Une technique de recueil de série du liquide céphalorachidien de la grande citerne de souris

La procédure commence par l’anesthésie de la souris et la préparation du site chirurgical. La souris est ensuite placée allongée sur l’instrument stéréotaxique. Une incision sagittale de la peau a été rendue inférieure à l’occiput et le tissu sous-cutané et les muscles du cou à travers la ligne médiane sont carrément séparés.

Ensuite, la partie postérieure du corps est posée de manière à ce que le corps forme un angle de 135 degrés avec la tête fixe, la dure-mère du sternum magna CI est pénétrée avec le capillaire de verre et le LCR sera collecté. Après l’échantillonnage du LCR, les muscles sont réalignés et la peau est suturée environ un millilitre de solution saline NACL à 0,9 % est injecté par voie sous-cutanée pour prévenir la déshydratation et la souris est maintenue au chaud jusqu’à ce qu’elle se rétablisse. Bonjour, je m’appelle Liu du laboratoire du Dr Karen Duff au Top Institute de l’Université Columbia.

Aujourd’hui, je vais vous montrer comment collecter du liquide rachidien cérébral à partir du système mag de la souris. Grâce à cette technique, nous pouvons prélever des échantillons de LCR en série jusqu’à trois fois sur la même souris à deux ou trois mois d’intervalle. Dans notre laboratoire, nous utilisons cette technique pour déterminer les niveaux de CSFA bêta ou tau à différents âges de nos modèles murins transgéniques de la maladie d’Alzheimer et nous corrélons ces valeurs avec celles du cerveau.

En fin de compte, nous nous intéressons au potentiel des niveaux de CSFA bêta ou tau en tant que marqueurs biologiques potentiels pour la progression de la maladie et également pour les essais thérapeutiques chez la souris. Alors commençons. Pour cette procédure, il est nécessaire de faire des capillaires avec une micro pipette polaire.

Les capillaires utilisés ici sont en verre silicate BOA B 175 10 de Sutter Instruments et tirent les capillaires sur une micro-pipette enflammée Sutter P 87 polaire avec l’indice de chaleur réglé à 300 et l’indice de pression réglé à trois 30. Le capillaire en verre mesure cinq centimètres de long et a une pointe effilée. La pointe du capillaire est coupée avec des ciseaux de sorte que son diamètre intérieur soit d’environ 0,5 millimètre.

L’intervention chirurgicale commence par l’anesthésie de la souris avec de la kétamine 100 milligrammes par kilogramme et de la xylazine 10 milligrammes par kilogramme administrée par voie intrapéritonéale pendant l’anesthésie, pour garder la souris réchauffée dans un incubateur à 37 degrés Celsius. Après avoir déterminé que l’animal est complètement anesthésié avec un réflexe de retrait par pincement des orteils, testez le rasage du cou, puis placez la souris sur l’instrument stéréotaxique tel que celui-ci de David Kink. En contact direct avec le coussin chauffant, insérez une sonde de température rectale afin que la chaleur du coussin puisse être ajustée en fonction de la température corporelle de la souris.

Fixez la tête avec les adaptateurs de tête, tamponnez la peau du cou avec 10 % de povidone iode et 70 % d’éthanol trois fois et faites une incision sagittale inférieure à la partie postérieure de la tête ou de l’occiput. Les étapes suivantes doivent être effectuées sous un microscope de dissection à l’aide d’une pince émoussée. Séparez le tissu sous-cutané et les muscles M par les services ventors et M grand droit de la tête dorsale afin que la dure-mère du sternum magna soit exposée Utilisez correctement une paire de micro-écarteurs pour maintenir les muscles écartés.

Enfin, posez la souris avec la tête à un angle de 135 degrés par rapport au corps. La souris est maintenant prête pour la collecte de LCR. Cette technique de collecte du LCR du sternum Magno a été publiée précédemment.

C figure un A sous le microscope de dissection. La dure-mère se présente sous la forme d’un triangle inversé scintillant et clair à travers lequel le bulbe rachidien et un vaisseau sanguin majeur sont visibles. Arteria dural spinella C figure un B.La pulsation circulatoire de la moelle épinière et de l’espace LCR adjacent peut être observée.

Épongez la matière dura sèche avec un coton-tige stérile, pénétrez le capillaire dans le sternum magna CI à travers la matière dure-mère latérale aux spinelles de l’artère dorsale. Il y aura un changement notable de résistance lorsque le capillaire est inséré correctement et le LCR s’écoulera alors dans le capillaire. Une fois que le LCR a été prélevé, retirez soigneusement le capillaire et connectez-le avec une seringue de trois millilitres à l’aide d’un tube en polyéthylène d’un millimètre de diamètre intérieur.

Injectez le LCR dans un tube de 0,5 millilitre. Étiquetez le tube et congelez-le immédiatement sur de la glace sèche. Une fois congelé, transférez le LCR dans un congélateur à moins 80 degrés Celsius.

La technique d’échantillonnage qui vient d’être démontrée est extrêmement douce et permet de prélever des échantillons de LCR sur la même souris à deux ou trois mois d’intervalle. Ainsi, après avoir prélevé le cou sur le cou, les muscles et la peau doivent être réalignés et fermés avec des sutures. Une fois l’incision suturée, injectez environ un millilitre de solution saline 0,9 % NACL par voie sous-cutanée pour réhydrater la souris.

Gardez la souris au chaud à environ 37 degrés Celsius jusqu’à ce qu’elle récupère. Surveillez son poids le premier jour et le septième jour après la chirurgie. Je viens de vous montrer comment collecter du liquide céphalo-rachidien à partir du système mag de la souris.

Lors de cette procédure, il y a trois choses importantes à retenir. Tout d’abord, positionnez correctement la tête et le corps de la souris sur le cadre stéréotaxique afin que l’ateur du Cy Magna puisse être exposé autant que possible. Deuxièmement, évitez soigneusement les vaisseaux sanguins lorsque vous pénétrez le duromètre avec capillaire.

Sinon, votre échantillon sera contaminé par le sang. Enfin, n’oubliez pas de garder vos souris au chaud pendant toute la procédure pour éviter l’hypothermie. L’hypothermie n’est pas seulement nocive pour vos souris, mais elle peut également affecter considérablement vos résultats en induisant une production bêta ou une relation d’hypophosphorylation élevée.

D’accord, c’est tout. Merci d’avoir regardé et bonne chance dans vos expériences.