Name: Les produits finaux de glycation avancée sensibilisent les cellules neuronales humaines de type sensoriel à l’afflux de calcium induit par la capsaïcine (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-05-02T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 5 s
Description: Découvrez comment la glycation du collagène sensibilise les neurones sensoriels humains à la capsaïcine via l'activation des canaux TRPV1. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes de la douleur et les cibles moléculaires pour traiter les maladies dégénératives liées au vieillissement.

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Culture 1. SH-SY5Y et différenciation en cellules neuronales de type sensoriel
REMARQUE 1 : Toutes les étapes présentes dans cette section doivent être effectuées sous une hotte à flux laminaire, et toutes les solutions et fournitures doivent être stériles.
<ol><li>Préparez d’abord une fiole de culture (25 cm2) en ajoutant 5 mL de milieu de culture. REMARQUE : Pour la décongélation, l’expansion et le maintien de ce type de cellule, utilisez un mélange de milieu de culture : Dulbecco Modified Eagle’s and Ham’s Medium F12 (DMEM/F12) complété par 10 % de sérum fœtal bovin inactivé par la chaleur et 1 % de pénicilline-streptomycine.</li>
	<li>Ensuite, retirez le cryotube contenant les cellules SH-SY5Y de l’azote liquide et conservez-le sur de la glace. Décongeler les cellules dans un bain-marie à 37 °C pendant 2 min.</li>
	<li>Ajoutez 1 mL de milieu de culture complet dans le cryoflacon, transférez les cellules dans un tube de 15 mL, ajoutez 3 mL de milieu de culture complet (DMEM/F12 complété par 10 % de sérum fœtal bovin inactivé par la chaleur) et mélangez en l’aspirant à plusieurs reprises et en le redistribuant dans le tube à l’aide d’une pipette.</li>
	<li>Pipeter les cellules dans le tube de 15 mL et centrifuger à 290 g. Jetez le surnageant pour éliminer le sulfoxyde de diméthyle (DMSO), un agent cryoprotecteur utilisé pour empêcher la formation de cristaux de glace pendant la congélation des cellules.</li>
	<li>Ajoutez 1 mL de milieu de culture à la pastille cellulaire, mélangez-les bien à l’aide d’une pipette et placez-les dans une fiole deculture de 25 cm 2 pour dilater les cellules. Placez les cellules dans un incubateur dans une atmosphère humidifiée à 5 % de CO2 à 37 °C. REMARQUE : Les cellules peuvent être utilisées lorsqu’elles atteignent environ 80 % de confluence. Pour la différenciation neuronale, il est recommandé d’utiliser les cellules SH-SY5Y jusqu’au passage cellulaire vingt.</li>
	<li>Préparez la matrice de collagène extracellulaire (100 μg/mL) en diluant du collagène de type I en queue de rat dans du PBS stérile, et versez 1 mL de cette solution dans une boîte de Pétri (35/10 mm) pour un enrobage.</li>
	<li>Incuber dans un incubateur dans une atmosphère humidifiée à 5 % de CO2 pendant environ 1 h.</li>
	<li>Après cette période, lavez la plaque deux fois avec du PBS stérile, puis comptez les cellules à l’aide de la chambre Neubauer.</li>
	<li>Pour compter les cellules, il faut d’abord laver la fiole de culture de 25 cm2 contenant la cellule avec 5 mL de PBS stérile pour retirer tout le milieu de culture. Retirez ensuite le PBS stérile, ajoutez 3 ml de trypsine à 0,05 % dans les cellules et placez-les dans un incubateur à 37 °C et 5 % de CO2 pendant environ 3 à 5 minutes pour compléter le détachement cellulaire.</li>
	<li>Après cela, retirez les cellules de l’incubateur, ajoutez 6 ml de milieu de culture dans le flacon de culture et transférez cette solution dans un tube de 15 ml. Centrifuger à 290 g pendant 5 min.</li>
	<li>Retirer le surnageant et bien remettre les cellules en suspension dans 1 mL de milieu de culture complet.</li>
	<li>Enfin, comptez les cellules à l’aide d’une chambre de comptage Neubauer. Mélangez 20 μL de cellules et 20 μL de bleu de trypan, et ajoutez 10 μL de ce mélange dans une chambre de Neubauer. Comptez les cellules vivantes qui ne se colorent pas en bleu.</li>
	<li>Plaque 5 × 10 cellulesde 4 cellules/mL dans une boîte de Pétri (35/10 mm) sur le même milieu de culture décrit ci-dessus. Utiliser le volume total de 1 mL par assiette.</li>
	<li>Ensuite, attendez 24 h pour démarrer le protocole de différenciation neuronale. Pour cela, retirez le milieu de culture et remplacez-le par 1 mL de DMEM/F12 complété par 2 % de sérum de veau fœtal inactivé par la chaleur, 1 % de pénicilline-streptomycine et 10 μM d’acide rétinoïque tout-trans (RA 10 μM).</li>
	<li>Attendre 48 h et remplacer le milieu de culture tous les jours pendant 3 jours. Placez les cellules dans un incubateur dans une atmosphère humidifiée à 5 % de CO2 à 37 °C.</li>
	<li>Le cinquième jour, retirez le milieu des cellules et ajoutez 1 ml de milieu de culture sans sérum complété par du facteur neurotrophique dérivé du cerveau humain (BDNF 50 ng/mL) dans chaque plaque. REMARQUE : Le BDNF de différentes sociétés (voir tableau des matériaux) a été testé. Ils fonctionnaient tous de la même manière.</li>
	<li>Le septième jour de la différenciation, lavez une fois les cellules avec du PBS stérile et utilisez des cellules neuronales de type sensoriel pour les expériences. S’il est impossible d’utiliser ces cellules immédiatement pour des expériences, ajoutez un milieu de culture sans sérum pour les maintenir en vie jusqu’à l’utilisation. REMARQUE : À la fin de la différenciation neuronale, il est nécessaire de laver les cellules avec du PBS stérile pour éliminer le BDNF restant, évitant ainsi la toxicité cellulaire.</li>
</ol>2. Collagène glyqué et processus de glycation
REMARQUE : Toutes les étapes de cette section doivent être effectuées sous une hotte à flux laminaire, et toutes les solutions et fournitures doivent être stériles.
<ol><li>Préparez la glycation du collagène en incubant du collagène de type I à partir de l’état fibrillaire de la queue de rat (3,89 mg/mL) avec 200 mM de D-ribose, 160 mM de D-glucose et 200 mM de D-thréose à 4 °C pendant 7 jours. REMARQUE : Pour préparer du collagène glyqué, pesez les sucres en fonction de leur poids moléculaire et mélangez-les avec du collagène de type I à partir de l’état fibrillaire de la queue de rat (3,89 mg / mL).</li>
	<li>Incuber une culture de cellules neuronales de type sensoriel pendant 24 h avec une matrice extracellulaire de collagène glyqué (ECM-GC, 100 μg/mL) ou une matrice extracellulaire de collagène normale (ECM-NC, 100 μg/mL) préparée dans un milieu de culture DMEM/F12 sans supplément sérique ni antibiotique.</li>
</ol>3. Test d’afflux de calcium
<ol><li>Pour l’influx de calcium, utilisez le kit de dosage du flux de calcium et préparez les solutions selon les instructions du fabricant, comme indiqué ci-dessous.</li>
	<li>Initialement, préparez 1 mL de colorant Fluo-8 en ajoutant 2 μL de solution mère Fluo-8 dans 998 μL de 1x tampon de dosage (un mélange de tampon HBSS et de 10x Pluronic F127 Plus. REMARQUE : Cette solution de travail est stable pendant au moins 2 h à température ambiante (RT).</li>
	<li>Plus tard, incubez 250 μL de cette solution dans chaque boîte de cellules neuronales de type sensoriel préalablement différenciées et traitées par ECM-NC ou ECM-GC pendant 30 min dans une atmosphère humidifiée à 5 % de CO2 à 37 °C. Ensuite, retirez le plat de l’incubateur et maintenez-le à RT (dans l’obscurité) pendant 30 min. REMARQUE : Cette solution devient cytotoxique si l’incubation de 2 h est extrapolée. Préparez la solution de capsaïcine pendant la période d’incubation.</li>
</ol>4. Induction de la capsaïcine
REMARQUE : La capsaïcine, un agoniste du TRPV1, a été utilisée pour induire un afflux de calcium dans les cellules.
<ol><li>Pesez et diluez la capsaïcine dans de l’éthanol à 1 % et de l’eau ultrapure. Ensuite, préparez une solution à une concentration de 2 μM, qui a également été diluée dans de l’eau ultra-pure. REMARQUE : La solution de capsaïcine doit être préparée le jour de l’utilisation. Diluez la capsaïcine d’abord dans de l’éthanol puis dans de l’eau ; sinon, il se précipitera.</li>
	<li>Ajouter 250 μL de solution de capsaïcine à 2 μM dans chaque boîte de Pétri de 35/10 mm de sorte que la concentration finale soit de 1 μM. REMARQUE : La concentration de capsaïcine dans la solution mère était de 2 μM pour assurer une meilleure dispersion et éviter les pics de fluorescence isolés.</li>
</ol>5. Imagerie de l’afflux de calcium et analyse de la microscopie confocale
REMARQUE : L’imagerie a été réalisée à l’aide d’un microscope confocal équipé d’un objectif 20x/0,75NA et d’un laser d’excitation de 488 nm (intensité de 0,5 %). L’émission a été détectée à 520 nm. Les cellules ont été balayées dans des axes xy (512 x 512 pixels) au cours du temps (t) à une vitesse de 600 Hz avec un intervalle d’acquisition de 433 ms et un temps d’acquisition total de 5 min. L’imagerie a été réalisée à 37 °C pour maintenir l’état physiologique des cellules à l’aide du logiciel de microscopie.
<ol><li>Préparez une seringue avec 250 μL de solution de capsaïcine 2 μM (la concentration finale dans la plaque sera de 1 μM) et connectez-la à un ensemble de veines du cuir chevelu - Papillon type 23 GA stérile. Fixez la seringue à l’aide d’un support de laboratoire et d’une pince.</li>
	<li>Placez la boîte de Pétri sur la platine du microscope et, avec une extrême prudence, placez l’aiguille du cuir chevelu dans la boîte de Pétri, en évitant tout contact avec le fond, la pointe de l’aiguille ne doit pas être immergée dans le liquide. REMARQUE : Un ruban adhésif peut être utilisé pour fixer la position du cuir chevelu.</li>
	<li>Trouvez un champ avec un nombre adéquat de cellules (plus de 20) et ajustez la mise au point à l’aide d’une lumière de champ vif.</li>
	<li>Démarrez le mode Live avec un laser de 488 nm et ajustez les paramètres de mise au point et d’éclairage.</li>
	<li>Démarrez l’enregistrement d’acquisition et, après la période de référence (t = 0 à t = 60 secondes), appliquez 250 μL de capsaïcine 2 μM et poussez doucement le piston de la seringue pour stimuler l’afflux de calcium dans les cellules. REMARQUE : Le temps d’acquisition final de l’enregistrement était d’environ 300 s par plaque.</li>
</ol>6. Post-traitement/analyse des données
<ol><li>Effectuez l’analyse cellulaire à l’aide du logiciel de microscopie en mode Quantification . Tout d’abord, analysez les cellules de pointe de fluorescence avant et après le stimulus de la capsaïcine.</li>
	<li>Créez une région d’intérêt (ROI) dans chaque cellule réactive, c’est-à-dire des cellules qui présentent un pic de fluorescence après la capsaïcine. Assurez-vous d’afficher le retour d’intérêt dans toute la zone de la cellule, comme illustré ci-dessus (Figure 1).</li>
	<li>Exportez les données dans un fichier CSV (valeurs séparées par des virgules) pour une analyse ultérieure.</li>
	<li>Vous pouvez également effectuer l’analyse à l’aide du logiciel gratuit FIJI7 (https://fiji.sc).<ol><li>Pour ouvrir les fichiers image, utilisez le plugin Bio-Formats en accédant à Fichier &gt; Importer &gt; Bio-Formats et en sélectionnant le fichier.</li>
	</ol></li>
	<li>Ensuite, utilisez l’outil Loupe pour effectuer un zoom avant et l’outil Sélection à main levée pour dessiner une région d’intérêt (ROI) autour des cellules réactives.</li>
	<li>Après avoir dessiné chaque ROI, appuyez sur la touche T pour l’ajouter au Gestionnaire de ROI. Répétez ce processus pour toutes les cellules d’intérêt (Figure 2).</li>
	<li>Une fois que tous les retours sur investissement sont ajoutés, accédez à la fenêtre Gestionnaire de retour sur investissement , sélectionnez tous les rapports d’investissement, puis accédez à Analyser &gt; définir les mesures dans le menu principal.</li>
	<li>Ensuite, retournez au gestionnaire de retour sur investissement et sélectionnez Plus &gt; Multi Mesure pour mesurer l’intensité sur toutes les images. Les résultats apparaîtront dans une nouvelle fenêtre ; exporter sous forme de fichier CSV en accédant à Fichier &gt; Enregistrer sous. REMARQUE : Le fichier CSV peut être analysé dans les logiciels Excel, Google Sheets et GraphPad. Utilisez l’équation ΔF/F0 = (F(t) - F0)/F0 pour convertir les valeurs d’intensité de fluorescence obtenues avec le kit de dosage du flux calcique Fluo-8 en une mesure relative de la variation de l’afflux de calcium. Ici, F0 représente la fluorescence de base, calculée comme l’intensité moyenne des images capturées de t = 0 s à t = 60 s avant la stimulation par la capsaïcine. F(t) est la valeur de l’intensité maximale de fluorescence observée après le stimulus, ce qui permet d’évaluer l’afflux maximal de calcium. Cette approche met en évidence l’augmentation de la fluorescence par rapport à la ligne de base, où une augmentation de ΔF/F0 indique un taux de calcium intracellulaire élevé.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68036/68036fig01v2.jpg"> Figure 1 : Exemple de ROI dans les cellules sélectionnées pour l’analyse de l’afflux de calcium dans le logiciel LAS X. (A) Interface LAS X en mode quantification. Le rectangle rose montre l’onglet de quantification. Le rectangle jaune représente l’outil Dessiner une polyligne et le rectangle cyan affiche les outils de zoom arrière et de zoom avant. (B) Champ de vision (FOV) capturé. (C) Zoomez sur le FOV pour faciliter le dessin du ROI dans l’ensemble de la cellule. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68036/68036fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68036/68036fig2v5.jpg"> Figure 2 : Exemple de retour sur investissement dans les cellules sélectionnées pour l’analyse de l’afflux de calcium dans le logiciel FIJI. (A) Interface FIJI montrant le menu principal et l’outil. Le carré rouge montre l’outil loupe et le carré vert montre la sélection à main levée. (B) Champ de vision (FOV) capturé avec zoom avant et un retour d’investissement dessiné. (C) La fenêtre du gestionnaire de retour sur investissement. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68036/68036fig2v5large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
7. Dépannage
<ol><li>Si l’image n’est pas nette, essayez ce qui suit :<ol><li>Vérifiez l’adhérence du ruban ; S’il s’est desserré, cela peut entraîner le déplacement de l’aiguille et affecter la mise au point.</li>
		<li>Rattachez l’aiguille avec du ruban adhésif supplémentaire pour une stabilité accrue.</li>
		<li>Remplacement des aiguilles standard. Utilisez des pointes d’aiguille dentaire pré-pliées pour améliorer l’alignement sur la plaque.</li>
	</ol></li>
	<li>Si les cellules présentent un signal saturé, essayez les étapes suivantes :<ol><li>Diminuez l’intensité et les paramètres de gain du laser.</li>
		<li>Vérifiez le temps d’incubation du réactif. S’il dépasse les recommandations du fabricant, il peut entraîner une saturation du signal, ce qui complique la détection de l’afflux de calcium.</li>
	</ol></li>
	<li>Suivez ces suggestions supplémentaires pour le dépannage :<ol><li>Étalonnage régulier : Assurez-vous que l’équipement d’imagerie est régulièrement calibré pour maintenir la qualité de la mise au point et de la détection du signal.</li>
		<li>Documentez les modifications : Tenez un registre de toutes les modifications apportées au protocole pour référence future et pour faciliter le dépannage.</li>
		<li>Ajustements réactifs : Si les problèmes persistent, envisagez de tester avec différentes concentrations de réactifs ou d’autres méthodes de détection des signaux.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Bierhaus, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+RAGE%2C+the+receptor+for+advanced+glycation+end+products%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Understanding RAGE, the receptor for advanced glycation end products.</a> J Mol Med. 83 (11), 876-886 (2005).</li>
<li>Hudson, B. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blockade+of+receptor+for+advanced+glycation+endproducts%3A+A+new+target+for+therapeutic+intervention+in+diabetic+complications+and+inflammatory+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Biochem+Biophys%22%5BJournal%5D)">Blockade of receptor for advanced glycation endproducts: A new target for therapeutic intervention in diabetic complications and inflammatory disorders.</a> Arch Biochem Biophys. 419 (1), 80-88 (2003).</li>
<li>Dandia, H., Makkad, K., Tayalia, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glycated+collagen+-+a+3D+matrix+system+to+study+pathological+cell+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Biomater+Sci%22%5BJournal%5D)">Glycated collagen - a 3D matrix system to study pathological cell behavior.</a> Biomater Sci. 7 (8), 3480-3488 (2019).</li>
<li>Bufalo, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+sensory+neuron-like+cells+and+glycated+collagen+matrix+as+a+model+for+the+screening+of+analgesic+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22Cells%22%5BJournal%5D)">Human sensory neuron-like cells and glycated collagen matrix as a model for the screening of analgesic compounds.</a> Cells. 11 (2), 247(2022).</li>
<li>Frias, B., Merighi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capsaicin%2C+nociception+and+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Molecules%22%5BJournal%5D)">Capsaicin, nociception and pain.</a> Molecules. 21 (6), 797(2016).</li>
<li>Lam, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RAGE-dependent+potentiation+of+TRPV1+currents+in+sensory+neurons+exposed+to+high+glucose%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">RAGE-dependent potentiation of TRPV1 currents in sensory neurons exposed to high glucose.</a> PLoS One. 13 (2), e0193312(2018).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Li, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TRPV1+activity+and+substance+P+release+are+required+for+corneal+cold+nociception%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">TRPV1 activity and substance P release are required for corneal cold nociception.</a> Nat Commun. 10 (1), 5678(2019).</li>
<li>Mickle, A. D., Shepherd, A. J., Mohapatra, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory+TRP+channels%3Athe+key+transducers+of+nociception+and+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Mol+Biol+Transl+Sci%22%5BJournal%5D)">Sensory TRP channels:the key transducers of nociception and pain.</a> Prog Mol Biol Transl Sci. 131, 73-118 (2015).</li>
<li>Iseppon, F., Linley, J. E., Wood, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+imaging+for+analgesic+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Pain%22%5BJournal%5D)">Calcium imaging for analgesic drug discovery.</a> Neurobiol Pain. 11, 100083(2022).</li>
<li>Vetter, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterisation+of+Nav+types+endogenously+expressed+in+human+SH-SY5Y+neuroblastoma+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Characterisation of Nav types endogenously expressed in human SH-SY5Y neuroblastoma cells.</a> Biochem Pharmacol. 83 (11), 1562-1571 (2012).</li>
<li>Dekker, L. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+human+Nav1.8+expressed+in+SH-SY5Y+neuroblastoma+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Analysis of human Nav1.8 expressed in SH-SY5Y neuroblastoma cells.</a> Eur J Pharmacol. 528 (1-3), 52-58 (2005).</li>
<li>Lam, P. M. W., Hainsworth, A. H., Smith, G. D., Owen, D. E., Davies, J., Lambert, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+recombinant+human+TRPV1+receptors+expressed+in+SH-SY5Y+human+neuroblastoma+cells+increases+%5BCa2%2B%5Di+initiates+neurotransmitter+release+and+promotes+delayed+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurochem%22%5BJournal%5D)">Activation of recombinant human TRPV1 receptors expressed in SH-SY5Y human neuroblastoma cells increases [Ca2+]i initiates neurotransmitter release and promotes delayed cell death.</a> J Neurochem. 102 (3), 801-811 (2007).</li>
<li>Koplas, P. A., Rosenberg, R. L., Oxford, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+calcium+in+the+desensitization+of+capsaicin+responses+in+rat+dorsal+root+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The role of calcium in the desensitization of capsaicin responses in rat dorsal root ganglion neurons.</a> J Neurosci. 17 (10), 3525-3537 (1997).</li>
<li>Tominaga, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cloned+capsaicin+receptor+integrates+multiple+pain-producing+stimuli%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The cloned capsaicin receptor integrates multiple pain-producing stimuli.</a> Neuron. 21 (3), 531-543 (1998).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Acide rétinoïque tout-trans</td><td>Tocris</td><td>695</td><td></td></tr><tr><td>BDNF</td><td>Tocris</td><td>TOCR-2837</td><td></td></tr><tr><td>BDNF</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B3795</td><td></td></tr><tr><td>Papillon type 23GA stérile</td><td>Beckton Dickinson Asepto</td><td>38833814</td><td>Ensemble veine du cuir chevelu</td></tr><tr><td>Capsaïcine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2028</td><td></td></tr><tr><td>D-glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5767</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12</td><td>Gibco</td><td>12500062</td><td>Milieu basal</td></tr><tr><td>D-ribose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R7500</td><td></td></tr><tr><td>D-thréose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T7392</td><td></td></tr><tr><td>Fluo-8 Kit de dosage du flux calcique</td><td>Abcam</td><td>ab112129</td><td>No wash</td></tr><tr><td>Sérum de veau fœtal inactivé par la chaleur</td><td>Gibco</td><td>A5670801</td><td></td></tr><tr><td>Teneur élevée Dépistage&nbsp ;</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Logiciel LASX</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Logiciel de microscopie</td></tr><tr><td>Leica TCS SP8</td><td>Leica Microsystems</td><td>Leica TCS SP8</td><td>Microscope confocal</td></tr><tr><td>Pénicilline-streptomycine</td><td>Gibco</td><td>15140130</td><td></td></tr><tr><td>boîte de Pétri (35/10 mm)</td><td>Greiner bio-one</td><td>627965</td><td></td></tr><tr><td>Queue de rat type I collagène</td><td>Corning</td><td></td><td></td>354236</tr><tr><td>SH-SY5Y</td><td>Merck</td><td>94030304-1VL</td><td>Lignée cellulaire de neuroblastome</td></tr></tbody></table>

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Le présent protocole décrit le modèle de libération ex vivo de peptides liés au gène de la calcitonine (CGRP) et la stratégie visant à quantifier l’effet des agents pharmacologiques sur la quantité de CGRP libérée par le système trigéminovasculaire chez les rongeurs.

Ex Vivo Libération d’un peptide lié au gène de la calcitonine du système trigéminovasculaire chez les rongeurs

Ce protocole décrit l’exposition chirurgicale du ganglion radiculaire dorsal (DRG) suivi de GCaMP3 (indicateur Ca2+ codé génétiquement; Protéine fluorescente verte-calmoduline-protéine M13 3) Imagerie Ca2+ des ensembles neuronaux à l’aide de souris Pirt-GCaMP3 tout en appliquant une variété de stimuli à la patte postérieure ipsilatérale.

In vivo Imagerie calcique d’ensembles neuronaux dans des réseaux de neurones sensoriels primaires dans des ganglions radiculaires dorsaux intacts

Les indicateurs calciques codés génétiquement (GECI) permettent une analyse robuste de la signalisation des neurones sensoriels à l’échelle de la population. Ici, nous avons développé une nouvelle approche qui permet de visualiser in vivo l’activité des neurones des ganglions trijumeaux chez le rat.

In-Vivo Imagerie calcique des neurones sensoriels dans le ganglion trijumeau du rat

Cette étude présente une manipulation chirurgicale pour exposer le T-DRG chez des souris anesthésiées pour l’imagerie calcique in vivo , ainsi que des enregistrements ECG synchrones. Cette méthode représente un outil de pointe pour étudier la stimulation des nerfs électriques périphériques et les entrées des organes viscéraux thoraciques, ainsi que leurs interactions au niveau sensoriel primaire.

Imagerie calcique et enregistrement ECG in vivo des ganglions de la racine dorsale thoracique (DRG) pour l’étude de la stimulation des nerfs périphériques

Cet article présente une méthode de surveillance quantitative en temps réel des concentrations d’ions calcium (Ca2+) dans les cellules à l’aide de l’imagerie unicellulaire Ca2+ avec le colorant Fura-2/AM. Cette technique permet un chargement efficace du colorant et un calcul précis des niveaux de Ca2+ grâce aux rapports d’intensité de fluorescence, ce qui en fait une approche simple et rapide pour les applications de recherche.

Imagerie calcique unicellulaire pour l’étude de l’activation des canaux ioniques calciques

Ce protocole décrit l’imagerie calcique GCaMP in vivo de neurones intacts du ganglion du trijumeau (TG). Cette description comprend la chirurgie d’exposition aux TG, l’imagerie par microscopie confocale in vivo des neurones TG, l’application de stimuli somatiques pendant l’imagerie microscopique des neurones TG et l’analyse des données d’imagerie calcique GCaMP in vivo .

In vivo Imagerie calcique d’ensembles neuronaux dans des réseaux de neurones sensoriels primaires dans des ganglions du trijumeau intacts

Découvrez comment la glycation du collagène sensibilise les neurones sensoriels humains à la capsaïcine via l'activation des canaux TRPV1. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes de la douleur et les cibles moléculaires pour traiter les maladies dégénératives liées au vieillissement.

Les produits finaux de glycation avancée sensibilisent les cellules neuronales humaines de type sensoriel à l’afflux de calcium induit par la capsaïcine (Vidéo) | JoVE Journal

Les produits finaux de glycation avancée sensibilisent les cellules neuronales humaines de type sensoriel à l’afflux de calcium induit par la capsaïcine

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