Name: Modèle murin de transition d’une maladie rénale aiguë à chronique induite par une ischémie rénale/lésion de reperfusion (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-02-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 2 s
Description: Découvrez un modèle murin robuste pour étudier la transition de l'insuffisance rénale aiguë vers la maladie rénale chronique par ischémie-reperfusion. Cette approche chirurgicale dorsale combine l'IRI unilatérale avec une néphrectomie contralatérale différée.

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<li>Scarfe, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measures+of+kidney+function+by+minimally+invasive+techniques+correlate+with+histological+glomerular+damage+in+SCID+mice+with+adriamycin-induced+nephropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Measures of kidney function by minimally invasive techniques correlate with histological glomerular damage in SCID mice with adriamycin-induced nephropathy.</a> Sci Rep. 5, 13601(2015).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Filtre à gaz d’anesthésie</td><td>A.M. Bickford & nbsp ;</td><td>F-AIR</td><td></td></tr><tr><td>Chambre d’induction d’anesthésie, chauffage</td><td>Produits du laboratoire AIMS</td><td>WCS8</td><td></td></tr><tr><td>Tube de collecte de sang</td><td>BD Microtainer</td><td>365967</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol</td><td>Laboratoires de décontamination</td><td>2701</td><td></td></tr><tr><td>Ethiqa XR (buprénorphine à libération prolongée)</td><td>Santé animale Fidelis</td><td>NDC 86084-100-30</td><td></td></tr><tr><td>Pommade oculaire</td><td>AKORN</td><td>NDC 17478-062-35</td><td></td></tr><tr><td>Compresses en gaze, stériles & nbsp ;</td><td>Dynarex</td><td>3353</td><td></td></tr><tr><td>Tondeuse à cheveux pour petits animaux</td><td>WAHL</td><td>CLP-9868</td><td></td></tr><tr><td>Lampe chauffante, infrarouge</td><td>Physitemp Instruments</td><td>HL-1</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à chaleur pour la circulation de l’eau chaude</td><td>BrainTree Scientific</td><td>HTP-1500</td><td></td></tr><tr><td>Système de chaleur/anesthésie pour petits animaux, Versaflex&nbsp ;</td><td>BrainTree Scientific</td><td>EZ-7150</td><td></td></tr><tr><td>Rideaux chirurgicaux rétenants de chaleur</td><td>Braintree Scientific</td><td>SPDR-MPS</td><td></td></tr><tr><td>Stérilisateur à billes chaudes</td><td>Simon Keller</td><td>Steri 250</td><td></td></tr><tr><td>Solution d’isoflurane</td><td>Covetrus</td><td>29405</td><td></td></tr><tr><td>Application de clip de ligature</td><td>BEURK</td><td>533140</td><td></td></tr><tr><td>Ligature des clips</td><td>BEURK</td><td>533837</td><td></td></tr><tr><td>Microsonde pour la température rectale &nbsp ;</td><td>Physitemp</td><td>RET-3</td><td></td></tr><tr><td>Thermomètre à microsonde</td><td>Physitemp</td><td>BAT-12</td><td></td></tr><tr><td>Microscope, optique</td><td>Leica</td><td>DM2500</td><td></td></tr><tr><td>Microscope, scanner à curseur</td><td>Leica</td><td>Scanner de diapositives Aperio CS2</td><td></td></tr><tr><td>Souris (FVB/NJ)</td><td>Laboratoire Jackson</td><td>001800</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille (23G)</td><td>BD</td><td>305145</td><td></td></tr><tr><td>Povidone iode swabsticks&nbsp ;</td><td>Dynarex</td><td>1201</td><td></td></tr><tr><td>Lames de scalpel</td><td>Outils scientifiques finement</td><td>10020-00</td><td></td></tr><tr><td>Poignée de scalpel</td><td>Outils scientifiques finement</td><td>10060-13</td><td></td></tr><tr><td>Pinces chirurgicales, non dentelées</td><td>Instrument chirurgical Roboz</td><td>RS-5228</td><td></td></tr><tr><td>Pinces chirurgicales, dentelées</td><td>Outils scientifiques finement</td><td>11051-10</td><td></td></tr><tr><td>Pinces chirurgicales, dentées</td><td>Outils scientifiques finement</td><td>11019-12</td><td></td></tr><tr><td>Gants chirurgicaux</td><td>CTI</td><td>SPGF750</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux séparateurs de tissu chirurgical</td><td>Outils scientifiques finement</td><td>14072-10</td><td></td></tr><tr><td>Suture, acide polyglycolique (PGA)/absorbable&nbsp ; (5-0)</td><td>Dynarex</td><td>9131</td><td></td></tr><tr><td>Suture, soie (4-0)</td><td>Oasis</td><td>MV-683-V</td><td></td></tr><tr><td>Seringue (3 ml)</td><td>BD</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>Rideaux serviettes, stériles & nbsp ;</td><td>Dynarex</td><td>4410</td><td></td></tr><tr><td>Pince vasculaire en application de pinces</td><td>Outils scientifiques finement</td><td>15057-14</td><td></td></tr><tr><td>Pince vasculaire, non traumatique & nbsp ;</td><td>Outils scientifiques fins&nbsp ;</td><td>18055-03</td><td></td></tr><tr><td>Applicateur de clip de plaisir</td><td>Outils scientifiques finement</td><td>12020-09</td><td></td></tr><tr><td>Clips de plaie</td><td>Outils scientifiques finement</td><td>12022-09</td><td></td></tr></tbody></table>

modèle murin de transition d’une maladie rénale aiguë à chronique induite par une ischémie rénale/lésion de reperfusion

Mouse Model of Acute to Chronic Kidney Disease Transition Induced by Renal Ischemia/Reperfusion Injury

Modèle murin de transition d’une maladie rénale aiguë à chronique induite par une ischémie rénale/lésion de reperfusion

Surgical transient occlusion of the renal pedicle induces renal ischemia&#8211;reperfusion injury (IRI), a widely used model for studying acute kidney ...

Nos recherches portent sur la lésion ischémie-rénale à réperfusion, ou IRI, en examinant comment elle favorise le développement et la progression des maladies rénales chroniques. Nous utilisons un modèle ischémique de la MRC chez la souris induisant une IRI rénale unilatérale, suivie d’une néphrectomie controlatérale retardée pour étudier la progression de la maladie. Pour commencer, autoclave de tous les instruments chirurgicaux avant utilisation.Lors d’opérations sur plusieurs animaux, retirez le sang et les débris des instruments entre les procédures, puis stérilisez-les pendant 10 à 15 secondes à l’aide d’un stérilisateur à billes chaudes. Installez une bouillotte à circulation d’eau sur la table chirurgicale et placez une lampe infrarouge au-dessus du champ opératoire. Transférez une souris anesthésiée sur le coussinet chirurgical chauffant.Administrez de la buprénorphine à libération prolongée à 3,25 milligrammes par kilogramme par voie sous-cutanée sous forme d’analgésie. Placez la souris en position couchée et fixez les membres avec du ruban adhésif pour minimiser les mouvements. Ensuite, retirez la fourrure du site opératoire.Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux pour éviter la sécheresse pendant la procédure. Insérez une sonde rectale, fixez-la avec du ruban adhésif, puis connectez-la à un thermomètre pour une surveillance continue. Désinfectez la zone chirurgicale en alternant trois séances de povidone/iode à 10 % et d’éthanol à 70 %.Puis couvrez la zone avec un drapeau stérile. Réaliser une incision cutanée médiane de trois à quatre centimètres couvrant le niveau des reins et séparer la peau des couches sous-cutanées. Insérez doucement un doigt stérile ganté entre la paroi abdominale et la table chirurgicale, puis glissez le long de la paroi abdominale pour pousser le rein vers le dos jusqu’à ce qu’il devienne visible à travers le tissu sous-cutané.Au niveau où le rein est visualisé, environ un centimètre latéral à la colonne vertébrale du côté gauche, effectuer une incision musculaire longitudinale de 1 à 1,5 centimètre. Ensuite, extérioriser doucement le rein par l’incision dorsale. Si une fine membrane gêne l’accès, disséquez-la sans détour.Lors de la stabilisation du rein avec des pinces non dentelées, disséquez de manière directe la graisse périhilaire et le tissu conjonctif autour du pédicule rénal supérieur et inférieur afin de créer un canal permettant la pose de la pince vasculaire. Confirmez que la température corporelle centrale se situe entre 36,8 et 37,2 degrés Celsius. Ensuite, appliquez une pince vasculaire non traumatique à travers l’artère rénale et la veine en un faisceau.Tirez la peau pour recouvrir le rein afin de le maintenir proche de la température corporelle centrale. Maintenez la température corporelle centrale entre 36,8 et 37,2 degrés Celsius en ajustant la pompe à chaleur et la lampe infrarouge selon les besoins. Après 30 minutes d’ischémie, retirez la serre vasculaire.Après avoir retiré la pince, confirmez la réperfusion réussie et réintroduisez le rein dans la cavité abdominale à l’aide d’un coton-tige. Fermez la couche musculaire avec des points de suture absorbables 5-0 et fermez la peau avec des clips pour plaie. Laissez la souris récupérer dans une cage propre après l’arrêt de l’anesthésie.Effectuer une néphrectomie controlatérale un jour avant le prélèvement tissulaire, soit 27 ou 41 jours après une lésion ischémie-reperfusion. Après avoir préparé l’animal à la chirurgie comme démontré précédemment, réalisez une incision cutanée dorsale et sous-cutanée pour exposer le rein droit. Créez une incision musculaire longitudinale de 1 à 1,5 centimètre, d’environ un centimètre latéral à la colonne vertébrale du côté droit.En tenant le rein avec des pinces non dentelées, disséquez brutalement la graisse périhilaire et le tissu conjonctif pour exposer le pédicule rénal. Séparez soigneusement la glande surrénale du rein tout en laissant la glande surrénale intacte. Ensuite, ligature sur le pédicule rénal avec une petite pince de ligature et des points de suture en soie 4-0.Transectez les vaisseaux du côté rénal. Ensuite, on coupe l’uretère et on retire le rein. Fermez l’incision en suturant le muscle et en clipsant la peau.Des images à faible grossissement des sections complètes rénales colorées trichrome de Masson ont révélé une atrophie rénale progressive à 28 et 42 jours après une lésion ischémie-rénale par réperfusion. De plus, la coloration trichrome de Masson a montré une fibrose interstitielle étendue du cortex et de la moelle moelle à 28 et 42 jours après la lésion ischémie-rénale par réperfusion. Les niveaux sériques d’azote d’urée et de créatinine sérique étaient significativement élevés à 28 et 42 jours après la blessure.L’expression des gènes marqueurs de la MRC Acta 2 et Col1a1 a été significativement augmentée aux jours 28 et 42 après la blessure. Ce protocole permet aux chercheurs d’évaluer les résultats de la chirurgie rénale, démontrant des taux de survie élevés et une meilleure reproductibilité grâce à une approche chirurgicale dorsale. Un défi majeur en néphrologie est l’absence de thérapies établies capables de prévenir ou d’arrêter la progression de la lésion rénale aiguë à la maladie rénale chronique.De futures études pourront utiliser ce modèle ischémique de MRC pour évaluer de nouveaux traitements thérapeutiques et étudier la fonction génique à l’aide de souris knockout ciblées.

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Médecine

Un modèle puissant pour les soins de blessures liées périopératoires et critiques rénale aiguë est présenté. En utilisant une hypoperfusion corps induites par arrêt cardiaque, il est possible à près de répliquer les modifications histologiques et fonctionnelles des cliniques AKI.

Normothermique arrêt cardiaque et la réanimation cardiorespiratoire: un modèle murin de l&#39;ischémie-reperfusion

Nous décrivons les modèles de lésions rénales ischémie-reperfusion induite modérée et sévère dans laquelle les souris subissent unilatérale pédicule rénal serrage suivie par néphrectomie controlatérale simultanée ou différée, respectivement. Ces modèles donnent systématiquement lieu à une insuffisance rénale et une fibrose post-traumatique, mais la gravité des blessures et la survie dépendent de fond, l'âge et chirurgical de la souris.

Ischémie-reperfusion modèle de lésions rénales aiguës et post blessures fibrose chez la souris

Le modèle murin de lésion de reperfusion de l’ischémie rénale décrit ici comprend une néphrectomie droite qui fournit un tissu témoin et un clampage du pédicule rénal gauche pour induire une ischémie entraînant une lésion rénale aiguë. Ce modèle utilise une approche de laparotomie médiane avec toutes les étapes effectuées via une incision.

Rénale ischémie reperfusion: un modèle de souris de la blessure et de la régénération

Cette étude présente un grand modèle animal fortement reproductible des dommages rénaux d’ischémie-ré-perfusion dans les porcs utilisant l’occlusion bilatérale percutanée provisoire de ballon-cathéter des artères rénales pendant la minute 60 et la ré-perfusion pendant 24 h.

Un grand modèle animal pour les lésions rénales aiguës par occlusion bilatérale temporaire de l’artère rénale

Les lésions d’ischémie-reperfusion rénale sont associées à une morbidité et une mortalité élevées chez les patients hospitalisés. Ici, nous présentons un modèle murin simple et efficace de lésion unilatérale d’ischémie rénale-reperfusion et fournissons un aperçu séquentiel des changements pathologiques représentatifs observés dans le rein.

Un modèle murin efficace de lésion unilatérale d’ischémie rénale-reperfusion

Cette étude a permis d’établir un protocole axé sur le perfectionnement technique d’un modèle murin d’ischémie-reperfusion rénale bilatérale pour la recherche sur les lésions rénales aiguës.

Perfectionnement technique d’un modèle murin bilatéral d’ischémie rénale-reperfusion pour la recherche sur les lésions rénales aiguës

Le degré de dysfonction vasculaire et contribuer mécanismes physiologiques peut être évaluée chez les patients atteints de maladie rénale chronique par la mesure de la dilatation de l'artère brachiale médiée par le flux, la vitesse des ondes de pulsation aortique et vasculaire endothéliale expression de la protéine de la cellule.

L&#39;évaluation de la fonction vasculaire chez les patients atteints de maladie rénale chronique

Nous décrivons ici la procédure détaillée de l'intestin d'ischémie-reperfusion chez des souris ayant entraîné des lésions reproductibles sans mortalité pour encourager la standardisation de cette technique à travers le champ. Ce modèle de l'intestin lésions d'ischémie-reperfusion peut être utilisée pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires de blessures et de régénération.

Modèle murin de Intestinal Ischémie-reperfusion

Cet article décrit un procédé d'induction de la rétine lésion d'ischémie-reperfusion par une pression intra-oculaire élevée chez les souris. Rétinal lésion d'ischémie-reperfusion par une pression intra-oculaire élevée permet de modéliser des pathologies humaines caractérisées par l'oxygène compromise et la fourniture des nutriments dans la rétine, ce qui permet aux chercheurs d'étudier les mécanismes cellulaires et des traitements potentiels pour des maladies humaines de l'unité...

Un modèle de souris de Retinal Ischémie-reperfusion Grâce à une élévation de la pression intraoculaire

Ce protocole décrit une marche à suivre complète rein qui devrait être effectué dans des modèles murins de la maladie glomérulaire. Les méthodes permettent d’analyse fonctionnelle et structurelle mécaniste détaillée de la fonction glomérulaire, qui peut être appliquée à tous les modèles murins de la maladie glomérulaire.

Évaluation de la fonction rénale chez les modèles murins de la maladie glomérulaire

Découvrez un modèle murin robuste pour étudier la transition de l'insuffisance rénale aiguë vers la maladie rénale chronique par ischémie-reperfusion. Cette approche chirurgicale dorsale combine l'IRI unilatérale avec une néphrectomie contralatérale différée.

Modèle murin de transition d’une maladie rénale aiguë à chronique induite par une ischémie rénale/lésion de reperfusion

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