Name: Déclenchement cardiaque rétrospectif à l’aide d’un prototype de tomographe à rayons X pour petits animaux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-02-21T14:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 32 s
Description: Découvrez le déclenchement cardiaque rétrospectif par logiciel pour l'imagerie CT chez les petits animaux. Cette méthode améliore le contraste et permet la quantification précise du volume ventriculaire gauche.

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Les protocoles d’expérimentation animale ont été examinés et approuvés par l’Institutional Animal Care and Use Committee de l’Université de Californie à Los Angeles (UCLA). Des souris C57BL/6J (âgées de 8 semaines, mâles, 24-26 g) ont été utilisées dans ce protocole. Le tomodensitomètre utilisé dans cette étude est le CrumpCAT (Figure 2), un prototype développé dans notre institut de recherche pour la recherche préclinique, nous offrant le contrôle et la flexibilité nécessaires pour optimiser les protocoles d’acquisition et de reconstruction. La méthode suppose que les souris anesthésiées auront une fréquence cardiaque ne dépassant pas 600 battements/min et une fréquence respiratoire comprise entre 20 et 180 respirations/min15.
1. Réglages de l’équipement
<ol>
	<li>Faites fonctionner la source de rayons X à une tension de crête de 50 kVp avec un courant continu de 200 μA.</li>
	<li>Réglez le regroupement des pixels de la caméra à rayons X sur 2 et le temps d’exposition sur sa valeur pratique la plus courte (temps d’exposition de 20 ms plus temps de lecture de 14 ms pour un temps d’échantillonnage total de 34 ms). REMARQUE : L’option sans binning (binning 1) a une fréquence d’images plus lente et, par conséquent, ne peut pas être utilisée pour les acquisitions contrôlées. La fréquence d’images maximale est d’environ 30 images/s.</li>
</ol>
2. Préparation des animaux
<ol>
	<li>Anesthésie les souris avec un mélange d’oxygène et d’isoflurane à une concentration de 2,0 %.</li>
	<li>Gardez les animaux sous anesthésie pendant 10 minutes avant l’imagerie par tomodensitométrie, afin de s’assurer que les signes vitaux sont stables et que les animaux sont détendus pour éviter tout mouvement du corps pendant l’examen. Jugez de la profondeur de l’anesthésie d’une souris par l’absence de réflexe de pincement des orteils lorsque vous pincez fermement la sangle entre les orteils avec un ongle.</li>
	<li>Pour que l’imagerie cardiaque permette de visualiser les cavités cardiaques, injectez par voie intraveineuse 100 μL d’agent de contraste CT à travers la veine de la queue immédiatement avant l’imagerie CT (Figure 3A).</li>
	<li>Placez la souris anesthésiée à l’intérieur de la chambre d’imagerie CT (Figure 3B).</li>
</ol>
3. Acquisition de données
<ol>
	<li>Allumez le logiciel CrumpCAT.</li>
	<li>Imagerie TDM non fermée à haute résolution (125 μm, binning 1) (Figure 4A)<ol>
		<li>Entrez un ID d’étude sur l’interface utilisateur.</li>
		<li>Sélectionnez Souris Hi-Res dans le menu déroulant Protocole .</li>
		<li>Cliquez sur le bouton Scanner de l’interface utilisateur pour acquérir 720 projections avec un temps d’exposition de 80 ms/projection.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Imagerie TDM non fermée à résolution moyenne (200 μm, binning 2) (Figure 4B)<ol>
		<li>Entrez un ID d’étude sur l’interface utilisateur.</li>
		<li>Sélectionnez Souris Standard dans le menu déroulant Protocole .</li>
		<li>Cliquez sur le bouton Scanner de l’interface utilisateur pour acquérir 720 projections avec un temps d’exposition de 100 ms/projection.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Imagerie par tomodensitométrie à grille (200 μm, binning 2) (Figure 4C)<ol>
		<li>Entrez un ID d’étude sur l’interface utilisateur.</li>
		<li>Sélectionnez Cardiac Gating dans le menu déroulant Protocole .</li>
		<li>Cliquez sur le bouton Scanner de l’interface utilisateur et acquérez 21 600 projections avec un temps d’exposition de 20 ms/projection.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Prétraitement des données
REMARQUE : Les étapes de prétraitement ne sont requises que pour les acquisitions contrôlées. Toutes ces étapes sont effectuées automatiquement par le logiciel de reconstruction et aucune intervention de l’opérateur n’est requise.
<ol>
	<li>Extraction du signal<ol>
		<li>Pour le co-enregistrement du modèle de thorax, supposons qu’une petite image (modèle) représentant grossièrement le thorax d’une souris avec les côtes, le cœur, les poumons et le foie soit automatiquement co-enregistrée sur la première projection de rayons X, en maximisant l’information mutuelle12 entre la projection et le modèle (Figure 5). REMARQUE : Seules les opérations de traduction sont effectuées sur le modèle et le modèle co-enregistré est utilisé pour identifier les régions d’intérêt (ROI) sur toutes les projections.</li>
		<li>Pour l’extraction du signal respiratoire, permettez qu’un ROI rectangulaire (ROI-1) soit désigné dans le modèle pour représenter le diaphragme et le signal respiratoire à générer en additionnant les intensités de pixels à l’intérieur de ROI-1 pour chaque projection (Figure 5) .</li>
		<li>Pour l’extraction du signal cardiaque, un deuxième rectangle ROI (ROI-2) doit être désigné dans le modèle près du cœur, et le signal cardiaque est généré en additionnant les intensités de pixels en ROI-2 pour chaque projection (Figure 5). REMARQUE : Le modèle de thorax n’est co-enregistré que sur la première projection afin d’identifier les lignes et les colonnes d’image (fenêtre) qui doivent être utilisées pour l’extraction du signal. Cette fenêtre est suffisamment large pour englober toutes les projections tant que l’animal est raisonnablement centré, comme c’est le cas lors de l’utilisation de notre lit pour animaux16.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Filtre passe-bande<ol>
		<li>Permet de générer un filtre passe-bande en combinant deux fonctions Sinc avec des fréquences de coupure différentes dans le domaine temporel17, qui correspondent à des filtres passe-bas dans le domaine fréquentiel comme décrit ci-dessous.</li>
		<li>Laissez le logiciel appliquer le filtre passe-bande sur le signal cardiaque en utilisant une bande de fréquence de [300, 600] min-1 (Figure 6A). REMARQUE : Le signal cardiaque non filtré (Figure 6B) contient toujours une contribution significative du mouvement respiratoire.</li>
		<li>De même, le signal respiratoire est filtré à l’aide d’une bande de fréquence de [20, 300] min-1. Les harmoniques supérieures sont préservées pour produire un signal qui n’est pas simplement sinusoïdal et identifie plus clairement les deux phases principales : l’inspiration et l’expiration. REMARQUE : À ce stade, les signaux respiratoires et cardiaques peuvent facilement être interpolés et considérés comme des fonctions continues du temps dans le but de calculer le nombre de phase fractionnaire.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Attribution de phase<ol>
		<li>Laissez le logiciel identifier le début de chaque cycle (respiratoire ou cardiaque) en trouvant les passages à zéro de la dérivée première du signal. Chaque passage à zéro correspond à un maximum dans le signal et marque le début d’un nouveau cycle et la fin du précédent. Pour un exemple, voir le signal respiratoire dans la figure 7.</li>
		<li>Permettre d’attribuer une valeur de phase fractionnaire (entre 0 et 1) à chaque projection pour chacun des deux signaux (respiratoire ou cardiaque). REMARQUE : Par définition, le point de départ a une valeur de phase fractionnaire de zéro (pour le cycle en cours) ou de un (pour le cycle précédent).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Masques de sélection<ol>
		<li>Créons 12 masques binaires (un par phase cardiaque) pour sélectionner les projections appartenant à chaque phase. Chaque masque contient 21 600 entrées (une par projection) qui sont soit un 0, soit un 1, ce qui signifie respectivement rejeter ou conserver cette projection.</li>
		<li>Pour chaque masque (phase), observez que le logiciel indique si une projection est conservée (1) ou écartée (0) en fonction de son numéro de phase fractionnaire. Pour la phase 0, les projections avec une valeur de phase cardiaque dans l’intervalle [0, 1/12] sont conservées. Pour la phase 1, les valeurs de phase cardiaque dans l’intervalle [1/12, 2/12] sont conservées, et ainsi de suite.</li>
		<li>Pour chaque masque (phase), notez que toutes les projections avec une phase respiratoire inférieure à 0,15 ou supérieure à 0,85 sont rejetées (0 dans le masque) car elles appartiennent à la phase d’inspiration, qui a le plus grand mouvement (Figure 8A). La figure 8B montre l’assignation de la phase cardiaque aux projections pour les 2 premières s. REMARQUE : Aucun biais significatif n’a été introduit dans ce processus de sélection puisque le nombre de projections par phase était relativement constant à 1 800 ± 194.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Reconstruction de l’image
<ol>
	<li>Pour les tomodensitogrammes non contrôlés, reconstruisez les images à une résolution moyenne (200 μm) ou élevée (125 μm) à l’aide de l’algorithme de rétroprojection filtrée (Feldkamp18) avec un filtre Shepp-Logan.</li>
	<li>Pour les tomodensitogrammes cardiaques, reconstruisez chaque image de phase cardiaque à l’aide de l’algorithme itératif OSEM13, avec 12 sous-ensembles et 8 itérations, en ne prenant en compte que les projections sélectionnées contribuant à une phase donnée (comme indiqué dans un masque binaire de sélection de phase).</li>
	<li>Pour réduire le bruit, appliquez un filtre médian post-reconstruction dans la dimension temporelle (c’est-à-dire sur toutes les images) et un filtre 3D-Gaussien clair dans la dimension spatiale (σ = 38 μm). REMARQUE : Pour la reconstruction d’images respiratoires, utilisez toutes les phases cardiaques indistinctement. La correction de durcissement des poutres (correction de l’eau) est appliquée à chaque reconstruction.</li>
</ol>
6. Évaluation de l’image et quantification du volume du ventricule gauche (VG)
<ol>
	<li>Ouvrez l’image CT dans une visionneuse DICOM telle qu’Amide19 (Figure 9A).</li>
	<li>Améliorez le contraste visible de l’image en définissant la plage de valeurs CT (mesurée en unité de Hounsfield [HU]) sur [-500, 500] (Figure 9A).</li>
	<li>Évaluation de la qualité de l’image<ol>
		<li>Dessinez une zone d’intérêt pour la région calcifiée, qui est définie comme la région autour du maximum avec une valeur CT supérieure ou égale à 85 % de la valeur maximale de l’HU (Figure 9B).</li>
		<li>Utilisez le rapport contraste/bruit (CNR)20,21 comme mesure pour évaluer la qualité de l’image et sa capacité à identifier les petites structures, telles que les petites calcifications : 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/67803/67803eq01.jpg" style="margin: auto;">, où I et σ représentent l’intensité moyenne et l’écart-type d’une région : calcification (indice C) ou arrière-plan (indice B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Quantification du volume du ventricule gauche<ol>
		<li>Dessinez un retour d’intérêt 3D à main levée pour identifier le VG dans chaque phase (Figure 10A).</li>
		<li>Quantifiez le volume VG en calculant les voxels avec une valeur CT seuil de 730 HU (Figure 10B). Un graphique des volumes VG est illustré à la figure 10C. REMARQUE : Le seuil de valeur CT n’est pas absolu ; cela dépend de l’agent de contraste utilisé, de la taille de l’animal, de la souche, de l’état de santé et du temps entre l’injection et l’imagerie par tomodensitométrie. Amide est un logiciel distribué gratuitement développé par notre institut, mais d’autres visionneuses d’images plus sophistiquées sont disponibles (par exemple, ORS Dragonfly22).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Schambach, S. J., Bag, S., Schilling, L., Groden, C., Brockmann, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+micro-CT+in+small+animal+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Application of micro-CT in small animal imaging.</a> Methods. 50 (1), 2-13 (2010).</li>
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<li>Nadkarni, R., Clark, D. P., Allphin, A. J., Badea, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigating+deep+learning+strategies+for+fast+denoising+of+5D+cardiac+photon-counting+micro-CT+images%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Investigating deep learning strategies for fast denoising of 5D cardiac photon-counting micro-CT images.</a> Phys Med Biol. 69 (20), 205010(2024).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>souris C57BL/6J</td><td>Jackson Laboratory</td><td>664</td><td>Mâle, 8 semaines, 24-26 g</td></tr><tr><td>Caméra Dexela</td><td>Varex</td><td>1512</td><td>Détecteur, exposition 20 ms, 74.8/149.6 &micro ; m pixel</td></tr><tr><td>VivoVist</td><td>Nanosondes</td><td>1301-5X0.25ML</td><td>CT Agent</td></tr><tr><td>de contraste Source de rayons X</td><td>Moxtek</td><td>TUB00082</td><td>50 kV crête, 200 &micro ; A, filtre Al de 1,0 mm d’épaisseur</td></tr></tbody></table>

déclenchement cardiaque rétrospectif à l’aide d’un prototype de tomographe à rayons x pour petits animaux

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Déclenchement cardiaque rétrospectif à l’aide d’un prototype de tomographe à rayons X pour petits animaux

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Nous décrivons comment effectuer une imagerie IRM et TEP du cœur de souris. Le protocole est conçu pour évaluer l’efficacité du traitement dans des modèles d’infarctus du myocarde et d’insuffisance cardiaque.

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Cette méthode décrit l’utilisation de la microtomodensitométrie quantique (MicroCT) pour évaluer la morphologie, la fonction, la perfusion, le métabolisme et la viabilité cardiaques avec un agent de contraste iodé chez des souris atteintes d’ischémie myocardique induite expérimentalement. La technique peut être appliquée pour l’imagerie longitudinale in vivo non destructive à haut débit de divers modèles animaux de maladies cardiaques humaines.

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Ici, un protocole pour l'échantillonnage continu de sang pendant la formation image de PET/CT des rats pour mesurer la fonction d'entrée artérielle (AIF) est décrit. Le cathétérisation, l'étalonnage et la configuration du système et l'analyse des données de la radioactivité sanguine sont démontrés. Les données générées fournissent des paramètres d'entrée pour la modélisation biocinétique ultérieure.

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Ici, nous présentons un protocole pour obtenir des images de micro-tomodensitométrie à haute résolution de cœurs entiers de grands mammifères sains et pathologiques avec une amélioration du contraste sélectif du collagène.

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Nous présentons ici un protocole d’imagerie expérimentale pour la quantification de la fonction cardiaque et de la morphologie à l’aide de la tomographie par émission de positons à haute résolution / tomodensitométrie pour les petits animaux. Les souris et les rats sont pris en compte, discutant des différentes exigences des agents de contraste par tomodensitométrie pour les deux espèces.

Tomographie cardiaque à émission de positons à haute résolution/tomodensitométrie pour petits animaux

Dans ce protocole, nous discutons de la mise en œuvre d’un modèle de transplantation hépatique orthotopique réussie (OLT) chez la souris. De plus, les adjuvants permettant d’analyser plus en détail la perméabilité de l’allogreffe après une OLT réussie chez une souris sont également discutés, en particulier à l’aide de la microtomodensitométrie (microCT).

Transplantation hépatique orthotopique réussie chez la souris à l’aide de l’angiographie par microtomodensitométrie

Ce nouveau protocole implique la quantification de la progression de la calcification cardiovasculaire à partir d’images de tomographie par émission de micropositons (TEP) et de microtomographie assistée par ordinateur (TDM) chez de petits animaux de recherche.

Nouveau protocole de quantification pour la progression de la calcification cardiovasculaire à l’aide d’images longitudinales MicroPET/MicroCT

Cet article décrit la radiosynthèse, la formulation et le contrôle de la qualité d’une nouvelle sonde radiomarquée (c’est-à-dire un nanocorps NM-02 marqué à 68Ga), et son utilisation pour l’imagerie TEP/TDM de petits animaux dans un modèle de xénogreffe.

Radiosynthèse, contrôle de la qualité et imagerie par tomographie par émission de positons chez les petits animaux de 68nanomolécules marquées au Ga

Découvrez le déclenchement cardiaque rétrospectif par logiciel pour l'imagerie CT chez les petits animaux. Cette méthode améliore le contraste et permet la quantification précise du volume ventriculaire gauche.

Déclenchement cardiaque rétrospectif à l’aide d’un prototype de tomographe à rayons X pour petits animaux

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