6 octobre 2008
La surveillance des niveaux de neurotransmetteurs extracellulaire dans les régions cérébrales distinctes d'animaux se déplaçant librement offre un aperçu sur le lien entre la libération des neurotransmetteurs et des comportements. En microdialyse in vivo couplée à une détection électrochimique fournit anatomiques et une résolution excellentes chimiques et des informations sur la façon dont la neurotransmission basale est altérée par des manipulations pharmacologiques ou physiologiques.
Bonjour, je suis Brenda Geiger du laboratoire d'Emmanuel POTOs, Département de pharmacologie et de thérapeutique expérimentale à la faculté de médecine de l'université Tufts. Et je suis Lauren Frank, également du laboratoire. Aujourd'hui, nous allons démontrer une chirurgie stéréotaxique réalisable sur des rongeurs.
Cette procédure consiste à installer les instruments et à préparer l'animal pour la chirurgie, puis à réaliser la chirurgie stéréotaxique. Commençons donc. Avant de commencer la procédure, installez l'instrument stéréotaxique et tous les matériaux nécessaires.
Veillez à ce que la zone et les instruments soient nettoyés et stérilisés. Ensuite, préparez l'animal pour la chirurgie. J'illustrerai la chirurgie d'aujourd'hui en utilisant un rat Sprague dawley âgé de 10 semaines.
Nous utilisons également des rats dolly pulvérisés âgés de trois mois et des souris C57 Black Six J âgées de deux mois, qui nécessitent un adaptateur de plateforme spécialisé. Anesthésiez le rat par une injection intrapéritonéale d'un cocktail contenant 60 milligrammes par kilogramme de kétamine et 10 milligrammes par kilogramme de xylazine. Maintenez l'animal au chaud à l'aide d'un tapis chauffant régulé par un thermostat.
Après avoir vérifié que l'animal est sédé, stabilisez-le à une température corporelle adéquate, puis procédez à la chirurgie. Pour commencer l'intervention, rasez les poils de l'animal à l'aide d'un rasoir électrique, en allant des oreilles jusqu'au milieu des yeux. Appliquez de l'iode sur la zone rasée, mais veillez à protéger les yeux.
Placez maintenant l'animal sur l'appareil stéréotaxique. Pour ce faire, insérez d'abord une barre auriculaire dans le conduit auditif, maintenez-la en place, puis glissez l'autre barre auriculaire afin d'empêcher tout mouvement latéral de la tête, tout en permettant au museau de se déplacer vers le haut et vers le bas. Fixez la bouche à l'aide du support antérieur de l'instrument stéréotaxique muni de la règle graduée afin de vous assurer que la tête soit bien horizontale.
Il doit y avoir un angle de 90 degrés entre la règle et le milieu du cuir chevelu de l'animal. Une fois l'animal en place, effectuez une incision antéropostérieure sur le cuir chevelu à l’aide d’un scalpel stérile. Prolongez l’incision depuis le lambda jusqu’entre les yeux de l’animal.
Utilisez des pinces hémostatiques pour pincer la peau et maintenir l'incision ouverte. Séchez la surface du crâne exposée à l’aide de plusieurs cotons-tiges. Ensuite, placez la canule-guide sur son support.
Ensuite, localisez le bgma sur le crâne et positionnez la canule-guide directement au-dessus de cet emplacement. Notez les coordonnées antérieure, postérieure et latérale par rapport au bgma. Déterminez les coordonnées exactes nécessaires pour le positionnement de votre sonde.
À l'aide de l'atlas stéréotaxique, positionnez la canule guide aux coordonnées correctes en ajoutant ou en soustrayant par rapport au bgma. Abaissez la canule guide jusqu'à ce qu'elle touche le crâne, puis enregistrez cette coordonnée ventrale. Faites une marque au crayon à cet endroit sur le crâne.
C'est à cet endroit que vous effectuerez le perçage. Pour commencer le perçage, retirez la canule guide et stérilisez votre foret.
Ensuite, percez un trou de 0,5 millimètre sur la marque au crayon jusqu'à ce que vous traversiez toute l'épaisseur du crâne. Vérifiez à l'aide de la canule pour voir si elle passe par le trou sans toucher les parois. Continuez à percer et à vérifier jusqu'à ce que la canule puisse traverser le trou en ligne droite.
Veillez à ne pas pénétrer les membranes méningées ni les vaisseaux sanguins. Une fois le trou réalisé, utilisez une aiguille stérile pour percer délicatement les méninges afin de permettre l'insertion sans entrave de la canule guide. Ensuite, à l'aide d'une perceuse manuelle, réalisez six trous pour les vis crâniennes.
Deux vis antérieures, deux latérales et deux postérieures par rapport au trou de la canule. Stérilisez six vis crâniennes en acier inoxydable et placez-les sur le crâne jusqu'à ce qu'elles soient fermement ancrées. Après avoir inséré les vis, nettoyez la canule guide avec de l'éthanol, laissez-la sécher, puis montez-la et abaissez-la lentement jusqu'à la coordonnée ventrale appropriée.
La canule est abaissée et relevée pour éviter d'endommager le cerveau. Veillez à ce que les côtés ne touchent pas et à ce qu'elle pénètre parfaitement à la verticale. Ensuite, retirez les pinces hémostatiques.
Mélangez une fine couche de ciment dentaire liquide et recouvrez la canule-guide, les vis et le reste du crâne avec une spatule en une fine couche. Ensuite, placez la vis d'ancrage médialement et en arrière des vis du crâne postérieur, et maintenez-la en place avec des pinces. Préparez une autre quantité de ciment, plus épaisse cette fois, et recouvrez complètement la canule et les vis d'ancrage avec suffisamment de ciment pour les fixer solidement lorsque le ciment aura épaissi.
Mais avant qu’il ne durcisse, séparez la peau du capuchon de ciment et modèlez le capuchon de ciment à l’aide de la spatule afin de vous assurer qu’il est lisse tout autour et qu’il n’irrite pas la peau. Ensuite, ajoutez davantage de ciment pour renforcer la canule guide et la relier au reste du support crânien. Une fois le ciment dentaire complètement sec, retirez l’animal de l’appareil.
Appliquez ensuite l'antibiotique local bacitracine tout autour du bouchon de ciment. Ensuite, administrez une injection intramusculaire de pénicilline suivie d'une injection sous-cutanée de sérum physiologique à l'aide d'une seringue de type Oneill. Replacez l'animal dans sa cage et surveillez-le jusqu'à ce qu'il reprenne conscience.
Ensuite, ramener l'animal dans sa chambre pour qu'il se remette. Après la récupération, surveiller l'animal quotidiennement jusqu'à la fin de l'expérience afin de détecter tout signe d'infection et d'évaluer la douleur et le stress.
Administrer 0,1 à 0,5 milligramme par kilogramme de buprénorphine par voie sous-cutanée deux fois par jour au besoin si l'animal semble être en douleur. En outre, un traitement local par bacitracine et un traitement systémique par pénicilline sont administrés. En cas d'infections postopératoires ou si l'un des symptômes persiste plus de 12 heures après la chirurgie, l'animal est euthanasié.
Nous venons de vous montrer comment réaliser une chirurgie stéréotaxique réalisable chez les rongeurs. Lors de cette procédure, il est important de maintenir un environnement stérile pendant l’intervention et de surveiller attentivement l’animal après la chirurgie afin d’éviter toute infection, ainsi que de placer correctement l’animal sur les barres d’air pour que la position de la canule guide soit exacte.
Voilà, c'est terminé. Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.
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Cet article traite de la surveillance des niveaux de neurotransmetteurs extracellulaires chez des animaux en mouvement libre, en établissant un lien entre la libération de neurotransmetteurs et le comportement. Il met en évidence l'utilisation de la microdialyse in vivo et de la détection électrochimique afin d'améliorer la résolution anatomique et chimique.
La chirurgie stéréotaxique réalisable chez les rongeurs permet l'implantation précise de canules guide et de sondes de microdialyse pour la mesure in vivo des concentrations extracellulaires de neurotransmetteurs. Cette capacité est essentielle pour étudier la pharmacodynamique du SNC, valider des cibles thérapeutiques et réduire les risques liés aux hypothèses mécanistiques dans la découverte de médicaments pour les troubles neuropsychiatriques et les maladies neurodégénératives. Cette approche offre une excellente résolution anatomique et chimique, facilitant la continuité translationnelle depuis les premières étapes de découverte jusqu'à la recherche préclinique.
Cette méthode s'intègre à la continuité découverte-préclinique en permettant l'interrogation fondée sur des hypothèses de cibles et de voies du SNC chez des modèles animaux vivants.