הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

Extracellularly זיהוי תאי עצב מוטורי לשריר בברכת מוטור

11.5K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/50189

⸱

25 במרץ 2013

 ,  , 
1Department of Biology, Case Western Reserve University , 2Department of Neurosciences, Case Western Reserve University , 3Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University

במאמר זה

סיכום

בבעלי חיים עם נוירונים שזוהו גדולים ( לדוגמה רכיכות), ניתוח של ברכות מוטוריות נעשה באמצעות טכניקות תאיות 1,2,3,4. לאחרונה, פתח טכניקת extracellularly לגרות ולהקליט נוירונים בודדים ב Aplysia californica 5. כעת אנו מתארים פרוטוקול לשימוש בטכניקה זו כדי לזהות ולאפיין את תאי עצב מוטורי במוסך.

תקציר

בבעלי חיים עם נוירונים גדולים מזוהות (לדוגמא רכיכות), ניתוח של ברכות מוטוריות נעשה באמצעות טכניקות תאיות 1,2,3,4. לאחרונה, פתח טכניקת extracellularly לגרות ולהקליט נוירונים בודדים בAplysia californica 5. כעת אנו מתארים פרוטוקול לשימוש בטכניקה זו כדי לזהות ולאפיין את תאי עצב מוטורי במוסך.

טכניקה זו יש יתרונות חוץ תאית. אלקטרודות ראשית, תאיות יכולות לגרות ולהקליט הנוירונים דרך המעטה 5, כך שזה לא צריך להיות מוסר. לפיכך, הנוירונים יהיו בריאים בניסויים תאיים מאשר באלה תאיים. שנית, אם גרעינים הם לסובב על ידי הצמיד לנדן מתאים, אלקטרודות התאית יכולה לגשת לנוירונים בשני הצדדים של גנגליון, שהופך אותו קל יותר ויעיל יותר לזיהוי תאי עצב מרובים באותה ההכנה. שלישית, extracellular אלקטרודות לא צריכות לחדור לתאים, ובכך ניתן להעביר בקלות הלוך ושוב בין הנוירונים, גורמות פחות ניזק להם. זה שימושי במיוחד כאשר מנסה להקליט נוירונים מרובים במהלך דפוסים חוזרים מוטוריים שעלולים להימשך רק לדקות. אלקטרודות הרביעית, תאיות הן גמישות יותר מאשר תאי במהלך תנועות שרירים. אלקטרודות תאיות עשויות לשלוף אותו ולפגוע בתאי עצב במהלך התכווצויות שרירים. לעומת זאת, מאז אלקטרודות התאית נלחצות בעדינות על הנדן מעל הנוירונים, הם בדרך כלל להישאר מעל אותו נוירון בהתכווצויות שרירים, ולכן ניתן להשתמש בתכשירים שלמים יותר.

כדי לזהות תאי עצב מוטורי למאגר הרכב (בפרט, I1/I3 השריר בAplysia) באמצעות אלקטרודות תאיות, ניתן להשתמש בתכונות שאינם דורשות מדידות תאיות כקריטריונים: גודל ומיקום סומה, הקרנת אקסונלית, ועצבוב שרירים 4, 6,7. למאגר הרכב המסוים משמש להמחשת הטכניקה, הקליטו מעצבי buccal 2 ו 3 כדי למדוד תחזיות axonal, ומדדנו את כוחות ההתכווצות של שריר I1/I3 כדי לקבוע את הדפוס של עצבוב שרירים לתאי העצב המוטוריים הבודדים.

אנו מדגימים את התהליך המלא של הנוירונים מנוע זיהוי הראשון באמצעות עצבוב שרירים, אז העיתוי שלהם במהלך אפיון דפוסים מוטוריים, יצירת שיטת אבחון פשוטה לזיהוי מהיר. שיטת האבחון הפשוטה ומהירה יותר היא מעולה להכנות יותר שלמות, למשל בהכנת מסת buccal הושעתה 8 או 9 בגוף חי. תהליך זה יכול להיות מיושם גם בברכות מוטוריות אחרות 10,11,12 בAplysia או במערכות חיים אחרות 2,3,13,14.

פרוטוקול

1. הכנת תבשיל הקלטה

  1. במהלך ניסויי מתמר הכח, גרעיני buccal, גנגליון מוחות, ומסת buccal ממוקמים בכלי פיירקס עגול שמתמחה במחקרים בכוח.
  2. כדי לגרום לדפוסים ingestive כמו בניסויים, אנחנו צריכים להחיל את carbachol אגוניסט כולינרגית אינה hydrolyzable לגנגליון מוחות 15. כדי להימנע ממגע ישיר מcarbachol על גרעיני buccal ומסת buccal, תאים נפרדים יש צורך לבודד את גנגליון המוחין מגרעיני buccal ומסת buccal (איור 1).
  3. מאז מסת buccal היא הרבה יותר עבה מגרעיני buccal, הם לא ימוקמו באותה הרמה. לכן, המנה הזו צריכה לחזור לתא גנגליון המוח (אזור באיור 1), פלטפורמה לאמצע גרעיני buccal (השטח C באיור 1), והרבה יותר עמוק מול קאמרית למסת buccal (השטח D ב איור 1).
  4. כדי ליצור את המאכל הזה, יתחיל בסיבוב 100x15 פיירקס צלחת (15 מ"מ גבוה, 100 מ"מ קוטר). בניית המנה תדרוש כמה שופכת של Sylgard. בצע את ההוראות שסופקו עם מוצר Sylgard. Sylgard יש לאפשר לנקבע בין שונים שופך.
  5. המזיגה הראשונה היא ליצור רמה הגבוהה ביותר של Sylgard בצלחת (השטח B באיור 1), המהווה את החומה בין פלטפורמת האמצע ובחזרה הקאמרי.
  6. השתמש בשתי אחוריים הפלסטלינה לבודד את האזור לSylgard קיר (השטח B באיור 1). המעייל אחורי הדוגמנות חימר עם ניילון נצמד שבו הם יתקשרו Sylgard להסרה בקלות. ודא חותמות הדוקות בקצוות, בי פלסטלינה תפנה את הצלחת, כדי למזער את הדליפה.
  7. יוצק Sylgard לחלק בין שתי אחורי ההפלסטלינה כמעט עד לקצה העליון של המנה. בואו Sylgard להגדיר באופן מלא בין הלילה. שמירה על המנה במקום חם תניעהגדרה יותר מהר. הסר את אחורי ההפלסטלינה ולנקות את כל שאריות חימר בSylgard.
  8. בשלב בא, התא האחורי (אזור באיור 1) ופלטפורמת האמצע (האזור C באיור 1) צריכים להיות שפך.
  9. הנח גיבוי פלסטלינה כ 5 מ"מ מהמשטח הקדמי של Sylgard לקטע של פלטפורמת האמצע (השטח C).
  10. יוצק Sylgard למקטעים לחדר האחורי (אזור) ואמצע הפלטפורמה (האזור C) עד לגובה של כ 3-5 מ"מ מתחת לרמה העליונה של Sylgard החומה הראשונה (השטח B). משטח Sylgard של החדר האחורי צריך להיות מעט נמוך מזה של פלטפורמת האמצע, כדי למנוע דליפה מהתא האחורי המכיל carbachol לפלטפורמת האמצע. שוב, בוא Sylgard להגדיר באופן מלא כל לילה ואז להסיר את גיבוי הפלסטלינה.
  11. השלב האחרון הוא סימן חריץ באמצע Sylgard הקיר כדי לספק ערוץ לקישורי ההמוחין-buccal (CBCs) ללכתדרך בין פלטפורמת האמצע והחדר אחורי. רוחב החריץ הזה צריך להיות כ 3-4 מ"מ, שהוא רחב מספיק לCBCs. תחתית החריץ לא צריכה להיות נמוכה יותר ממשטח Sylgard של פלטפורמת האמצע כדי למנוע דליפה. להב סכין מנתחים יכול לשמש כדי לחתוך את החריץ.

2. הכנת האלקטרודה

  1. משוך אלקטרודות זכוכית תאיות מזכוכית נימים חד קנים באמצעות Flaming-בראון micropipette חולץ כפי שתואר על ידי מקמאנוס et al. 8 בסעיף 3.1. עם נימת FT345B בחולץ, הגדרות התכנית הטיפוסיות שלנו הן חום 480, משוך 50, מהירות 13, ושעה 20, אך שימו לב שההגדרות תהיינה שונות לחוטים שונים. תכנית זו יוצרת את האלקטרודות במשיכה אחת עם שום שלב אש ליטוש. הגודל של קצה האלקטרודה צריך להיות קטן יותר מהגודל של גופי התא. לתאי העצב המוטוריים הנעים בין 50 עד 400 מיקרומטר מיקרומטר בקוטר סומה, diamete הפנימיRS של אלקטרודות הזכוכית התאיות צריך להיות בערך 40 מיקרומטר והתנגדויותיהם צריכות להיות כ -0.1 MΩ כאשר הם מלאים בAplysia מלוח.
  2. משוך אלקטרודות יניקה מצינורות פוליאתילן באמצעות מבער בונזן. לחתוך חתיכה של צינורות פוליאתילן אורכו כ 10 סנטימטרים. החזק את הצינור בשני הקצוות ולמקם אותו מאוד קרוב לאש שנוצרה על ידי המבער בונזן תוך סיבוב הצינור עד שהוא הופך רך מהחום. למתוח את הצינורות בזהירות לאורכו תוך כדי התנועה אותו מהאש. החלק האמצעי של הצינורות יהיה להאריך ולצמצם כצינור נמשך.
  3. לחתוך את הצינור בחצי כדי ליצור שתי אלקטרודות יניקה. אלקטרודות יניקה מיושמות בדרך כלל כדי לחתוך את הקצוות של עצבים או שרירים, למרות שהם יכולים לפעמים להיות מיושמים דרך הילוך.
  4. צור אלקטרודות וו להקלטות עצב בעקבות הפרוטוקול שתואר על ידי מקמאנוס ואח' 8 בסעיפים 3.2-3.13. אלקטרודות אלו especiברית שימושית כאשר עצב או שריר אינו מנותק.

3. קובץ מצורף אלקטרודה הוק

  1. לנתח את בעל החיים ולהסיר את מסת buccal בעקבות הפרוטוקול המתואר במקמאנוס et al. 8 סעיף 4.
  2. להקלטה ולגירוי, אלקטרודות וו יכולות להיות מחוברות למספר עצבים שונים.
  3. כדי לאפיין את הדפוסים כפי שנעשה בvivo על ידי Cullins ו9 Chiel, הקלטות יש לקבל מהעצב ושריר I2 המציין את שלב הארכה של האכלת 16, עצב radular (RN), שמצביע על סגירת המזון 17 גספר, buccal עצב 2 (BN2) ועצב buccal 3 (BN3) המציין את שלב ההכחשה 17,18. חיבור של אלקטרודות הוו כדלקמן הליך דומה לזה שתואר על ידי מקמאנוס ואח' 8, סעיף 5.
  4. את מיקומם של העצבים הללו מתייחסים לסכמטי של מנגנון האכלת Aplysia מוצג באיור 2 של מקמאנוס ואח' 8. שים לב שBN2 trifurcates לסניפים, B ו-C לפני שהולך מתחת לשריר I1 בחריץ לרוחב. סניף הוא הסניף הראשון להיפרד מהגזע הראשי, והוא סמוך לBN3.
  5. המינוח של סניפי A, B, ו-C שמש רמן וChiel 18. סניפים, ב, ג ומתאימים לסניפים 3, 2, ו 1, בהתאמה, במינוח בשימוש על ידי Nargeot et al. 19. יתר על כן, RN, BN1, BN2, וBN3 מתאים לעצבים 1, 6, 5, 4, בהתאמה, במינוח בשימוש על ידי 20 קנדל ואח' סקוט 21.
  6. ללמוד עצבוב השרירים של שריר I1/I3, כל העצבים מלבד עצבי buccal 2 יהיו מנותקים ממסת buccal במהלך ניסויים. לפיכך, אנו משמשים האלקטרודה קרס להקליט מBN2.
  7. מאחר I2 העצב וRN לא יצורפו למסת buccal, והם מאוד קשים לגישה באמצעות אלקטרודות וו, עדיף ליישם אלקטרודות יניקה להקליט מהם במקום. אנו מתארים את היישום של אלקטרודות יניקה בסעיף 7.
  8. השתמש באחת האלקטרודה וו או האלקטרודה יניקה להקליט מBN3, כי זה קל לגישה באמצעות או סוג של האלקטרודה. אנחנו בחרנו להשתמש באלקטרודה וו לBN3 הקלטות כדי למזער את מספר מניפולטורים למחזיק את האלקטרודות היניקה, וכדי לחסוך מקום להמניפולטורים או ציוד אחרים.
  9. צרף האלקטרודה וו לסניף של BN2 (BN2-) ליזום דפוסי דחייה דמויים במהלך ניסויים. כדאי לצרף האלקטרודה וו נוספת כדי BN2-בצד השני, משום שנוירונים מסוימים מגיבים באופן שונה לipsilateral לעומת נגדי BN2-הגירוי.
  10. כדי לסייע בהבחנת נוירונים עם תחזיות חד צדדיות לעומת דו צדדיות, זהשימושי גם לצרף אלקטרודות וו לBN2 וBN3 בצד השני של גרעיני buccal.

4. גרעינים והכנת שרירים

  1. גרעיני buccal, גנגליון מוחות ומסת buccal יהיו מוכנים לניסויי מתמר הכח, שבו גנגליון המוחין מחובר לגרעיני buccal דרך CBCs ומסת buccal מצורפת לגרעיני buccal באמצעות את BN2s בלבד.
  2. לאחר שחבר את האלקטרודות הוו, לחתוך עצב buccal 1 (BN1) ועצבי ושט (EN) ילטרלי, חיתוך בנקודת חיבור למסת buccal.
  3. משוך את גנגליון המוחין קדימה להזיז אותו מהדרך של שריר I2. לעשות חתך לתוך שריר I2 מעל צק radular, להאריך את הקיצוץ רוחבי וanteriorly בשני הכיוונים, ומושך את הדש של שריר I2 קדימה כדי לחשוף את עצב radular. חותך את שני סניפי RN ולוודא כי סניפים הם מספיק זמן בשביל קובץ מצורף האלקטרודה יניקה.
  4. גontinue קיצוץ I2 במעגל רחב סביב גרעיני buccal, נזהר שלא לחתוך את BN2s או BN3s, עד גרעיני buccal וחלק המצורף של שריר I2 ניתן להפריד באופן מלא ממסת buccal. חותך את BN3s הבילטראליים בנקודת ההתקשרות למסת buccal, מעבר לעיקול האלקטרודה הקרס.
  5. למרוח שכבה דקה של שומן ואקום לחריץ שבצלחת ההקלטה שתוארה לעיל, המחבר את החדר האחורי ופלטפורמת אמצע, באמצעות קצה פיפטה להרים גוש של שומן ואקום ופזר אותו על הרמה הגבוהה.
  6. למרוח שכבה דקה של דבק סופר המהיר ג'ל לתחתית הזכוכית של החדר הקדמי שבו יוצב המוני buccal, ממש מול בסיס Sylgard של פלטפורמת האמצע.
  7. בזהירות להעביר גנגליון המוחין, גרעיני buccal ומסת buccal למנת ההקלטה (איור 1) שתוארה בסעיף 2, כדי לוודא שאף אחד מאלקטרודות הוו הם משכו בחוזקה, מה שעלול לגרום ניזק לעצבים.
  8. זהירות למקם את מסת buccal על הדבק בתא הקדמי של צלחת ההקלטה, כדי להבטיח ששטח הגחון שלה דבוק לתחתית הצלחת. הקפד לשמור את הגרעינים ואלקטרודות מלגעת בדבק. הוסף Aplysia מלוח 8 (460 המ"מ NaCl, 10 mM KCl, 22 המ"מ MgCl 2, 33 המ"מ 4 MgSO, 10 המ"מימ CaCl 2, גלוקוז 10 מ"מימ, 10 מ"מ מגבים, pH 7.4-7.5) למנה, שיניע את הדבק כדי להגדיר.
  9. אם יש להעביר את התבשיל למיקרוסקופ אחר להכנת גרעיני buccal להקלטות soma תאיות, להיות מאוד זהיר עם אלקטרודות הקרס. קבוצת האלקטרודות בצד אחד של מסת buccal יחד, וגם הקבוצה את האלקטרודות בצד השני של מסת buccal יחד. זהירות להחזיק את האלקטרודות על ידי אחיזת קלטת המעבדה שמכסה את הפינים, שוב כדי לוודא שאף אחד מהאלקטרודות משכו בחוזקה.
  10. כאשר התבשיל ממוקם מתחת למיקרוסקופ, האלקטרודהזה צריך להיות עטוף בעדינות על צידי הצלחת והמנוחה על הרציף ליד הצלחת.
  11. במהלך הפסקות ובין השלבים של הניסוי, לאוורר המלוח בתא ההמוני buccal באמצעות airstone אקווריום.
  12. השתמש במלקחיים כדי לתפוס את הנדן של גנגליון המוחין ולמשוך אותו לתוך החדר האחורי, להבטיח כי את CBCs לרוץ דרך החריץ. הצמד גנגליון המוח באמצעות עצבים אחרים מאשר CBCs, כדי למנוע ניזק לCBCs השלם.
  13. למרוח משחת ואקום יותר על CBCs, ולאחר מכן להוסיף מלח Aplysia יותר לשני בתי התבשיל, כך שגרעיניהם שקועים לחלוטין. ודא שהחלק העליון של גריז הוואקום גבוה במקצת מSylgard הקיר כך שלא תתרחש דליפה בין התאים.
  14. כדי לייצב את גרעיני buccal, להצמיד תחילה את הקצוות של BN3s, לאחר מכן את BN1s וENS על בסיס Sylgard של הפלטפורמה הבינונית (איור 2). מאז BN3s יירשם באמצעות אלקטרודה ווs, הסיכות צריך להיות ממוקם יותר distally מנקודתי חיבור של אלקטרודות הקרס.
  15. השתמש שני פינים, כפופה 90 מעלות, כווים למתוח ולעגן את CBCs, כך שCBCs לא ייפגע (איור 2).
  16. להצמיד את ענפי RN בין התא האחורי וגרעיני buccal. אז שרירי I2 יהיו בחלק העליון של האחיות המוסמכות. כדי לחשוף את עצב I2, להשתמש במלקחיים כדי לתפוס את שריר I2 ולמשוך אותו מעל גרעיני buccal. להצמיד שתי פינות של I2 שרירים, כדי למנוע ניזק לעצב I2.
  17. סבר I2 העצב הדיסטלי לנקודה שבה 2 הסניפים למזג לתוך שריר I2. ודא שרירים עדיין innervated להיות דומה לזה בהקלטות vivo. חתך את השארית של שריר I2 ולהעיף את עצבי I2 גב ולהצמיד אותו בין שני ענפי RN (ראה איור 2, הבלעה).
  18. התאם את מיקומם של הסיכות כדי למתוח ולהוסיף מתח אם עצבים רופפים מדי, או לשחרר מתח אם nervהדואר הוא הדוק מדי. על מנת להמשיך ולייצב את גרעיני buccal, להוסיף עוד סיכות בנדן בין עצבים.
  19. מאז גרעיני הלחי להציב את צד זנב, לסובב את גרעיני buccal אם הנוירונים של עניין הם בצד המקורי. כדי לסובב אחד מגרעיני 2 buccal, להשתמש במלקחיים עדינים לנדן לתפוס קצת עודף של CBC שבו נמצא בסמוך לגרעיני buccal ולהצמיד אותו בין BN2 וBN3. בגרעינים מסוימים, זה עשוי להיות נוח יותר להצמיד אותו בין CBC וBN3.
  20. הוסף סיכה נוספת על הנדן של גנגליון buccal בצד הקרוב לתא הקדמי כדי למזער את התנועה של גנגליון buccal.
  21. כדי לחתוך את נדן כיסוי גרעיני buccal, להשתמש במלקחיים עדינים לתפוס את הנדן בצד הקרוב לחדר האחורי, ולאחר מכן לחתוך את הנדן העודף עם מספריים מצוינים בלי לחשוף את גופי התא. כדי למזער את הניזק, הוצא את הסכום המינימאלי של נדן הצורך לראות את גופי תאים בלבד.
  22. לאחר tהוא הנדן של גרעיני buccal חיתוך, מושך את עצב I2 ואחיות המוסמכות מעל גרעיני buccal ולהצמיד אותם בין גרעיני buccal והתא קדמי נוסף כדי לסובב את גרעיני buccal. (ראה איור 2).
  23. כדי לשטוף את כל מגנזיום כלוריד נותר 8 ששמש ללהרדים את החיה לפני הנתיחה, החלף המלוח Aplysia בצלחת עם מלח Aplysia טרי.

5. חשמלית חיבור אלקטרודות Hook

  1. לאחר הגרעינים והשרירים מוכנים, להעביר בזהירות את התבשיל לשולחן בידוד הרעידות לניסויים.
  2. לצרף את כל סיכות אלקטרודה לאדניהם על כבלי BNC המתחברים למגבר (מגבר 1700 מודל מערכות הבוקר). שוב, לוודא שהאלקטרודות לא משכה בחוזקה בעת עושה את זה. ודא שהאלקטרודות מחוברות נכונה לכבלים המתאימים להן וכי הקוטביות נכונה.

6. הקמת אלקטרודות הזכוכית התאית להקלטות סומה

  1. מלא את האלקטרודה עם Aplysia מלוח שימוש במזרק המצורף לצינור פוליאתילן של כ 15-20 סנטימטר. צרף הקצה החופשי של צינורות פוליאתילן לסוף אלקטרודת הזכוכית. למשוך בחזרה את הבוכנה של המזרק כדי למלא את האלקטרודה עם Aplysia מלוח.
  2. הנח את אלקטרודת הזכוכית התאית המלאה ברמה הגבוהה של המחזיק במניפולטור. השתמש מניפולטור למקם את קצה האלקטרודה לתמיסה המכילה גרעיני Aplysia buccal.
  3. הכנס תיל כלוריד כסף / כסף המולחם לפיני זהב זכר מחבר לאלקטרודה לשמש כחוט הקלטה. הנח חוט אחר כסף / כסף כלוריד המולחם לפיני זהב זכר ישירות המלוח Aplysia בתוך הקטע של מנת ההקלטה המכילה גרעיני buccal לפעול כחוט הפניה. חבר את שניהם ההקלטת דואר וחוטי התייחסות לכבל BNC המתחבר למגבר.
  4. אם יש מספיק מקום להמניפולטורים יותר, אלקטרודות זכוכית תאיות נוספות ניתן להוסיף להקלטת נוירונים מרובים בו זמנית.

7. הגדרת האלקטרודות היניקה להקלטות העצבים

  1. חתוך את הקצה הצר של האלקטרודה היניקה להטות כדי להתאים את הקוטר של העצב. הקוטר הפנימי של קצה האלקטרודה צריך להיות דומה או מעט קטן יותר מקוטרו של העצבים כדי להבטיח יניקה חזקה.
  2. מאז עצב I2 וRN קרובים מאוד זה לזה, אלקטרודות יכולות להיות מוחזקות על ידי אותו מניפולטור כדי לחסוך מקום. הנח שתי אלקטרודות בשתי דרגות של אותו הבעל. סובב את שתי אלקטרודות ולהבטיח שהעצות שלהם קרובות אחד לשני. בחר אחד מהם להקלטת העצב I2, את השני להקלטת RN.
  3. הנח את קצה האלקטרודה בתמיסת מלח Aplysia בתוך recordinמנה המכילה גרם גרעיני buccal. צרף הקצה החופשי של צינורות פוליאתילן על המזרק לאלקטרודה היניקה. השתמש במזרק כדי למלא את האלקטרודה עם Aplysia מלוח. העבר את קצה האלקטרודה הקרובה לסוף של עצב היעד, כלומר עצב I2, ולהשתמש במזרק למצוץ העצב לאלקטרודה. אורכו של העצב בתוך האלקטרודה צריך להיות על 0.5-1.0 מ"מ על מנת להבטיח חותם חזק.
  4. חזור על היניקה לאלקטרודה שתהיה מצורפים לRN.
  5. חבור את האלקטרודות לכבלי BNC המתאימים כמתואר בסעיף 6.3.

8. הגדרה מתמר הכח כדי למדוד את התכווצות שרירי I1/I3

  1. כדי לצרף את מתמרי כוח לשרירים, להשתמש בתפרי משי. לכופף את המחט המעוקלת של כל תפר, ולקשור את התפר למתמר הכח. עדינות לתפוס ולהרים כמות קטנה של שרירים בפינצטה ו, מחזיק את המחט בקבוצה נוספת של מלקחיים, הכנסהמחט דרך השריר עד לנקודה המכופפת במחט (איור 1).
  2. מתמרים ניתן מצורפים או dorsally או רוחבי בI1/I3 השריר. קובץ מצורף הגבה מאפשר מדידה של התכווצויות שהומצאו על ידי הפעלה של כל אחד בצד השמאלי או ימני של השריר. קובץ מצורף לרוחב יציג כוחות חזקים עבור רוב הנוירונים, אך יאפשר מדידה של התכווצות רק בצד כדי שהמתמר מחובר למחשב.
  3. כדי לסייע בזיהוי נוירונים שיוכל להפעיל את קדמיים, אחוריים, או שניהם אזורים של I1/I3, לצרף מתמר כוח לחלק האחורי של השריר, רק קדמי לרקמות בלוע, ולצרף את מתמר כוח נוסף לחלק הקדמי של שריר, בלסתות (1 איור; ווי לב).
  4. הרם את מתמרי הכח עד שהתפרים מתוחים, אבל לא להתמתח יתר על מידה. כדי לבדוק זאת, להציג את המדידה ממתמר הכח כאשר התפר יש קצת רפוי באנילא, ולאחר מכן הרם את המתמר עד המדידה היא מעט מעל רמת בסיס זה.

9. זיהוי תאי עצב מוטורי בתוך ברכת מוטור

  1. פרוטוקול זה מתאר תהליך זיהוי תאי עצב מוטורי extracellularly בתוך מוסך. אנחנו השתמשנו בתוכנת AxoGraph כדי לנטר את פעילותם של תאי עצב בודד, עצבים מרובים, ושרירים (EMG אות או כוחות התכווצות). בפרוטוקול זה, השתמש בכוחות ההתכווצות של השריר כהמחשה לתהליך זיהוי של תאי עצב מוטורי; בניסויים אחרים, גם אנחנו השתמשנו EMG, וההתקנה לניסויים כאלה היא דומה מאוד (ראה דיון).
  2. כדי לאתר נוירון מועמד, השתמש מניפולטור עדינות ללחוץ כלפי מטה את הקצה של אלקטרודת הזכוכית התאית על העורלה מעל מרכז נוירון סומה 5 (איור 3), המהווה את המיקום הטוב ביותר עבור גירוי וסלקטיביות הקלטה 5. מאז הסף ו נוכחיאו הפעלת הנוירון מגבירה באופן ליניארי עם מרחק אלקטרודה לסומה 5, סלקטיביות הגירוי תחמיר כאשר האלקטרודה התרחקה מהמרכז לכיוון היעד נוירון נוירון סמוך.
  3. כדי לזהות הנוירון מוטורי, תחילה ישירות לעורר נוירון באמצעות אלקטרודה הזכוכית התאית כדי להבטיח שרק נוירון זה ירי, ולבחון אם זה innervates שריר. ואז, extracellularly שיא מתא העצב הזה כדי לקבוע אחת ואחת ליחסים בין הקלטת סומה התאית ובהקלטות העצב, שהוא גם חיוני לזיהוי תאי עצב.
  4. מאז מגברים תאיים רוב אינם מאפשרים גירוי והקלטה בו זמנית בערוץ, הגדר את הערוץ כדי לגרות ולהקליט סומה (soma הערוץ) למצב גירוי וליישם קצרים anodic הנוכחי (לדוגמה: 6 אלפיות לAplysia נוירונים 5) ל סומה (תרשימי 4A, 5A; חצי הערה 1n שני הדמויות), החל מזרם נמוך (למשל 200 μA), ועולים בהדרגה עד נוכחי פרצי נוירונים.
  5. ברגע שתא העצב מופעל להתפוצץ, צריך לעבור מייד לערוץ הסומא ממצב הגירוי למצב ההקלטה (תרשימי 4A, 5A; חצי הערה 2 בשתי הדמויות). עם זאת, עדיין יהיו עיכובים בין גירוי הסומא וההקלטה בגלל עיכובים בתגובה אנושי.
  6. אם את שריפות נוירון לזמן סביר, זה צריך להיות אפשרי להתבונן 1 במחיר אחד פוטנציאלים מתאימים פעולה מהקלטת הסומא ועל העצב (הים) שדרכו פרויקטי נוירון (איורי 4B, 5B; קווים מקווקווי לב ), כמו גם את הכוחות שנוצרו על ידי תא העצב (תרשימי 4A, 5A; תיבות פתק כחולות). אם נוירון מפסיק לירות לפני ההקלטה מתחילה סומה, להגביר את הזרם כדי להפעיל אותו במשך זמן ארוך.
  7. יחס אות לרעש של תאיהקלטות תלויות במיקום ובגודל האלקטרודה סומה. ההקלטה התאית תהפוך גדולה כגודל עליית הסומא וירידות מרחקי האלקטרודה לsoma. מאז הרעש משתנה רק בטווח צר, יחס אות לרעש יהיה גם להגדיל ככל שעולה גודל soma ומרחק אלקטרודה לסומא יורד. המגוון הנפוץ ביותר של יחס אות לרעש הוא 4:01-08:01.
  8. הנוירונים המוטוריים ניתן לזהות על פי מאפייניהם, כגון מיקום סומה, הקרנה עצבית ועצבוב שרירים 4,6,7. מאז רק שני BN2s מצורפים למסת buccal, על ידי ניטור הפעילות על BN2s, אפשר להבטיח כי בכוח ההתכווצות השרירה נגרם רק על ידי תא העצב מופעל על ידי גירוי החוץ התאי.
  9. לדוגמה, B3 הוא תא עצב מוטורי גדול לI1/I3 השריר (300-400 מיקרומטר בקוטר סומא בחיות במשקל 200-350 גרם), הממוקם בצד המקורי של גנגליון buccal (איור 3 ). זה רק פרויקטים באמצעות BN2 ipsilateral וinnervates שני החלקים הקדמיים ואחוריים של שריר I1/I3. רוב הזמן, הפעלה שהוא מייצר קדמי גדול יותר מכוח אחורי (8 מתוך 9 ניסויים).
  10. לאחר נוירון מזוהה, פעילותו ניתן להקליט בהתנהגויות האכלה דמויות שונות באמצעות אלקטרודה התאית הזכוכית (איורים 4 ו 5), אשר ניתן הושרה כמתואר להלן. ההקלטה התאית על סומה תהיה הרבה יותר ספציפי מההקלטות של העצבים, הכוללות את הפעילות של תאי עצב רבים ושונים.
  11. כדי לגרום לתוכנות מוטוריות egestive דמויות, לעורר BN2-עם 1-2 דקות של פולסים 19 (2Hz, כל דופק הוא 1 אלפיות). גירוי זה אמין מייצר דפוסי egestive בהגדרה זו. עם זרם מספיק (למשל 300 μA), דפוסים עלולים להימשך משך הגירוי. לפעמים תהיה תבנית אחת יותר שמתרחשת זמן קצר לאחרהגירוי מסתיים.
  12. כדי לגרום לתוכנות מוטוריות ingestive דמויות, מקום כמה גבישים של carbachol המוצק ישירות על הנדן של גנגליון מוחות 15. אם רוצה לשלוט ברמת חשיפת carbachol, להשתמש בפתרון של 1 עד 10 מ"מ בcarbachol Aplysia מלוח. ריכוזים גבוהים יותר יש סיכוי גבוהים יותר לגרום לתגובות. דפוסים חוזרים בדרך כלל תוך חמש דקות, ויכולים להימשך במשך כעשר עד חמש עשר דקות לפני שהחל לרדת.
  13. הוא שטף כמה פעמי carbachol ומחכה לפחות 30 דקות, היישום בא של carbachol ניתן להוסיף לגנגליון המוחין כדי לגרום דפוסים מוטוריים ingestive דמויים נוספים.
  14. לאחר הנוירונים מוטוריים מרובים למוסך מסוים זוהו ואופיינו בתוכניות מוטוריות, ניתן לפתח שיטת אבחון מאוד פשוט שדורשת מידע מינימאלי לזיהוי תאי עצב אלה בעבודתו בעתיד (איור 6 במהירות </ Strong>), למשל בהכנות ההמוניות buccal המושעים או בגוף חי. הקריטריונים עשויים לכלול גודל סומא ומיקום, הקרנה עצבית, גודל יחידה על העצבים, ועיתוי של פעילות במהלך דפוסים מוטוריים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

איורים 4, 5 מראים תוצאות טיפוסיות המשמשות לזיהוי 2 I1/I3 תאי עצב מוטורי. איור 4 מראה את הקלטות soma של מנוע תא עצב גדול, B3, במהלך דפוסי egestive דמויים וingestive דמויים (4C דמויות, 4D). אחת לאחת וקוצים מקבילים בערוץ הסומא ותכנית ערוץ BN2 ipsilateral (האיור 4E) שהייחוד של הקלטת סומה B3 נשמר במהלך דפוסים. B3 שריפות בשלב הכחשת האמצע לסוף של הדפוסים. מאיור 4 ותוצאות אחרות (לא מוצג), מצא כי BN2 יחידת...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

בבעלי חיים עם נוירונים גדולים מזוהים, כגון רכיכות (לדוגמה, Lymnaea, הליקס, וAplysia), ניתוח של ברכות מוטוריות נעשה בדרך כלל באמצעות הקלטה תאית 1,2,3,4. בפרוטוקול זה, אנו מתארים תהליך לזיהוי תאי העצב המוטורי למאגר רכב באמצעות טכניקה ייחודית תאית. אנחנו השתמשנו במדידות הכח כהמחשה לתהליך זה. אפשר גם להשתמש EMG למדוד עצבוב שרירים. בקצרה, לשם כך, הפרוטוקול צריך לשנות כדי לצרף אלקטרודות וו לאזורים שונים של שרירי I1/I3 להקלטות EMG.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

אין לנו מה למסור.

תודות

מחקר זה נתמך על ידי מענק NIH NS047073 ומענק NSF DMS1010434.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
שם חברה מספר קטלוגים תגובות
נתרן כלורי הפישר סיינטיפיק S671 ביולוגי, רואים
אשלגן כלורי הפישר סיינטיפיק P217 הרואים ACS
hexahydrate מגנזיום כלוריד אורגניקס acros 19753 99%
heptahydrate מגנזיום סולפט הפישר סיינטיפיק M63 הרואים ACS
dihydrate סידן כלוריד הפישר Scientifc C79 הרואים ACS
גלוקוז (דקסטרוז) סיגמה אולדריץ G7528 BioXtra
מגבי buffer אורגניקס acros 17263 99%
Carbachol אורגניקס acros 10824 99%
נתרן הידרוקסידי הפישר סיינטיפיק SS255 מוסמך
חומצת כלור הפישר סיינטיפיק SA49 מוסמך
זכוכית נימים חד חבית מערכות AM 6150
Flaming-בראון micropipette חולץ מודל P-80/PC סאטר מכשירים נימה משומשת: FT345B
תיל פלדה אל חלד מצופה אמייל חוט דק קליפורניה 0.001D, הציפוי h
משק בית סיליקון השני דבק GE
Duro המהיר ג'ל דבק מגע הנקל קורפ.
AM מגבר 1700 מודל מערכות מערכות AM הגדרות רצויות: 10-500 הרץ לI2 העצב / השריר; 300-500 הרץ לכל עצבים האחרים
Pulsemaster מרובי ערוצים ממריצים מכשירי Precision העולם A300
Isolator גירוי מכשירי Precision העולם A360
X AxoGraph AxoGraph מדעי תוכנה להקלטות
פיני זהב Bulgin SA3148 / 1
זהב המחבר Sockets Bulgin SA3149 / 1
אלסטומר סיליקון Sylgard 184 Dow Corning
תבשיל 100 x 15 מ"מ Crystalizing פיירקס
גריז ואקום גבוה Dow Corning
טיפי Pipet הפישר סיינטיפיק 21-375D
סיכות Minutien כלי מדע פיין 26002-10
פלסטלינה סרג'נט אמנות 22-4400
ללחוש משאבת אוויר טטרה 77849
אבובי אקווריום EHEIM 7783 12/16 מ"מ
העלית Airstone האגן A962
Vannas מספרי האביב כלי מדע פיין 15000-08
דומון # 5 מלקחי פיין Scienc פייןהגדרות דואר 11254-20
Kimwipes קימברלי קלארק 34155

מקורות

  1. McCrohan, C. R., Benjamin, P. R. Synaptic relationships of the cerebral giant cells with motoneurones in the feeding system of Lymnaea stagnalis. J. Exp. Biol. 85, 169-186 (1980).
  2. Benjamin, P. R., Rose, R. M. Central generation of bursting in the feeding system of the snail, Lymnaea stagnalis. J. Exp. Biol. 80, 93-118 (1979).
  3. Peters, M., Altrup, U. Motor organization in pharynx of Helix pomatia. J. Neurophysiol. 52 (3), 389-409 (1984).
  4. Church, P. J., Cohen, K. P., Scott, M. L., Kirk, M. D. Peptidergic motoneurons in the buccal ganglia of Aplysia californica: immunocytochemical, morphological, and physiological characterizations. J. Comp. Physiol. A. 168 (3), 323-336 (1991).
  5. Lu, H., Chestek, C. A., Shaw, K. M., Chiel, H. J. Selective extracellular stimulation of individual neurons in ganglia. J. Neural. Eng. 5 (3), 287-309 (2008).
  6. Church, P. J., Lloyd, P. E. Expression of diverse neuropeptide cotransmitters by identified motor neurons in Aplysia. J. Neurosci. 11 (3), 618-625 (1991).
  7. Church, P. J., Lloyd, P. E. Activity of multiple identified motor neurons recorded intracellularly during evoked feedinglike motor programs in Aplysia. J. Neurophys. 72 (4), 1794-1809 (1994).
  8. McManus, J. M., Lu, H., Chiel, H. J. An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica. J. Vis. Exp. (70), e4320(2012).
  9. Cullins, M. J., Chiel, H. J. Electrode fabrication and implantation in Aplysia californica for multi-channel neural and muscular recordings in intact, freely behaving animals. J Vis. Exp. (40), e1791(2010).
  10. Zhurov, Y., Weiss, K. R., Brezina, V. Tight or loose coupling between components of the feeding neuromusculature of Aplysia. J. Neurophysiol. 94 (1), 531-549 (2005).
  11. Hurwitz, I., Goldstein, R. S., Susswein, A. J. Compartmentalization of pattern-initiation and motor functions in the B31 and B32 neurons of the buccal ganglia of Aplysia californica. J. Neurophysiol. 71 (4), 1514-1527 (1994).
  12. Morton, D. W., Chiel, H. J. The timing of activity in motor neurons that produce radula movements distinguishes ingestion from rejection in Aplysia. J. Comp. Physiol. A. 173 (5), 519-536 (1993).
  13. Iles, J. F. Structure and synaptic activation of the fast coxal depressor motoneurone of the cockroach. Periplaneta americana. J. Exp. Biol. 56 (3), 647-656 (1972).
  14. Westerfield, M., McMurray, J. V., Eisen, J. S. Identified motoneurons and their innervation of axial muscles in the zebrafish. J. Neurosci. 6 (8), 2267-2277 (1986).
  15. Susswein, A. J., Rosen, S. C., Gapon, S., Kupfermann, I. Characterization of buccal motor programs elicited by a cholinergic agonist applied to the cerebral ganglion of Aplysia californica. J. Comp. Physiol. A. 179 (4), 509-524 (1996).
  16. Hurwitz, I., Neustadter, D., Morton, D. W., Chiel, H. J., Susswein, A. J. Activity patterns of the B31/B32 pattern initiators innervating the I2 muscle of the buccal mass during normal feeding movements in Aplysia californica. J. Neurophys. 75 (4), 1309-1326 (1996).
  17. Morton, D. W., Chiel, H. J. In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia. J. Comp. Physiol. A. 172 (1), 17-32 (1993).
  18. Warman, E. N., Chiel, H. J. A new technique for chronic single-unit extracellular recording in freely behaving animals using pipette electrodes. J. Neurosci. Methods. 57 (2), 161-169 (1995).
  19. Nargeot, R. N., Baxter, D. A., Byrne, J. H. Contingent-dependent enhancement of rhythmic motor patterns: an in vitro analog of operant conditioning. J. Neurosci. 17 (21), 8093-8105 (1997).
  20. Kandel, E. R. Behavioral biology of Aplysia. , Freeman. San Francisco. (1979).
  21. Scott, M. L., Govind, C. K., Kirk, M. D. Neuromuscular organization of the buccal system in Aplysia californica. J. Comp. Neurol. 312 (2), 207-222 (1991).
  22. Rosen, S. C., Miller, M. W., Cropper, E. C., Kupfermann, I. Outputs of radula mechanoafferent neurons in Aplysia are modulated by motor neurons, interneurons, and sensory neurons. J. Neurophysiol. 83 (3), 1621-1636 (2000).
  23. Rosen, S. C., Miller, M. W., Evans, C. G., Cropper, E. C., Kupfermann, I. Diverse synaptic connections between peptidergic radula mechanoafferent neurons and neurons in the feeding system of Aplysia. J. Neurophysiol. 83 (3), 1605-1620 (2000).
  24. Weiss, K. R., Chiel, H. J., Koch, U., Kupfermann, I. Activity of an identified histaminergic neuron, and its possible role in arousal of feeding behavior in semi-intact Aplysia. J. Neurosci. 6 (8), 2403-2415 (1986).
  25. Rosen, S. C., Teyke, T., Miller, M. W., Weiss, K. R., Kupfermann, I. Identification and characterization of cerebral-to-buccal interneurons implicated in the control of motor programs associated with feeding in Aplysia. J. Neurosci. 11 (11), 3630-3655 (1991).
  26. Jing, J., Weiss, K. R. Generation of variants of a motor act in a modular and hierarchical motor network. Curr. Biol. 15 (19), 1712-1721 (2005).
  27. Azizi, F., Lu, H., Chiel, H. J., Mastrangelo, C. H. Chemical neurostimulation using pulse code modulation (PCM) microfluidic chips. J. Neurosci. Methods. 192 (2), 193-198 (2010).
  28. Zhurov, Y., Proekt, A., Weiss, K. R., Brezina, V. Changes of internal state are expressed in coherent shifts of neuromuscular activity in Aplysia feeding behavior. J. Neurosci. 25 (5), 1268-1280 (2005).
  29. Baker, B. J., Kosmidis, E. K., Vucinic, D., Falk, C. X., Cohen, L. B., Djurisic, M., Zecevic, D. Imaging brain activity with voltage- and calcium-sensitive dyes. Cell. Mol. Neurobiol. 25 (2), 245-282 (2005).
  30. Fejtl, M., Stett, A., Nisch, W., Boven, K. -H., Möller, A. On Micro-Electrode Array Revival. Advances in Network Electrophysiology Using Multi-Electrode Arrays. Baudry, M., Taketani, M. , Springer Press. New York. 24-37 (2006).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

Extracellularly זיהוי תאי עצב מוטורי לשריר בברכת מוטור
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.