Name: Analyse unilatérale du volume pulmonaire à l’aide de la micro-tomodensitométrie pour une évaluation améliorée de la fibrose pulmonaire dans des modèles précliniques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-20T12:55:00.000+00:00
Duration: 3 min 38 s
Description: Découvrez l'analyse volumique pulmonaire unilatérale par micro-tomodensitométrie pour évaluer la fibrose pulmonaire chez la souris. Cette méthode améliore la précision des évaluations d'interventions précliniques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le Comité de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de médecine de Guangzhou. Les expériences ont été menées sur des souris mâles C57BL/6 âgées de 6 à 8 semaines, âgées de 25 à 30 g. Les souris ont été logées sous un cycle lumière/obscurité de 12 heures (lumière : 25 lux) avec un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau et ont été assignées au hasard à des groupes témoins et BLM.
1. Instillation intratrachéale pulmonaire unilatérale
<ol>
	<li>Anesthésier les souris mâles C57BL/6 (âgées de 6 à 8 semaines, 25 à 30 g) par injection intrapéritonéale de 1 % de pentobarbital sodique (50 mg/kg).</li>
	<li>Surveillez le niveau d’anesthésie en observant la fréquence respiratoire et le réflexe de retrait du membre.</li>
	<li>Fixez la souris en position couchée sur une planche en plastique inclinée à 70°-90°, en la retenant par les incisives et les membres.</li>
	<li>Utilisez une pince stérile à bout émoussé pour rétracter doucement la langue.</li>
	<li>Insérez une aiguille contondante personnalisée de 22 G dans la trachée à l’aide d’un laryngoscope pour petit animal afin de visualiser les structures de l’épiglotte et de l’oropharynx. Tournez la planche dans le sens inverse des aiguilles d’une montre jusqu’à -70° pour aligner la bronche principale gauche parallèlement à la bronche principale. Avancez l’aiguille jusqu’à ce qu’une résistance se fasse sentir. REMARQUE : Pré-mesurez la longueur du cathéter à l’aide d’une souris d’entraînement de taille similaire pour assurer une longueur d’insertion optimale.</li>
	<li>Tournez rapidement jusqu’à un angle de 30° et perférez 40 μL de solution de bléomycine (0,02 mg). Retirez l’aiguille.</li>
	<li>Maintenez la souris en position pendant au moins 30 secondes pour assurer une bonne distribution du médicament.</li>
	<li>Laissez la souris récupérer en position couchée sur une couverture chauffante.</li>
</ol>
2. Micro-tomodensitométrie (micro-TDM)
REMARQUE : Les souris ont été scannées à l’aide du système micro-CT conformément aux instructions du fabricant.
<ol>
	<li>Effectuer une micro-tomodensitométrie sur des souris pendant 3 semaines après l’instillation de la bléomycine.</li>
	<li>Ajoutez une quantité appropriée d’isoflurane dans le vaporisateur de l’appareil d’anesthésie des gaz de petits animaux, allumez le vaporisateur, ajustez la concentration d’induction à 3 % et placez les souris dans la boîte d’induction jusqu’à ce qu’elles perdent le réflexe de bascule et présentent une respiration lente et profonde.</li>
	<li>Retirez les souris de la boîte d’induction et placez-les en décubitus dorsal dans la table de balayage afin que les souris aient leurs membres étendus et leurs corps alignés le long de la ligne médiane.</li>
	<li>Réglez la concentration d’isoflurane de maintenance dans la table de balayage sur 1 %.</li>
	<li>Réglez le mode de balayage Micro-CT : champ de vision transversal 43 mm, résolution 2K x 2K, taille de pixel 0,042 mm, épaisseur de tranche 0,042 mm.</li>
	<li>Après le balayage, placez les souris sur une couverture chauffante jusqu’à ce qu’elles se réveillent.</li>
</ol>
3. Post-traitement Micro-CT : segmentation sélective unilatérale des poumons et analyse du volume
REMARQUE : Le traitement d’image et l’analyse quantitative ont été effectués à l’aide du logiciel gratuit et open source 3D Slicer (http://www.slicer.org), en suivant les instructions du fabricant. Des plages cliniques de l’unité de Hounsfield (HU) pour la fenêtre pulmonaire ont été appliquées pour normaliser les images HU, segmentant le parenchyme pulmonaire en régions normo-aérées ([-1000, -350] HU) comme indiqué précédemment 8,9,11. La procédure de traitement d’image est décrite comme suit :
<ol>
	<li>Ouvrez 3D Slicer. L’interface opérationnelle est illustrée à la figure 1.</li>
	<li>Cliquez sur Charger pour importer les données d’imagerie au format DICOM. Les images axiales, coronales et sagittales seront affichées dans l’interface principale (Figure 2).</li>
	<li>Ajustez les paramètres liés à la vue sagittale comme indiqué sur la figure 3 (facultatif). (1 : afficher les options cachées ; 2 : choisir de renommer le volume actuel ; 3 : entrer un nouveau nom).</li>
	<li>Dans le module Éditeur de segments , cliquez sur Ajouter pour créer une segmentation pour l’analyse pulmonaire sélective (poumon droit) (Figure 4) (1 : Volumes ; 2 : Éditeur de segments ; 3 : Ajouter un segment ; 4 : Définir le seuil ; 5 : Ajuster la plage de seuil ; 6 : Utiliser pour le masquage ; 7 : Définir le pinceau sphérique).</li>
	<li>Réglez la plage de seuil sur [-1000, -350] HU et activez l’option Utiliser pour le masquage .</li>
	<li>Utilisez l’outil Peinture avec un pinceau sphérique pour segmenter les régions pulmonaires souhaitées.</li>
	<li>Sélectionnez l’outil Îlot , puis choisissez Conserver l’îlot sélectionné. Mettez en surbrillance le poumon droit, puis cliquez sur Afficher la 3D pour afficher le modèle 3D dans le panneau de visualisation (Figure 5) (1 : Modifier les îlots (composants connectés) ; 2 : Choisissez « Conserver l’îlot sélectionné » ; 3 : Afficher le modèle 3D).</li>
	<li>Dans le panneau Terminologie , remplacez la couleur du modèle 3D par le bleu (facultatif).</li>
	<li>Répétez les étapes 3.4 à 3.6 pour le poumon gauche. Traitez les images de tomodensitométrie thoracique axiale couche par couche pour calculer le volume pulmonaire gauche ventilé et créer un modèle 3D (Figure 6).</li>
	<li>Changez la couleur du modèle 3D du poumon gauche en jaune (facultatif).</li>
	<li>Réglez l’opacité de la segmentation pulmonaire droite sur 0,2.</li>
	<li>Exportez le modèle 3D selon vos besoins (Figure 7).</li>
	<li>Capturez des captures d’écran de la vue 3D ou découpez des images et enregistrez-les (Figure 8) (1 : Capture d’écran d’annotation ; 2 : Choisissez le format de l’image ; 3 : Modifiez le chemin d’enregistrement).</li>
	<li>Utilisez le module Statistiques de segment pour calculer le volume pulmonaire (mm3) de chaque segment et effectuer une analyse quantitative des régions normo-aérées (Figure 9).</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67837/67837fig01.jpg"> 
Figure 1 : L’interface du logiciel 3D Slicer. La figure présente l’interface opérationnelle principale du logiciel 3D Slicer. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67837/67837fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67837/67837fig02.jpg"> 
Figure 2 : Images TDM de la fibrose pulmonaire induite par instillation intratrachéale unilatérale chez la souris. Vues axiale, coronale et sagittale, ainsi que reconstruction pulmonaire 3D post-instillation de bléomycine. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67837/67837fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67837/67837fig03.jpg"> 
Figure 3 : Réglage des paramètres de la vue sagittale. La figure illustre l’ajustement des paramètres, ce qui permet une visualisation et une analyse précises. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67837/67837fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67837/67837fig04.jpg"> 
Figure 4 : Édition de la segmentation et ajustements des paramètres. La figure illustre le processus d’édition de la segmentation et les ajustements de paramètres correspondants. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67837/67837fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67837/67837fig05.jpg"> 
Figure 5 : Segmentation 3D du poumon droit. Le processus comporte trois étapes séquentielles : modification des composants connectés pour la segmentation pulmonaire (étape 1), sélection de Conserver l’îlot sélectionné pour isoler le poumon droit (étape 2) et clic sur Afficher la 3D pour afficher le modèle dans le panneau de visualisation (étape 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67837/67837fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67837/67837fig06.jpg"> 
Figure 6 : Reconstruction 3D du poumon gauche basée sur l’analyse micro-CT. Les images de tomodensitométrie axiale thoracique ont été traitées couche par couche pour segmenter les régions aérées, quantifier le volume ventilé et reconstruire un modèle 3D. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67837/67837fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67837/67837fig07.jpg"> 
Figure 7 : Reconstruction pulmonaire 3D basée sur l’analyse micro-CT du volume pulmonaire ventilé dans un modèle de fibrose pulmonaire unilatérale. Les modèles reconstruits ont été exportés dans des formats spécifiés vers des répertoires prédéfinis. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67837/67837fig07large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67837/67837fig08.jpg"> 
Figure 8 : guide d’enregistrement des images. La figure décrit les étapes séquentielles de l’enregistrement des images, en commençant par le lancement de la fonction d’enregistrement via le menu Capture d’écran d’annotation, en passant par la sélection des formats et la définition des chemins de stockage. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67837/67837fig08large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67837/67837fig09.jpg"> 
Figure 9 : Analyse statistique basée sur la micro-tomodensitométrie dans un modèle de fibrose pulmonaire unilatérale. Des données quantitatives dérivées de régions normo-aérées ont été analysées. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67837/67837fig09large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
4. Coloration des trichomes de Masson
<ol>
	<li>Fixez l’échantillon pulmonaire avec 4 % de paraformaldéhyde à température ambiante (RT) pendant la nuit, déshydratez-le à l’aide d’une série d’éthanol graduée et incorporez-le dans de la paraffine. Préparez des tranches d’une épaisseur de 5 μm à l’aide d’un microtome rotatif.</li>
	<li>Effectuez la coloration trichrome de Masson sur les sections comme suit.<ol>
		<li>Rincer les parties déparaffinisées et réhydratées à l’eau distillée, puis appliquer un traitement au mordant dans le Fluide de Bouin préchauffé à 56-60 °C pendant 1 h ou une nuit à RT.</li>
		<li>Après le lavage, colorez les sections avec la solution d’hématoxyline de fer de Weigert pendant 10 min, rincez à l’eau chaude du robinet pendant 10 min et immergez-les dans la solution de fuchsine d’acide écarlate de Biebrich pendant 10 à 15 min.</li>
		<li>Réalisez la différenciation à l’aide d’une solution d’acide phosphomolybdique-phosphotungstique pendant 10 à 15 minutes et surveillez jusqu’à ce que les régions riches en collagène passent du rouge au clair.</li>
		<li>Ensuite, transférez directement les lames dans une solution de bleu d’aniline pendant 5 à 10 min, rincez à l’eau distillée et différenciez dans une solution d’acide acétique à 1 % pendant 2 à 5 min.</li>
		<li>Après la déshydratation à l’éthanol gradué (95 % jusqu’à l’alcool absolu) et la clarification du xylène, montez les sections avec un milieu résineux.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Analyse de l’apprentissage automatique de la coloration trichrome de Masson
<ol>
	<li>Évaluer histopathologiquement l’analyse de la composition en collagène dans des poumons témoins et traités à la bléomycine à l’aide de la coloration trichrome de Masson.</li>
	<li>Pour réduire les biais dépendants de l’observateur, acquérez des images numériques haute résolution de coupes pulmonaires colorées à l’aide d’un scanner d’images de lames entières.</li>
	<li>Ensuite, analysez quantitativement les zones de collagène avec un logiciel automatisé d’analyse d’image orbitale 8,9,12. Le processus de formation est brièvement décrit ci-dessous.<ol>
		<li>Délimitez manuellement plusieurs annotations représentatives pour chaque catégorie de tissus (par exemple, collagène, tissu normal et tissu fibreux). Utilisez les caractéristiques pixel par pixel extraites des régions d’entraînement annotées pour construire l’ensemble d’entraînement pour la machine à vecteurs de support (SVM).</li>
		<li>Pour les coupes colorées par Masson, définissez la classification des tissus en trois catégories : collagène, tissu normal et arrière-plan. REMARQUE : Le modèle d’apprentissage automatique subit un entraînement itératif sur des images de lames entières (WSI) par le biais d’annotations et d’affinages répétés jusqu’à ce que les évaluations validées par le pathologiste confirment la catégorisation précise des tissus. Une fois que la précision de classification satisfaisante est atteinte, le processus devient entièrement automatisé : les caractéristiques sont extraites de chaque pixel dans les régions d’intérêt valides (ROI), et la SVM prédit ensuite la catégorie de tissu correspondante avec une grande précision.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Podolanczuk, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Idiopathic+pulmonary+fibrosis%3A+state+of+the+art+for+2023%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">Idiopathic pulmonary fibrosis: state of the art for 2023.</a> Eur Respir J. 61 (4), 2200957(2023).</li>
<li>Raghu, G., Selman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nintedanib+and+pirfenidone%3A+new+antifibrotic+treatments+indicated+for+idiopathic+pulmonary+fibrosis+offer+hopes+and+raises+questions%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Nintedanib and pirfenidone: new antifibrotic treatments indicated for idiopathic pulmonary fibrosis offer hopes and raises questions.</a> Am J Respir Crit Care Med. 191 (3), 252-254 (2015).</li>
<li>Moss, B. J., Ryter, S. W., Rosas, I. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenic+mechanisms+underlying+idiopathic+pulmonary+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Pathol%22%5BJournal%5D)">Pathogenic mechanisms underlying idiopathic pulmonary fibrosis.</a> Annu Rev Pathol. 17, 515-546 (2022).</li>
<li>Kolb, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+interventional+timing+in+the+bleomycin+model+of+pulmonary+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">The importance of interventional timing in the bleomycin model of pulmonary fibrosis.</a> Eur Respir J. 55 (6), 1901105(2020).</li>
<li>Jenkins, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+official+American+Thoracic+Society+workshop+report%3A+use+of+animal+models+for+the+preclinical+assessment+of+potential+therapies+for+pulmonary+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">An official American Thoracic Society workshop report: use of animal models for the preclinical assessment of potential therapies for pulmonary fibrosis.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).</li>
<li>Wu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrating+network+pharmacology%2C+experimental+validation+and+molecular+docking+to+reveal+the+alleviation+of+Yinhuang+granule+on+idiopathic+pulmonary+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Phytomedicine%22%5BJournal%5D)">Integrating network pharmacology, experimental validation and molecular docking to reveal the alleviation of Yinhuang granule on idiopathic pulmonary fibrosis.</a> Phytomedicine. 128, 155368(2024).</li>
<li>Liao, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+intrabronchial+administration+to+improve+the+selective+agent+deposition+within+the+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Direct intrabronchial administration to improve the selective agent deposition within the mouse lung.</a> J Vis Exp. (147), e59450(2019).</li>
<li>Fu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+effects+of+fatty+acid+binding+protein+1+in+mice+with+pulmonary+fibrosis+by+regulating+alveolar+epithelial+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22BMJ+Open+Respir+Res%22%5BJournal%5D)">Therapeutic effects of fatty acid binding protein 1 in mice with pulmonary fibrosis by regulating alveolar epithelial regeneration.</a> BMJ Open Respir Res. 10 (1), e001568(2023).</li>
<li>Song, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+hydroxyproline+imprinting+following+resolution+of+bleomycin-induced+pulmonary+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">Intracellular hydroxyproline imprinting following resolution of bleomycin-induced pulmonary fibrosis.</a> Eur Respir J. 59 (5), 2100864(2022).</li>
<li>Pennati, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-CT-derived+ventilation+biomarkers+for+the+longitudinal+assessment+of+pathology+and+response+to+therapy+in+a+mouse+model+of+lung+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Micro-CT-derived ventilation biomarkers for the longitudinal assessment of pathology and response to therapy in a mouse model of lung fibrosis.</a> Sci Rep. 13 (1), 4462(2023).</li>
<li>Choi, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serial+micro-CT+assessment+of+the+therapeutic+effects+of+rosiglitazone+in+a+bleomycin-induced+lung+fibrosis+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">Serial micro-CT assessment of the therapeutic effects of rosiglitazone in a bleomycin-induced lung fibrosis mouse model.</a> Korean J Radiol. 15 (4), 448-455 (2014).</li>
<li>Yang, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+analysis+of+fibroblast+activation+protein+expression+in+interstitial+lung+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Comprehensive analysis of fibroblast activation protein expression in interstitial lung diseases.</a> Am J Respir Crit Care Med. 207 (2), 160-172 (2023).</li>
<li>Liu, T., De Los, S. F., Phan, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bleomycin+model+of+pulmonary+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">The bleomycin model of pulmonary fibrosis.</a> Methods Mol Biol. 1627, 27-42 (2017).</li>
<li>Ruscitti, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+assessment+of+bleomycin-induced+lung+fibrosis+by+micro-CT+correlates+with+histological+evaluation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Multidiscip+Respir+Med%22%5BJournal%5D)">Longitudinal assessment of bleomycin-induced lung fibrosis by micro-CT correlates with histological evaluation in mice.</a> Multidiscip Respir Med. 12, 8(2017).</li>
<li>Vande, V. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+micro-CT+provides+biomarkers+of+lung+disease+that+can+be+used+to+assess+the+effect+of+therapy+in+preclinical+mouse+models%2C+and+reveal+compensatory+changes+in+lung+volume%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Longitudinal micro-CT provides biomarkers of lung disease that can be used to assess the effect of therapy in preclinical mouse models, and reveal compensatory changes in lung volume.</a> Dis Model Mech. 9 (1), 91-98 (2016).</li>
<li>Buccardi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fully+automated+microCT+deep+learning+approach+for+precision+preclinical+investigation+of+lung+fibrosis+progression+and+response+to+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Res%22%5BJournal%5D)">A fully automated microCT deep learning approach for precision preclinical investigation of lung fibrosis progression and response to therapy.</a> Respir Res. 24 (1), 126(2023).</li>
<li>Ferrini, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+anesthesia+protocol+enabling+longitudinal+lungfunction+measurements+in+neonatal+rabbits+by+microCT%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">A new anesthesia protocol enabling longitudinal lungfunction measurements in neonatal rabbits by microCT.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 321 (6), L1206-L1214 (2021).</li>
<li>Jensen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+whole+body+preclinical+microCT+database+of+subcutaneous+tumors+in+mice+with+annotations+from+3+annotators%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Data%22%5BJournal%5D)">3D whole body preclinical microCT database of subcutaneous tumors in mice with annotations from 3 annotators.</a> Sci Data. 11 (1), 1021(2024).</li>
<li>Lai, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+longitudinal+and+regional+analysis+of+bleomycininduced+pulmonary+fibrosis+in+mice+by+microcomputed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Heliyon%22%5BJournal%5D)">The longitudinal and regional analysis of bleomycininduced pulmonary fibrosis in mice by microcomputed tomography.</a> Heliyon. 9 (5), e15681(2023).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>0,9 % de solution saline</td><td>Hopebio</td><td>HBPP008-100</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille émoussée 22G</td><td>BD</td><td>383922</td><td></td></tr><tr><td>Trancheuse 3D&nbsp ; Plate-forme de calcul d’images</td><td>Trancheuse 3D&nbsp ;</td><td>https://www.slicer.org/</td><td></td></tr><tr><td>Bléomycine</td><td>MCE</td><td>HY-17565</td><td></td></tr><tr><td>L’isoflurane</td><td>RWD</td><td>Référence R510-22</td><td></td></tr><tr><td>Kit de teinture Masson</td><td>Oui</td><td>Référence 60532ES58</td><td></td></tr><tr><td>Micro-CT</td><td>Pinseng</td><td>SNC-100</td><td></td></tr><tr><td>Orbite</td><td>Analyse de l’image orbitale</td><td>https://www.orbit.bio/</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodique</td><td>Sigma</td><td>Réf. P3761</td><td></td></tr><tr><td>Laryngoscope pour petits animaux</td><td>Yuyan Instruments</td><td>CG-02M</td><td></td></tr><tr><td>SPSS</td><td>IBM</td><td>Version 19.0</td><td></td></tr><tr><td>Couverture chaude</td><td>Lab Anim Tech</td><td>LAT-16-0323</td><td></td></tr></tbody></table>

analyse unilatérale du volume pulmonaire à l’aide de la micro-tomodensitométrie pour une évaluation améliorée de la fibrose pulmonaire dans des modèles précliniques

Unilateral Lung Volume Analysis Using Micro-CT for Enhanced Assessment of Pulmonary Fibrosis in Preclinical Models

La figure 10A-D montre les résultats des changements de volume pulmonaire et de l’analyse de la coloration.
Pour évaluer l’impact de la bléomycine (BLM) sur le tissu pulmonaire, nous avons effectué une analyse comparative des volumes pulmonaires entre les groupes traités au sérum physiologique (Ctrl) et les groupes traités au BLM à l’aide de techniques d’imagerie 3D. Le volume du poumon gauche est significativement réduit dans le ...

Analyse unilatérale du volume pulmonaire à l’aide de la micro-tomodensitométrie pour une évaluation améliorée de la fibrose pulmonaire dans des modèles précliniques

Pulmonary fibrosis (PF) is a progressive and irreversible interstitial lung disease characterized by poor prognosis and limited treatment options. The ...

unilateral-lung-volume-analysis-using-micro-ct-for-enhanced

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Nous présentons ici un protocole permettant de mesurer simplement et de manière fiable la courbe pression-volume pulmonaire chez la souris, montrant qu’elle est suffisamment sensible pour détecter des modifications phénotypiques du parenchyme dans deux pathologies pulmonaires courantes, la fibrose pulmonaire et l’emphysème. Cette mesure permet de quantifier les changements structurels du poumon avec l’évolution d’une pathologie.

La mesure de la courbe pression-volume dans les poumons de souris

Nous décrivons une méthode de détection du développement de nodules tumoraux dans les poumons d’un modèle murin d’adénocarcinome à l’aide de la micro-tomodensitométrie et son utilisation pour surveiller les changements de taille des nodules au fil du temps et en réponse au traitement. L’exactitude de l’évaluation a été confirmée par la quantification histologique du point final.

Utilisation de la tomographie par Micro-calculé pour l&#39;évaluation des tumeurs du développement et de suivi de la réponse au traitement dans un modèle murin de cancer du poumon

Nous décrivons un multimodal non invasive d’imagerie approche basée sur la Micro-CT et fluorescence moléculaire tomographie pour une évaluation longitudinale du modèle souris poumon fibrose induite par instillation intratrachéale double de la bléomycine.

Un Multimodal à l’approche d’imagerie basée sur Micro-CT et Fluorescence moléculaire de positons pour une évaluation longitudinale de la fibrose pulmonaire induite par la bléomycine chez la souris

Le but de cette technique est la visualisation ex vivo des réseaux artériels pulmonaires des souris postnatales et adultes précoces par l’inflation pulmonaire et l’injection d’un composé à base de polymère radio-opaque par l’intermédiaire de l’artère pulmonaire. Les applications potentielles pour les tissus moulés sont également discutées.

Moulage vasculaire des poumons de souris postnatales adultes et précoces pour l’imagerie micro-CT

L’objectif de ce protocole est de fournir un moyen efficace dans le temps de segmenter les volumes d’intérêt sur les tomodensitogrammes haute résolution à utiliser pour une analyse radiomique plus poussée.

Segmentation de la Tomodensitaire pulmonaire pour identifier les consolidations et les zones de verre moulu pour l’assesment quantitatif de la pneumonie SRAS-CoV

La TDM et l’IRM 129Xe fournissent des informations complémentaires sur la structure et la fonction pulmonaires qui peuvent être exploitées pour l’analyse régionale à l’aide du recalage d’images. Ici, nous fournissons un protocole qui s’appuie sur la littérature existante pour le recalage d’images 129Xe MR vers CT à l’aide de plates-formes open source.

Imagerie pulmonaire multimodale : utilisation d’informations complémentaires provenant de la TDM et de l’IRM hyperpolarisée 129Xe pour évaluer la structure et la fonction pulmonaires

Ici, nous décrivons un protocole simple et économique pour effectuer une quantification non biaisée de la densité microvasculaire pulmonaire pour des tissus pulmonaires de souris entières en utilisant une coloration unique de l’isolectine B4.

Quantification de la densité microvasculaire pulmonaire chez la souris à travers les lobules

Nous présentons une méthode d’analyse d’une région d’intérêt (ROI) définie par l’utilisateur dans un modèle longitudinal in vivo de défaut radial de rat. Cette méthode permet une analyse comparative entre différents échafaudages auparavant limités par les variations du champ de vision de la tomodensitométrie (μCT), de l’orientation de l’échantillon et de la présence de l’échafaudage de base.

Analyse d’images longitudinales par micro-tomodensitométrie pour la région d’intérêt définie par l’utilisateur dans les défauts osseux de taille critique

Le poumon est perfusé à la fois par l'artère systémique bronchique et les artères pulmonaires. Dans la plupart des pathologies pulmonaires, il est le plus petit système vasculaire systémique qui montre une néovascularisation robuste. Interruption du flux sanguin pulmonaire favorise l'angiogenèse bronchique rapide. Nous fournissons des détails chirurgicales pour induire une ischémie artérielle pulmonaire gauche qui favorise la néovascularisation bronchique.

L&#39;angiogenèse dans le poumon de rat ischémique

La vasoconstriction pulmonaire hypoxique (HPV) est un phénomène physiologique important par lequel à l’hypoxie alvéolaire la perfusion pulmonaire est assortie à la ventilation. Le segment vasculaire principal contribuant au VPH est l’artère intra-acinnaire. Ici, nous décrivons notre protocole pour l’analyse du VPH des vaisseaux pulmonaires murins d’un diamètre de 20 à 100 μm.

Analyse vidéomorphométrique de la vasoconstriction pulmonaire hypoxique des artères intra-pulmonaires à l’aide de tranches pulmonaires coupées de précision murine

Découvrez l'analyse volumique pulmonaire unilatérale par micro-tomodensitométrie pour évaluer la fibrose pulmonaire chez la souris. Cette méthode améliore la précision des évaluations d'interventions précliniques.

Analyse unilatérale du volume pulmonaire à l’aide de la micro-tomodensitométrie pour une évaluation améliorée de la fibrose pulmonaire dans des modèles précliniques (Vidéo) | JoVE Journal

Analyse unilatérale du volume pulmonaire à l’aide de la micro-tomodensitométrie pour une évaluation améliorée de la fibrose pulmonaire dans des modèles précliniques

Explorer plus de vidéos