Etude comparative sur la teneur en polysaccharides et l’activité antioxydante d’Hippophae rhamnoides subsp. sinensis et d’Hippophae gyantsensis

Cette étude compare la teneur en polysaccharides et l’activité antioxydante entre Hippophae rhamnoides sub. sinensis et Hippophae gyantsensis afin d’élucider leurs différences. L’étude est méthodologiquement solide et comble une lacune dans la littérature concernant les différences spécifiques aux espèces dans les caractéristiques des polysaccharides.

Les résultats de cette étude sont importants pour l’évaluation de la qualité et les applications pharmaceutiques potentielles. Pour commencer, transférez cinq grammes de poudre d’échantillon d’argousier dans une fiole à fond rond de 250 millilitres. Ajoutez ensuite 50 millilitres d’éthanol anhydre et faites-le tremper à température ambiante de 25 degrés Celsius pendant 24 heures.

Le lendemain, filtrez la poudre d’échantillon trempée à l’aide d’un entonnoir Buchner pour obtenir le résidu de filtre. Lavez les résidus de filtre trois fois avec 50 millilitres d’eau déminéralisée. Maintenant, transférez les résidus de filtre dégraissés dans une fiole à fond rond séchée de 250 millilitres.

Ajoutez 150 millilitres d’eau déminéralisée à un rapport solide/liquide de un à 30 grammes par millilitre. Effectuez deux fois l’extraction par reflux dans un bain-marie à 80 degrés Celsius pendant deux heures. Concentrez ensuite l’extrait à l’aide d’un évaporateur rotatif.

Conservez la solution concentrée dans un réfrigérateur à quatre degrés Celsius pour une utilisation ultérieure. Ensuite, ajoutez le réactif Sevag à la solution de polysaccharide brut dans un rapport de un à quatre volumes et placez-le sur un agitateur magnétique. Transférez ensuite le mélange dans un tube à centrifuger de 50 millilitres.

Centrifuger la suspension à 4 000 g pendant 15 minutes et recueillir le surnageant. Pour concentrer l’extrait de polysaccharides après l’élimination des protéines, ajoutez de l’éthanol anhydre dans un rapport de volume de un à trois pour précipiter les polysaccharides. Placez le mélange à quatre degrés Celsius pendant la nuit.

Le lendemain, retirez la couche supérieure d’éthanol. Transférez le mélange dans un tube à centrifuger de 50 millilitres et centrifugez comme précédemment. Lyophiliser le précipité pour obtenir des polysaccharides totaux.

Transvasez trois grammes de phénol dans une fiole jaugée brune. Ajouter 50 millilitres d’eau déminéralisée pour dissoudre le phénol. Agitez jusqu’à ce qu’ils soient homogènes, puis étiquetez et conservez le ballon pour une utilisation ultérieure.

Ensuite, transférez 10 milligrammes de glucose anhydre dans une fiole jaugée de 10 millilitres. Ajoutez de l’eau déminéralisée et secouez bien le mélange. Étiquetez ensuite la fiole.

Pour la préparation de la solution de l’échantillon d’essai, peser cinq milligrammes de polysaccharides d’argousier lyophilisés dans des fioles jaugées. Ajouter de l’eau déminéralisée pour amener chacun à un volume final de 50 millilitres. Sonicez chaque mélange pendant 20 minutes jusqu’à ce qu’il soit complètement dissous.

Diluez la solution standard de glucose avec de l’eau désionisée à 0,1 milligramme par millilitre. Ensuite, à l’aide d’une micropipette, transférez 200, 300, 400, 500, 600 et 700 microlitres dans six tubes à essai propres. Ajoutez de l’eau pure pour porter chacun à un volume total d’un millilitre, et mélangez doucement chaque solution pour assurer une dilution uniforme.

Ajoutez un millilitre de solution de phénol à 6 % et cinq millilitres d’acide sulfurique dans chaque tube à essai et mélangez bien. Transférez les échantillons dans des cuvettes. Utilisez de l’eau pure comme blanc et mesurez l’absorbance à 490 nanomètres avec un spectrophotomètre UV-visible en trois répétitions.

Pour l’essai de précision, préparez la solution d’essai. Effectuer la colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique. Déterminez l’absorbance et répétez l’opération six fois pour calculer l’écart-type relatif.

Pour l’essai de stabilité, préparez la solution d’essai. Effectuer une colorimétrie à zéro, deux, quatre, six, huit et 10 heures après la préparation. Déterminez l’absorbance aux points temporels susmentionnés pour calculer l’écart-type relatif.

Pour le test de répétabilité, préparez six répétitions parallèles de l’échantillon. Effectuer la colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique et déterminer l’absorbance en suivant la procédure établie. Pour effectuer le test de récupération, préparez neuf répétitions parallèles de la solution de test.

Ajouter des volumes de référence équivalents à 80, 100 et 120 % de la teneur totale en polysaccharides. Effectuez ensuite une colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique. Pour déterminer le contenu, préparez l’exemple de solution.

Effectuer la colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique selon la méthode établie. Déterminez ensuite l’absorbance. Pesez 2,7 milligrammes de DPPH dans une fiole jaugée vide de 50 millilitres.

Ajoutez 50 millilitres d’éthanol anhydre pour dissoudre le DPPH et préparez une solution mère. Ensuite, dissolvez cinq milligrammes de vitamine C dans 10 millilitres d’eau déminéralisée pour préparer une solution de 0,5 milligramme par millilitre. Diluez cette solution successivement pour préparer des solutions d’essai de vitamine C.

Dissoudre maintenant cinq milligrammes de chaque échantillon de polysaccharide d’argousier dans 10 millilitres d’eau désionisée pour préparer une solution de 0,5 milligramme par millilitre. Diluer successivement ces solutions pour obtenir les concentrations d’essai. En utilisant la solution DPPH comme substrat, préparez les groupes d’essai dans une plaque à 96 puits.

Ajouter 150 microlitres d’eau et 50 microlitres de DPPH pour le groupe témoin négatif, A0. Ajouter 150 microlitres de l’échantillon ou de la solution de vitamine C et 50 microlitres de DPPH pour le groupe d’échantillons A1. Pour le groupe témoin A2, ajoutez 150 microlitres d’échantillon et 50 microlitres d’éthanol anhydre. Laissez la réaction se dérouler dans l’obscurité pendant 30 minutes. Mesurez ensuite l’absorbance à 517 nanomètres.

La courbe standard du glucose a montré une forte relation linéaire entre l’absorbance et la concentration dans la plage de 0,02 à 0,07 milligramme par millilitre. Le rendement moyen en polysaccharides d’Hippophae gyantsensis était significativement plus élevé que celui d’Hippophae rhamnoides sous-espèce sinensis. Le test de précision a démontré une variation minimale de l’absorbance sur six mesures, et une RSD de 0,21 %, indiquant une haute précision de l’instrument.

Le test de stabilité a montré que les valeurs d’absorbance sont restées constantes sur une période de 10 heures, avec une valeur RSD de 0,45 % confirmant la stabilité de la solution de l’échantillon. Le test de répétabilité a produit des valeurs d’absorbance cohérentes sur six répétitions, avec une RSD de 0,5 % validant la répétabilité de la méthode. L’expérience de récupération de la teneur en glucose a donné un taux de récupération moyen de 99,18 %, confirmant la précision de la méthode.

La teneur moyenne en polysaccharides d’Hippophae rhamnoides sous-espèce sinensis était significativement plus élevée que celle d’Hippophae gyantsensis. Hippophae gyantsensis a montré une activité antioxydante légèrement plus élevée que celle d’Hippophae rhamnoides sous-espèce sinensis à toutes les concentrations testées. À 0,5 milligramme par millilitre, le taux de clairance de la DPPH d’Hippophae gyantsensis a atteint 81,93 %, tandis que celui d’Hippophae rhamnoides sous-espèce sinensis a atteint 75,17 %