration et réglez l’inspiration sur cinq. Allumez ensuite l’écrou de régulation du débit d’air expiratoire et réglez l’expiration lente à moins quatre. Réglez la valeur de pression sur 60. Étalonnez l’instrument dans l’ordre du débit FRC, du débit, du débit élevé et de la pression pulmonaire avec une erreur inférieure à 5 %. Après avoir anesthésié le rat, coupez la peau le long du centre du cou. Séparez les muscles couche par couche pour exposer la partie supérieure de la trachée cervicale. Faites une incision horizontale entre les anneaux cartilagineux trachéaux. Insérez rapidement la canule métallique dans l’incision trachéale, en assurant un positionnement correct, et fixez-la avec quatre sutures sans fil de soie. Placez le rat dans le compartiment animal PFT et connectez la canule trachéale à l’interface du canal de circulation d’air à l’extérieur de l’instrument. Cliquez sur le bouton de démarrage et examinez la capacité vitale forcée ou CVF et la compliance pulmonaire dynamique. Pour la détection de la pression systolique ventriculaire droite, ou RVSP, fixez l’abdomen du rat anesthésié vers le haut sur le banc d’expérience. Faites une incision d’environ quatre centimètres de long sur le côté droit du cou, à l’aide de ciseaux chirurgicaux. Séparez doucement la veine jugulaire externe à l’aide d’une pince microchirurgicale, en veillant à ce qu’une longueur d’environ un centimètre soit isolée. Insérez deux lignes chirurgicales aux extrémités distale et proximale de la veine séparée. Lister l’extrémité distale de la veine jugulaire externe, à l’aide de quatre fils de soie zéro. Soulevez doucement la ligne chirurgicale proximale et placez-la sur la paroi de la veine distale. Faites une petite incision d’environ 0,3 millimètre avec de petits ciseaux. Après avoir inséré le tube PE-50 dans la veine jugulaire externe, ligaturez le tube PE-50 et la veine ensemble à l’aide de quatre fils de soie zéro pour éviter les fuites sanguines. Observez la forme d’onde de la pression veineuse sur l’enregistreur. Poussez lentement le cathéter dans l’oreillette droite, en l’avançant dans le ventricule droit pour afficher la forme d’onde de pression du ventricule droit. Lorsque la pression est stable, enregistrez la pression ventriculaire droite pendant une minute et enregistrez les données pour l’analyse. Après la thoracotomie, retirez le cœur intact du rat à l’aide d’une pince à épiler. Coupez l’oracle et le tissu conjonctif près du cœur avec des ciseaux. Coupez la paroi libre du ventricule droit le long de l’artère pulmonaire. Ce tissu est le ventricule droit et les tissus restants sont le ventricule gauche et le septum intraventriculaire. Après la séparation, drainez la surface du ventricule droit et du ventricule gauche ainsi que le septum intraventriculaire, à l’aide de papier filtre. Pesez le ventricule droit et le ventricule gauche ainsi que le septum ventriculaire séparément à l’aide d’une balance analytique avant de calculer leur rapport poids. Cette figure illustre les changements hémodynamiques, le remodelage vasculaire pulmonaire et l’altération de la fonction pulmonaire observés dans le modèle de rat PF PH induit par la bléomycine. La pression systolique ventriculaire droite et le rapport ventricule droit/ventricule gauche plus septum ont été significativement augmentés dans le groupe modèle par rapport au groupe témoin. La coloration histologique a révélé plus de zones colorées en bleu autour des artères pulmonaires dans le groupe modèle, indiquant une plus grande accumulation de collagène. La capacité vitale forcée et la compliance pulmonaire dynamique ont été significativement réduites dans le groupe modèle par rapport au groupe témoin. Les rapports entre le temps d’accélération de l’artère pulmonaire et le temps d’éjection, l’excursion systolique du plan annulaire tricuspide, la modification de la surface fractionnelle du ventricule droit et le débit cardiaque ont été significativement réduits dans le groupe modèle. La concentration d’hydroxyproline était significativement plus élevée dans le groupe modèle, indiquant une teneur accrue en collagène dans le tissu pulmonaire. Les poids du foie et des reins n’étaient pas significativement différents entre le groupe témoin et le groupe modèle.