Name: Test de comète pour quantifier les dommages à l’ADN dans les cellules 32D exprimant le mutant FLT3 après une exposition à des inhibiteurs de FLT3 de type I et de type II (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-10-17T13:20:00.000+00:00
Duration: 4 min 36 s
Description: Découvrez le test de comète pour quantifier les dommages à l'ADN dans les cellules 32D mutantes FLT3 exposées aux inhibiteurs de type I et II. Cette méthode aide à optimiser les stratégies thérapeutiques contre la leucémie aiguë myéloïde.

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1. Construction d’un modèle d’atteinte à l’ADN dans des cellules 32D présentant des mutations FLT3-ITD 18
<ol>
	<li>Récupération cellulaire<ol>
		<li>À l’aide d’une pince, transférez rapidement des cellules 32D mutantes FLT3-ITD cryopréservées (stockées à -80 °C). Prélevez les cryoflacons à l’aide d’une pince et plongez-les immédiatement dans un bain-marie à température régulée (37 °C ± 0,5 °C) pendant précisément 60 s pour terminer la décongélation contrôlée. REMARQUE : Pendant la décongélation, secouez par intermittence les cryoflacons dans le bain-marie pour assurer un chauffage uniforme.</li>
		<li>Centrifuger les échantillons cryoconservés à 150 × g pendant 5 min à 25 °C ± 1 °C. Aspirer soigneusement le surnageant à l’aide de pipettes sérologiques stériles tout en conservant la pastille cellulaire.</li>
		<li>Ajouter 1 mL de milieu de croissance complet (RPMI 1640 + 10 % de sérum de veau fœtal + 1 % de pénicilline/streptomycine) dans le tube de cryoconservation. Effectuez une trituration douce à travers 10 cycles de pipetage séquentiels (volume de 1 ml) pour assurer une remise en suspension complète. Transférez la suspension cellulaire dans une boîte de culture cellulaire de 100 mm et ajoutez 7 ml de milieu complet pour obtenir un volume final de 8 ml.</li>
		<li>Agitez doucement le récipient de culture avec cinq mouvements horizontaux et cinq mouvements de rotation. Maintenir les cellules dans un incubateur humidifié à 37,0 °C ± 0,2 °C avec 5 % de CO2 et 95 % d’humidité. Incuber pendant 24 h avant le traitement expérimental.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Évaluation de la viabilité cellulaire<ol>
		<li>Sélectionnez des cellules 32D mutantes FLT3-ITD dans la phase de croissance logarithmique avec un bon état cellulaire pour l’expérience. REMARQUE : Les cellules en phase de croissance logarithmique ont généralement un cycle de division court et une fréquence élevée de division cellulaire.<ol>
			<li>Observez la morphologie et l’état de croissance des cellules 32D mutées FLT3-ITD à l’aide d’un microscope électronique. Assurez-vous que les critères de seuils de prolifération cellulaire sont respectés : recherchez des cellules qui se présentent sous la forme d’un seul globule avec des bords lisses, une dispersion uniforme, peu d’agrégats, une taille cellulaire uniforme, une intégrité intacte de la membrane plasmique et des débris cellulaires &lt; 5 %.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Utilisez un compteur de cellules pour déterminer la concentration de la suspension cellulaire. REMARQUE : Mélanger les suspensions cellulaires (10 cycles de pipetage séquentiels à l’aide d’embouts stériles de 1 mL à une vitesse maximale de 50 %).</li>
		<li>Standardiser la suspension cellulaire à 2,0 × 105 cellules/mL dans un milieu de croissance complet en utilisant une dilution itérative. À l’aide d’une pipette, verser des aliquotes de 50 μL dans les puits centraux (B2-G7) d’une plaque à fond plat de 96 puits. Remplissez les puits périphériques (A1-H12) avec 100 μL de PBS stérile pour maintenir l’humidité et minimiser les effets d’évaporation des bords.</li>
		<li>Préparation d’un milieu contenant un inhibiteur de FLT3 : Sélectionnez neuf puits dans une plaque de culture cellulaire de 12 puits et étiquetez-les selon l’échelle de concentration de l’inhibiteur de FLT3 (0, 3,90625, 7,8125, 15,625, 31,25, 62,5, 125, 250, 500 et 1000 nM). Ajouter 400 μL de milieu complet dans les puits étiquetés 10,0 μM et 200 μL de milieu complet dans les puits restants.<ol>
			<li>Dilution du giltéritinib : Ajouter 4 μL de réactif de giltéritinib à 100 μM (giltéritinib dans le sulfoxyde de diméthyle) dans chacun des puits marqués à 1000 nM à l’aide d’un pistolet à pipette et bien mélanger la solution. Pipeter 200 μL de giltéritinib 1000 nM dans les puits étiquetés 500 nM et mélanger ; puis pipeter 200 μL de giltéritinib 500 nM dans les puits étiquetés 250 nM et mélanger. À chaque fois, prélever 200 μL de la dilution précédente dans le puits suivant et mélanger pour obtenir la concentration désirée.</li>
			<li>Dilution de l’AC220 : Ajouter 4 μL de réactif AC220 100 μM (AC220 dans le sulfoxyde de diméthyle) dans chacun des puits marqués 1000 nM à l’aide d’un pistolet à pipette. Suivez l’étape 1.2.4.1 pour les autres puits. REMARQUE : Assurez-vous que la solution mère de l’inhibiteur de FLT3 dans la pipette est complètement transférée dans les puits pour éviter la solution résiduelle. Assurez-vous que la solution est bien mélangée avant de procéder à la dilution.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Incubation : Distribuer un milieu contenant un inhibiteur de FLT3 dans des puits désignés (50 μL/puits) à l’aide d’une pipette. Maintenir la plaque à 96 puits dans des conditions de culture physiologiques (37,0 °C ± 0,2 °C, 5 % de CO2, 95 % d’humidité) pendant précisément 72 h ± 15 min.</li>
		<li>Aliquote 10 μL de réactif CCK-8 dans tous les puits expérimentaux et de contrôle à blanc à l’aide d’une pipette. Protégez la plaque de la lumière et incuberez-la dans des conditions normoxiques (37 °C, 5 % CO2) pendant 2,0 H ± 10 min. REMARQUE : Distribuez le réactif à faible vitesse de pipette avec une profondeur d’immersion de la pointe de 2 mm pour minimiser la formation de bulles. Évitez les bulles d’air lors de l’ajout d’échantillons pour éviter d’interférer avec les lectures de diamètre extérieur.</li>
		<li>Retirez la plaque à 96 puits de l’incubateur et mesurez l’absorbance à 450 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques. Enregistrez les résultats.</li>
		<li>Calculez le % d’inhibition selon la formule de calcul IC50 : Inhibition ( %) = <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68469/68469eq1.jpg" style="margin: auto;"> × 100 % Le puits expérimental du médicament désigne les puits cellulaires traités avec le médicament. Le puits de contrôle cellulaire désigne les puits cellulaires qui n’ont pas été traités avec le médicament. Les puits de contrôle vides indiquent uniquement le milieu sans cellules.</li>
		<li>Analysez les données dose-réponse normalisées par régression non linéaire, à l’aide d’un modèle logistique à quatre paramètres. Cliquez sur le bouton Ajuster la courbe pour l’ajustement de la courbe. Dérivez la concentration inhibitrice demi-maximale (CI50) à partir de la convergence du modèle (R2 &gt; 0,98, somme résiduelle des carrés &lt; 0,15) et calculez les intervalles de confiance à 95 % par rééchantillonnage bootstrap de 1000 itérations.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Expérience d’endommagement de l’ADN de cellules 32D avec mutation FLT3-ITD induite par un inhibiteur de FLT3<ol>
		<li>Sélectionnez des cellules 32D mutantes FLT3-ITD présentant une poussée de croissance (temps de doublement de la population &lt; 24 h) pour l’évaluation des dommages à l’ADN.</li>
		<li>Comptez les cellules (voir l’étape 1.2.2 pour plus de détails).</li>
		<li>Ensemencement cellulaire : Ajuster la densité de la suspension cellulaire à 1 × 106 cellules par boîte, à l’aide d’une boîte de 6 cm de diamètre et de 4 mL de suspension cellulaire par boîte.</li>
		<li>Préparez trois répétitions pour chaque concentration d’inhibiteur : 55 nM giltéritinib : 4 ml de milieu + 2,2 μL de 100 μM de stock, 0,15 nM AC220 : 4 mL de milieu + 6 μL de 100 nM de stock. Mélangez les solutions au vortex et équilibrez-les à 37 °C pendant 15 min ; Secouez doucement les tubes pour assurer un mélange adéquat. Aspirer le milieu d’origine et le remplacer par 4 mL/boîte de milieu contenant un inhibiteur fraîchement préparé à l’aide de pipettes sérologiques stériles.</li>
		<li>Incuber les cellules traitées dans des conditions physiologiques (37 °C, 5 % CO2, 95 % d’humidité) pendant des intervalles définis (0, 2, 4, 6 H). Traitez immédiatement les contrôles à temps zéro pour l’évaluation de base des dommages à l’ADN.</li>
		<li>Essai d’exclusion au bleu de trypan<ol>
			<li>Centrifuger les cellules collectées à 150 × g pendant 1 min. Jeter le surnageant et remettre les cellules en suspension avec 1 mL de milieu de culture.</li>
			<li>Pipeter 100 μL de cellules remises en suspension dans un tube à centrifuger en plastique, ajouter 100 μL de colorant bleu trypan (2x), mélanger doucement et colorer pendant 3 min.</li>
			<li>Comptez les cellules (voir l’étape 1.2.2 pour plus de détails).</li>
			<li>Calculez la viabilité cellulaire comme suit : % de survie cellulaire = <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/68469/68469eq2.jpg" style="margin: auto;"> × 100 % REMARQUE : Seuls les échantillons présentant une viabilité ≥90 % ont été traités pour le test des comètes.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Préparation des réactifs et préparation des échantillons cellulaires
<ol>
	<li>Équilibrez la solution de lyse (contenant 2,5 M de NaCl, 100 mM d’EDTA, 10 mM de Tris, pH 10, 1 % de Triton X-100, 10 % de DMSO) à 4 °C ± 0,5 °C pendant 30 min à l’aide d’un réfrigérateur.</li>
	<li>Faites fondre l’agarose à bas point de fusion (LMA) à 95 °C pendant 15 min, puis conservez-la dans un bain-marie à 37 °C pour éviter la solidification.</li>
	<li>Préparez le tampon d’électrophorèse alcaline (300 mM de NaOH, 1 mM d’EDTA, pH &gt;13) en pesant 12 g de NaOH à l’aide d’une balance électronique, en pipetant 2 mL de solution d’EDTA à 500 mM, puis en ajoutant du ddH2Opour obtenir jusqu’à 1 L de tampon.</li>
	<li>Prélèvement cellulaire<ol>
		<li>Recueillir la suspension cellulaire dans un tube à centrifuger de 15 ml. Centrifuger les suspensions cellulaires à 800 × g pendant 5 min. Aspirer les surnageants à l’aide de la filtration sous vide.<ol>
			<li>Remettez doucement les cellules en suspension dans 1 mL de milieu complet à l’aide d’embouts de pipette de 1 mL à large calibre, suivis de 10 inversions verticales.</li>
			<li>Comptez les cellules comme à l’étape 1.2.</li>
			<li>Centrifuger la suspension cellulaire dans un tube à centrifuger de 15 mL à 150 × g pendant 5 min pour éliminer le milieu complet. Remettre en suspension les cellules lavées dans du PBS sans calcium à ~5,0 × 105 cellules/mL.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Procédure d’analyse des comètes
<ol>
	<li>Préparez à l’avance les lames de dosage des comètes et les échantillons de cellules. Préparez un mélange 10:1 (v/v) d’agarose LMA et de suspension cellulaire (5 × 105 cellules/mL) dans des tubes de 1,5 mL à l’aide d’une pipette et mélangez délicatement. Distribuer 55 μL d’aliquotes du mélange d’agarose et de cellules sur des lames de comètes à l’aide d’une pipette tenue à un angle de 45°, en maintenant une distance de 2 mm de la surface de la lame. Placez les lames enrobées du mélange à 4 °C pendant 30 min pour éviter la lumière. REMARQUE : Lors de l’ajout du mélange LMA et cellulaire aux lames de test de comète, distribuez la suspension lentement et uniformément pour éviter la formation de bulles et assurer une distribution homogène du gel.</li>
	<li>Immergez les lames solidifiées dans une solution de lyse prérefroidie (contenant 2,5 M de NaCl, 100 mM d’EDTA, 10 mM de Tris, pH 10, 1 % de Triton X-100, 10 % de DMSO) et effectuez la lyse pendant ≥1 H à 4 °C dans des conditions de protection contre la lumière.</li>
	<li>Après la lyse, retirez la lame du lysat et utilisez un pistolet à pipette pour aspirer autant de liquide que possible autour de la palette. Placez ensuite la lame dans un tampon d’électrophorèse alcaline (300 mM NaOH, 1 mM EDTA, pH &gt;13) et pré-équilibrez pendant 1 h à 4 °C en prenant soin d’éviter la lumière.</li>
	<li>Électrophorèse : Placez les lames dans une chambre d’électrophorèse et ajoutez suffisamment de solution d’électrophorèse alcaline pour immerger les lames. Effectuez une électrophorèse à 24 V (équivalent à 0,74 V/cm) avec un courant constant (300 mA) pendant 30 min à l’aide d’un tampon pré-équilibré (4 °C) pour minimiser les dommages à l’ADN.</li>
	<li>Neutralisation : Après l’électrophorèse, à l’aide d’un pistolet pipette, aspirer la solution d’électrophorèse alcaline de la lame, immerger les lames pendant 2 x 5 min dans du dH2O, puis les immerger dans de l’éthanol à 70 % pendant 5 min. Faites sécher les lames dans un incubateur à 37 °C pendant 15 min.</li>
	<li>Coloration : Appliquer une aliquote de 100 μL de 1x colorant d’acide nucléique YeaRed par puits et incuber pendant 30 min à température ambiante dans des conditions protégées de la lumière. Enlevez l’excès de tache par un rinçage aqueux doux suivi d’un séchage thermique à 37 °C.</li>
	<li>Imagerie : Effectuez la visualisation de la fluorescence à l’aide d’un microscope à fluorescence équipé d’un objectif 4x, avec acquisition d’images numériques réalisée dans des conditions d’exposition standardisées.</li>
</ol>
4. Traitement des données
<ol>
	<li>Effectuez une analyse quantitative d’images pour déterminer les paramètres standard de la comète, notamment l’ADN de la queue ( %), le moment de la queue d’olive et la longueur de la queue (μm).<ol>
		<li>Ouvrez l’interface du logiciel (Figure 5).</li>
		<li>Importez une image dans le logiciel, cliquez sur Fichier, puis sur Sélectionner un fichier pour importer l’image que vous souhaitez analyser dans le logiciel. Ensuite, maintenez le bouton de la souris enfoncé et faites-le glisser jusqu’à ce qu’une boîte bleue apparaisse. Faites glisser la boîte bleue pour vous assurer que la cellule que vous souhaitez analyser est enfermée dans la zone. L’option Ajuster de la figure permet d’ajuster la position du cadre afin d’inclure la cellule entière (Figure 5).</li>
		<li>Avant de commencer l’analyse, cliquez sur Démarrer, puis sur Analyser. Les résultats de l’analyse de cellule unique seront affichés sur le côté droit sous « Profils ». Après avoir analysé chaque cellule, cliquez sur Enregistrer. Les paramètres qui peuvent être détectés sont affichés sur le côté droit de « Profils », et les valeurs numériques des différents paramètres sont affichées en bas. Enfin, cliquez sur Fichier | Exporter les résultats. Les résultats obtenus incluent HeadArea, TailArea, HeadDNA, TailDNA, HeadDNA %, TailDNA %, HeadRadius, TailLength, CometLength, HeadMeanX, TailMeanX, TailMoment et OliveTailMoment.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Swaminathan, M., Wang, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+therapies+for+AML%3A+A+round-up+for+clinicians%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Rev+Clin+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Novel therapies for AML: A round-up for clinicians.</a> Expert Rev Clin Pharmacol. 13 (12), 1389-1400 (2020).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>0,5 M EDTA</td><td>Beyotime</td><td>ST066</td><td></td></tr><tr><td>1x colorant d’acide nucléique YeaRed</td><td>Oui</td><td>10202ES</td><td></td></tr><tr><td>CELLULE 32D</td><td>Cobioer</td><td>CBP60995</td><td></td></tr><tr><td>AC220</td><td>TargetMol</td><td>Réf. T2066</td><td></td></tr><tr><td>Kit de comptage cellulaire-8</td><td>Dojindo</td><td>CK04</td><td></td></tr><tr><td>Plaque de comptage cellulaire</td><td>QiuJing</td><td>XB-K-25</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur CO2</td><td>Thermo</td><td>51032872</td><td></td></tr><tr><td>Projet de logiciel d’analyse des comètes (CASP)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kit d’analyse des comètes&nbsp ;</td><td>Trévigen</td><td>Référence 4250-050-K</td><td></td></tr><tr><td>Cytation 5</td><td>BioTek</td><td>16280004</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>PAN</td><td>Référence ST30-3302</td><td></td></tr><tr><td>Le giltéritinib</td><td>TargetMol</td><td>Réf. T4409</td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism 9.0</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse à grande vitesse</td><td>Thermo</td><td>&nbsp ; 9AQ2861</td><td></td></tr><tr><td>L-1000XLS+ Pipettes</td><td>Rainin</td><td>17014382</td><td></td></tr><tr><td>L-20XLS+ Pipettes</td><td>Rainin</td><td>17014392</td><td></td></tr><tr><td>réservoir d’azote liquide</td><td>Mvecryoge</td><td>YDS-175-216</td><td></td></tr><tr><td>Photomètre sur microplaques Multiskan FC</td><td>Thermo</td><td>1410101</td><td></td></tr><tr><td>Na2OH</td><td>DAMAO</td><td>1588</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Solarbio</td><td>Réf. P1020</td><td></td></tr><tr><td>Solution de pénicilline-streptomycine, 100x</td><td>Beyotime</td><td>Réf. C0222</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 moyen</td><td>Gibco</td><td>C22400500BT</td><td></td></tr><tr><td>Microscope trinoculaire à cellules vivantes</td><td>Motique</td><td>1.1001E+12</td><td></td></tr><tr><td>Congélateur à ultra-basse température</td><td>Haire</td><td>V118574</td><td></td></tr></tbody></table>

test de comète pour quantifier les dommages à l’adn dans les cellules 32d exprimant le mutant flt3 après une exposition à des inhibiteurs de flt3 de type i et de type ii

Comet Assay to Quantify DNA Damage in FLT3 Mutant-expressing 32D Cells after Exposure to Type I and Type II FLT3 Inhibitors

Le test des comètes a été systématiquement utilisé pour quantifier les profils différentiels de dommages à l’ADN induits par le giltéritinib et l’AC220 dans les lignées cellulaires mutantes FLT3. Les analyses ont montré que la différence dans les dommages à l’ADN entre les populations cellulaires non traitées par le giltéritinib et l’AC220 n’était pas statistiquement significative (P &gt; 0,05). Les augmentations dose-dépendantes des valeurs de l’ADN de la queue ( %) et de la queue du moment olive (OMT) ont atteint une s...

Test de comète pour quantifier les dommages à l’ADN dans les cellules 32D exprimant le mutant FLT3 après une exposition à des inhibiteurs de FLT3 de type I et de type II

FMS-like tyrosine kinase 3 (FLT3), a class III receptor tyrosine kinase, exhibits a mutation frequency of approximately 30% in acute myeloid leukemia ...

comet-assay-to-quantify-dna-damage-flt3-mutant-expressing-32d-cells

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La vidéo montre le test de comète pour détecter les dommages à l’ADN après une exposition à des agents nocifs. Dans des conditions alcalines, l’ADN se déroule et se dénature, et lors de l’électrophorèse, l’ADN intact et endommagé migre différemment dans le gel d’agarose, formant une structure en forme de comète. L’ADN non endommagé qui migre lentement forme la tête de comète circulaire, tandis que les fragments d’ADN endommagés qui migrent rapidement forment la queue de comète allongée.

Dosage des comètes pour la détection des dommages à l’ADN dans les cellules

Le test des comètes est un moyen efficace de détection de ruptures simple et double brin, y compris alcali-labiles sites et DNA-DNA/DNA-protein liens croisés sur l'ADN dans toutes les cellules, y compris les neurones hippocampiques. La méthode tire parti de la migration différentielle de l'ADN dans un champ électrique dû à des différences de quantité de dommages de l'ADN.

Le dosage de dommages de l&#39;ADN dans les neurones hippocampiques Utilisation de l&#39;essai de comète

Nous décrivons ici une plate-forme qui permet la détection de test des comètes de dommages à l'ADN avec un débit sans précédent. Les motifs de dispositif de cellules de mammifères dans une puce et permet le traitement parallèle de 96 échantillons. L'approche facilite l'analyse des lésions de l'ADN au niveau de base, les dommages à l'ADN induits exposition et réparation de l'ADN cinétique.

CometChip: Une plate-forme à haut débit de 96 puits pour la mesure de dommages de l&#39;ADN dans les cellules humaines Microarrayed

Le test des comètes est une méthode efficace pour détecter les lésions de l’ADN dont l’ADN simple et double-brin se brise. Nous décrivons la comète neutres et alcalins des essais pour mesurer les lésions de l’ADN dans les cellules cancéreuses pour évaluer les effets thérapeutiques de la chimiothérapie.

Évaluation In Vitro dommages à l’ADN à l’aide du test des comètes

Ce protocole décrit plusieurs procédures pour la préparation d’échantillons de tissus congelés de haute qualité au moment de l’autopsie pour une utilisation dans l’essai de la comète pour évaluer les dommages à l’ADN : 1) tissu haché, 2) cellules épithéliales grattées du tractus gastro-intestinal, et 3) tissu en cubes d’échantillons, nécessitant l’homogénéisation à l’aide d’un dispositif de mincing tissulaire.

Utilisation de tissus congelés dans l’analyse de la comète pour l’évaluation des dommages à l’ADN

Le test de comète est un moyen populaire de détecter les dommages à l’ADN. Cette étude décrit une approche pour exécuter des glissements dans des variantes représentatives du test de la comète. Cette approche a considérablement augmenté le nombre d’échantillons tout en réduisant la durée d’exécution des essais, le nombre de manipulations de lames et le risque d’endommagement des gels.

Une approche de dosage de comète à haut débit pour évaluer les dommages à l’ADN cellulaire

Type de l'hypersensibilité retardée (DTH) est une réaction inflammatoire médiée par CCR7-lymphocytes T effecteurs mémoire. Ici nous démontrons comment provoquer SRD actifs chez le rat Lewis et de surveiller la réponse inflammatoire.

L&#39;induction et le suivi des actifs d&#39;hypersensibilité de type retardé (DTH) chez les rats

Les cellules T régulatrices: un potentiel thérapeutique pour traiter le rejet de greffe et de diabète de type I

Type de l'hypersensibilité retardée (DTH) est une réaction inflammatoire médiée par CCR7-effectrices T mémoire (TEM) des lymphocytes. Ici nous démontrons comment activer les cellules spécifiques de l'antigène TEM, induisent SRD adoptifs chez le rat Lewis et de surveiller la réponse inflammatoire.

L&#39;induction et la surveillance des parents adoptifs hypersensibilité de type retardé chez les rats

Un protocole détaillé est décrit pour l'imagerie en temps réel la formation de complexes de réparation de...

Mismatch repair imagerie et les réponses cellulaires aux dommages de l&#39;ADN dans<emBacillus subtilis></em

Découvrez le test de comète pour quantifier les dommages à l'ADN dans les cellules 32D mutantes FLT3 exposées aux inhibiteurs de type I et II. Cette méthode aide à optimiser les stratégies thérapeutiques contre la leucémie aiguë myéloïde.

Test de comète pour quantifier les dommages à l’ADN dans les cellules 32D exprimant le mutant FLT3 après une exposition à des inhibiteurs de FLT3 de type I et de type II (Vidéo) | JoVE Journal

Test de comète pour quantifier les dommages à l’ADN dans les cellules 32D exprimant le mutant FLT3 après une exposition à des inhibiteurs de FLT3 de type I et de type II

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