מאמר שיטה

מדריך ל בשנת vivo הקלטה חד-יחידה מקליפת המוח המעכבת interneurons המזוהות Optogenetically

DOI:

10.3791/51757

⸱

7 בנובמבר 2014

 , 
1Institute of Neuroscience, University of Oregon

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כאן אנו מתארים את האסטרטגיה שלנו להשגת הקלטות יציבות ומבודדות היטב של יחידה אחת מאינטרנוירונים מעכבים שזוהו בקליפת המוח של העכבר המורדם. תאי עצב המבטאים ChR2 מזוהים על ידי תגובתם לאור כחול. השיטה משתמשת בציוד הקלטה חוץ-תאי סטנדרטי, ומשמשת כחלופה זולה להדמיית סידן או תיקון מונחה חזותית.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אתגר גדול בנוירופיזיולוגיה היה לאפיין את מאפייני התגובה ותפקוד של סוגים הרבים של תאים מעכבים בקליפת המוח. אנחנו כאן לשתף את האסטרטגיה שלנו להשגת הקלטות יציבה, מבודדות היטב יחידה אחת מinterneurons המעכבת שזוהתה בקליפת מוח העכבר הרדים בשיטה שפותחה על ידי לימה ו1 עמיתים. הקלטות מבוצעות בעכברים המבטאים Channelrhodopsin-2 (ChR2) בתת אוכלוסיות עצביות ספציפיות. בני האוכלוסייה מזוהים בתגובתם להבזק קצר של אור הכחול. טכניקה זו - המכונה "PINP", או זיהוי סייע-photostimulation של אוכלוסיות נוירונים - יכולה להיות מיושמת עם ציוד הקלטה תאי סטנדרטי. זה יכול לשמש חלופה זולה ונגישה להדמית סידן או תיקון חזותי מודרך, לשם מיקוד הקלטות תאית לתאים גנטיים מזוהים. Here אנו מספקים סדרה של הנחיות לייעול השיטה בפרקטיקה יומיומית. אנו מעודנים האסטרטגיה שלנו באופן ספציפי למיקוד תאי parvalbumin-חיובי (+ PV), אבל מצאנו שזה גם עובד עבור סוגים אחרים interneuron, כגון (SOM +) להביע סומטוסטטין וinterneurons להביע calretinin (CR +).

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אפיון סוגי התאים הרבים המרכיבים את מוח היונקים היה מטרה מרכזית, אך חמקמקה מזה זמן רב, של נוירופיזיולוגיה. לדוגמה, המאפיינים והתפקוד של סוגי תאים מעכבים שונים בקליפת המוח הם נושאים מעניינים מאוד אך עדיין אינם ידועים יחסית. הסיבה לכך היא בין השאר מכיוון שטכניקות הקלטה עיוורות קונבנציונליות מוגבלות ביכולתן להבחין בין סוגי תאים שונים. ניתן להשתמש ברוחב ספייק חוץ-תאי כדי להפריד נוירונים מעכבים חיוביים לפרוואלבומין מתאי פירמידה מעוררים, אך שיטה זו כפופה לשגיאות מסוג I וסוג II2,3. לחלופין, ניתן למלא, לשחזר ולצבוע נוירונים מתועדים כדי לאשר מאוחר יותר את זהותם המורפולוגית והמולקולרית, אך זהו תהליך גוזל זמן רב. לאחרונה, אוכלוסיות מזוהות גנטית של אינטרנוירונים מעכבים הפכו לנגישות באמצעות הדמיית סידן או הקלטות טלאים מונחות חזותית. בגישות אלה, ביטוי ויראלי או טרנסגני של מדווח סידן (כגון GCaMP) או חלבון פלואורסצנטי (כגון GFP) מאפשר זיהוי ואפיון של סוגי תאים המוגדרים על ידי ביטוי מקדם. גישות אלה משתמשות במיקרוסקופיה דו-פוטונית, הדורשת ציוד יקר, ומוגבלות גם לשכבות קליפת המוח השטחיות בשל תכונות פיזור האור של רקמת המוח.

לאחרונה, לימה ועמיתיו1 פיתחו יישום חדשני של אופטוגנטיקה כדי למקד רישומים אלקטרופיזיולוגיים לסוגים עצביים מזוהים גנטית in vivo, המכונה "PINP" - או זיהוי בעזרת פוטוסטימולציה של אוכלוסיות עצביות. ההקלטות מבוצעות בעכברים המבטאים Channelrhodopsin-2 (ChR2) בתת-אוכלוסיות עצביות ספציפיות. חברי האוכלוסייה מזוהים על ידי תגובתם להבזק קצר של אור כחול. בניגוד ליישומים אופטוגנטיים רבים אחרים, המטרה היא לא לתמרן את תפקוד המעגל אלא פשוט לזהות נוירונים השייכים למחלקה מוגדרת גנטית, שלאחר מכן ניתן לאפיין אותם במהלך תפקוד מוחי תקין. ניתן ליישם את הטכניקה עם ציוד הקלטה חוץ-תאי סטנדרטי ולכן יכולה לשמש חלופה נגישה וזולה להדמיית סידן או תיקון מונחה חזותית. כאן אנו מתארים גישה ל-PINPing סוגי תאים ספציפיים בקליפת המוח השמיעתית המורדמת, בציפייה שניתן יהיה ליישם את הנקודות הכלליות יותר באופן שימושי בתכשירים אחרים ובאזורי מוח.

בקליפת המוח, PINP טומן בחובו הבטחה מיוחדת לחקירת תכונות התגובה in vivo של אינטרנוירונים מעכבים. אינטרנוירונים GABAergic מהווים תת-קבוצה קטנה והטרוגנית של נוירונים בקליפת המוח4. לאחרונה הוכח כי תת-סוגים שונים, המסומנים על ידי ביטוי של סמנים מולקולריים מסוימים, ממלאים תפקידים חישוביים שונים במעגלים קליפת המוח5-9. ככל שהכלים הגנטיים ישתפרו, ייתכן שבסופו של דבר ניתן יהיה להבחין בין סוגים הניתנים להפרדה מורפולוגית ופיזיולוגית הנכללים במחלקות הרחבות הללו. אנו חולקים כאן את האסטרטגיה שלנו להשגת הקלטות יציבות ומבודדות היטב של יחידה אחת מאינטרנוירונים מעכבים שזוהו בקליפת העכבר המורדמת. אסטרטגיה זו פותחה במיוחד עבור מיקוד לתאים חיוביים לפרבאלבומין (PV+), אך מצאנו שהיא עובדת גם עבור סוגים אחרים של אינטרנוירונים, כגון אינטרנוירונים המבטאים סומטוסטטין (SOM+) ואינטרנוירונים המבטאים קלרטינין (CR+). למרות ש-PINPing הוא פשוט מבחינה רעיונית, הוא יכול להיות בלתי מתפשר באופן מפתיע בפועל. למדנו מספר טיפים וטריקים באמצעות ניסוי וטעייה שעשויים להיות שימושיים לאחרים שמנסים את השיטה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הערה: הפרוטוקול הבא הוא בהתאם למכונים הלאומי לבריאות הנחיות כפי שאושר על ידי אוניברסיטת הטיפול בבעלי חיים אורגון ועדת שימוש.

1. ניתוח חריף

  1. להרדים את החיה עם קוקטייל קטמין-medetomidine, באמצעות הזרקת intraperitoneal (IP) (טבלת 1).
    הערה: העכברים משמשים בניסויים אלה נוצרים על ידי חציית line10 המהונדס cre תלוי ChR2-EYFP לinterneuron קווי נהג (Pvalb-iCre11, PV +; SST-iCre12, + SOM; Cr-iCre12, CR +). משלוח ויראלי של ChR2 או opsins קשור צריך לעבוד באותה מידה, בהנחת רמות ביטוי דומות מתקבלות.
  2. לפני תחילת ניתוח, להבטיח שמצגי שהחיה לא בתגובת קמצוץ הבוהן עדינה. -לנהל מחדש הרדמה לאורך הניסוי כנדרש בכדי לשמור על עומק זה של הרדמה. אם אתם משתמשים בחומרי הרדמה בזריקות, לחלופין להשתיל צנתר IP לזריקות תחזוקה.
  3. לשמור על בעלי החיים התייבשות עם מי מלח או תמיסת רינגר לקטט לאורך כל הניסוי (מיליליטר כ 3 / קילוגרם / שעה), לדוגמא על ידי שימוש בקוקטייל הרדמה מדולל כראוי לזריקות תחזוקה (טבלה 1).
  4. מניחים את החיה במנגנון הראש-אחזקת stereotaxic או אחר. ודא שהגולגולת היא מאובטחת היטב. זה חיוני לשמירת הקלטות תא בודדות יציבה.
  5. החל המשחה opthalamic לעיניים למניעת יובש. לשמור על טמפרטורת גוף ב36.5-37 ° C.
  6. לבצע ניקוז cisternal ליציבות הקלטה נוספת. באמצעות להב סכין מנתחים, הסרת רקמה מן הפנים האחוריים של הגולגולת כדי לחשוף את Magna Cisterna. הפוך ניק קטן בדורה כדי לנקז את נוזל המוח והשדרה. השתמש בקצה מאוד של הלהב, ולהימנע מיצירת קשר עם גזע המוח הקטן או במוח.
  7. שימוש באזמל, לבצע פתיחת גולגולת קטנה (~ 2 מ"מ 2) מעל האזור בקליפת המוח של עניין (לשמיעהקליפת מוח, בערך -2.3 מ"מ אחורי של גבחת, 4.5 רוחב מ"מ של קו האמצע).
  8. הסר את הדורה ולכסות את הקליפה נחשפה בשכבה של agarose החם 0.5-1 מ"מ עובי (agarose 1.5% בתמיסת מלח, 0.9% NaCl; להחיל ב ~ 37 ° C). שמור לח agarose לאורך כל הניסוי על ידי מעת לעת יישום כמה טיפות של תמיסת מלח.

2. הקלטת סט-אפ

  1. הכן אלקטרודה טונגסטן (7-14 MΩ, 127 מיקרומטר קוטר, 12 ° קצה מחודד, מצופה אפוקסי-). דבק מגע אלקטרודה לצינור זכוכית נימים ולהוסיף צינורות חום להתכווץ לאחיזה (איור 1).
  2. הר אלקטרודה על micromanipulator ממונע (או הידראולי), להגדיר לנסוע מאונך למשטח קליפת המוח. להחליק קרקע חוט מתחת לעור, על הגולגולת. יש להימנע ממגע עם השרירים בצד של הראש והעורף כפי שהם יכולים ליצור חפצי electromyographic.
  3. להגביר את האות החשמלית באמצעות מגבר תאיאה בדיוני li מתאים להקלטת יחידה אחת, מצויד רצוי עם מצב בדיקת עכבה. לעקוב אחר פעילות שוטפת spiking (מעבירי פס תדרים 300 - 5,000 הרץ) עם שני אוסצילוסקופ ומערכת של רמקולים מוגברים. כאן, הנתונים שנרשמו הוא דיגיטציה ברציפות בקצב דגימה של 10 kHz; קוצים מופקים מחובר.
  4. לקדם את האלקטרודה באמצעות agarose עד הקצה מגיע לפני השטח של קליפת המוח. שים לב שלב זה דרך מיקרוסקופ. "אפס" עמדה זו על micromanipulator.
  5. כקירוב לעומק של הקלטה הטובה ביותר, חזותי לאשר שהקצה האלקטרודה יוצא משטח קליפת המוח בעומק של אפס בעת משיכת האלקטרודה בסוף החדירה.
    הערה: פער בין קריאת מניפולטור ואת המיקום האלקטרודה נצפה מצביעה על כך שהוא נסחף ביחס לרקמה. זה יכול להיגרם על ידי חוסר יציבות של המוח או של בעל חיים, או להיסחף מניפולטור.
    1. כבדיקה נוספת, כדי לוודא שאפס הגדרת נקודה זו תואמת את פני השטח של קליפת המוח, לפקח פוטנציאלים בתחום עורר גירוי תוך קידום דרך כמה מאה מיקרומטרים הראשונים של רקמה. כאשר ניטור פוטנציאל בתחום, להוריד את הפסקת מסנן להקה עוברת התחתונה של המגבר תאי עד 10 הרץ. ודא שהקוטביות של פוטנציאל השדה המקומי הופכת סביב עומק של ~ 100 מיקרומטר, ליד שכבת גבול I / II 13. זוהי נקודת התייחסות אמינה לשמיעת קליפה, אבל זה יכול להיות שונה לאזורים בקליפת המוח אחרים.
  6. הר סיבים אופטיים מצמידים את מקור אור כחול (איור 2) על micromanipulator ידני. שימוש במיקרוסקופ, מקם את קצה הסיב הקרוב אל פני השטח של agarose ככל האפשר. מרכז את הקרן שבה אלקטרודה תיכנס לרקמה.
  7. להסדיר את הפלט של מקור האור עם יחידת בקרה מסוגלת לספק TTL (היגיון טרנזיסטור-טרנזיסטור) רכבת דופק של רוחב וduratio צויןn- למשל, Arduino (איור 3), כרטיס שהמחשב / O (כפי שמוצג), או מחולל את דופק זמין מסחרי.
    1. לפקח על האות בשני אוסצילוסקופ.
  8. מדידת כוח מוחלט אור (mW) בקצו של הסיב האופטי באמצעות מד כוח. השתמש בערך זה כדי לחשב irradiance (mW / מ"מ 2) על ידי החלוקה בשטח החתך של ליבת הסיב. תתחיל עם ערך עוצמה בטווח של 10-15 mW / 2 מ"מ ולהתאים כלפי מטה במידת צורך, עד שחפצים בוטלו.
  9. בדקו חפצי אור עם אלקטרודה בagarose, על סף כניסה לרקמות. התחל רכבת דופק החיפוש (לדוגמא, 30 הבזקי אור msec, 500 מרווח interstimulus msec (ISI)).
    1. לחסל את החפצים חולפים אור (איור 4) על ידי מיקום מחדש של סיבים האופטיים ביחס לאלקטרודה כדי לשנות את הזווית של אור האירוע. אם חפצים להתמיד, נסה להקטין את כוח האור. בהדואר מקרה נדיר שממצאים לא ניתן למנוע לחלוטין (רק ממוזערים), להאריך את משך הזמן של דופק החיפוש. זה יכול לסייע בזיהוי קוצים עצביים אמיתיים.

3. PINP-בישר '

  1. לקדם את האלקטרודה באיטיות דרך המוח בשיעור של כ 1 מיקרומטר / sec. השתמש אוסצילוסקופ אחד כדי לפקח על פעילות שוטפת. מצד השני, לעורר את פעימות הלייזר.
  2. תקשיב ל'החשיש 'הקלוש של קוצים אור עורר על צג השמע, אשר מציין כי האלקטרודה מתקרבת תא ChR2 + ולעתים קרובות יכולה להיתפס גם לפני האות החשמלי ניכרת באוסצילוסקופ. להאט את קצב ההתקדמות.
    הערה: אם התא נמצא בדיוק במסלול של האלקטרודה, פעילות האור עורר תגדל גדולה יותר (ויותר). כמו האלקטרודה גישות interneuron אחת, החשיש יפתור בצורת קוצים קטנים אך מוגדרים היטב בגודל ובצורה אחידים.
  3. ברגע שliקוצים עוררים ght הם גדולים מספיק כדי לעורר את של בנפרד על אוסצילוסקופ, תתחיל לעשות זאת. התאם את קנה המידה על הציר האופקי כדי לבחון את צורתו של גל העלייה החדה המדויקת.
  4. לעצור ולחכות לרקמות להתיישב. אל תתפתה להעביר את האלקטרודה קרובה יותר לתא. שלב זה הוא קריטי עבור הקלטה יציבה. אם לאחר כמה דקות את יחס אות לרעש לא השתפר - כי הוא, הרקמה יש התיישבה, אבל זה לא הביא את כל התא קרוב יותר לקצה האלקטרודה - מראש 5 מיקרומטר נוסף ושוב לחכות.
    1. חזור על תהליך זה עד שאחד השיא או השפל של פוטנציאל הפעולה יכול לנפול בפח באופן אמין עם סף מתח להגדיר היטב מעל רצפת הרעש (לדוגמא, +/- 300 μV או יותר).
      הערה: יש סיכון הקטן של שקר-חיוביים או עמימות כאשר PINPing interneurons המעכבת. רוב התאים יכולים בקלות לעקוב רכבת של פולסים עם משך זמן של 30 מילים-שני ובין-pulמרווח se 500 אלפיות שני, או מהיר יותר, עם זמן אחזור ספייק ראשון אמין של 2-5 msec (איור 5). רוב תאי PV +, בפרט, יכול לקיים את הירי לשניות מלאה 1 (איור 6). כי אלה הם נוירונים מעכבים, הפעלת disynaptic (עקיפה) היא לא דאגה גדולה.
  5. בעת ההקלטה, לעקוב אחר פעילות שוטפת באוסצילוסקופ הראשון. להשגיח מקרוב על הגודל והצורה של קוצים באמצעות אוסצילוסקופ השני. שים לב לאיכות הצליל שלהם ברמקול.
    1. להקשיב בתשומת לב לשינויים פתאומיים, שמצביעים על כך שהתא הוא גם ציור קרוב מדי לאלקטרודה (שבו מסתכן בכך שפדה או פגומה), או שהוא נסחף משם. אם הקוצים הופכים לגדולים ומעוותת, לסגת; אם הם גדלים קטנים יותר, לקדם את האלקטרודה. לנוע באיטיות ב2 מיקרומטר צעדים.
    2. לאשר את האיכות של פוסט הוק-ההקלטה בגבבם כל צורות גל העלייה החדה, ומיושר לשיא או שפל. להשתנות thres המתחלהחזיק. על פני מגוון רחב של ערכי סף, שלא צריך רק פעם להיות צורת ספייק עקבית אחד בגובה האחיד (איור 5 א).
  6. אם בכל נקודת האות הופכת מזוהמת עם קוצים מתא עצב סמוך, להמשיך הלאה. להתקדם לאט לאט, על הסיכוי קלוש שהאלקטרודה תעבור מחוץ לטווח של התא השכן, אך תישאר בטווח של הנוירון היעד. (זה בדרך כלל לא מוצלח.)
  7. הזז את האלקטרודה דרך כל העומק של קליפת מוח (900 + מיקרומטר) בכל חדירה. אם אין תאי עצב אור תגובה הם נתקלו לאחר חדירות רבות או, לחלופין, הקלטות מזוהמות באופן שיגרתי עם קוצים מתאי ChR2- שכנים, לנסות אלקטרודה חדשה.
    הערה: גם בתוך אצווה אחת, הגיאומטריה העכבה וקצה אלקטרודות בודדות יכולה להשתנות במידה ניכרת. שני הגורמים משפיע על "רדיוס ההקשבה" האפקטיבי של האלקטרודה, אשר חייב להיות גדולים מספיק כדי לזהות קוצים אור עורר ש"שחיפוש איל, עדיין מוגבל מספיק כדי לאפשר הקלטת interneuron בודד בבידוד.
  8. בדוק את העכבה של אלקטרודות לפי הצורך. כדי למנוע נזק לרקמה, לעשות את זה עם קצה האלקטרודה בחלק העליון של שכבת agarose, גם מחוץ למוח. בטווח של 7-14 MΩ, העכבה המדויקת אינה מנבא בטוח בביצועים, או תשואה, עבור יישום זה. שאמרו, זה proxy סביר לרדיוס האזנה: אלקטרודות נמוכה עכבה להרים יותר יחידות; גבוהה עכבה, פחות.
  9. בסופו של הניסוי, להרדימו באמצעות אושר-מוסדי, כגון מנת יתר הרדמה, או נקע בצוואר הרחם תחת מטוס עמוק של הרדמה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנחנו כאן לשתף את האסטרטגיה שלנו להשגת הקלטות יחידה אחת מinterneurons המעכבת גנטי-מסווגת בקליפת העכבר בהרדמה, באמצעות שיטת optogenetic שפותחה על ידי ואח לימה אל. 1. טבלת פרטים 1 קוקטייל ההרדמה הציע, קטמין-medetomidine-Acepromazine (" KMA "). איור 1 מתאר microelectrode טונגסטן, מוכן להקלטה. איור 2 מכילים תרשים מעגל עבור יחידת בקרת LED פשוט. איור 3 מכילים את התצורה וקוד ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למרות PINP באופן רעיוני פשוט, זה יכול להיות מאתגר בפרקטיקה. הקובע עיקרי של הצלחה הוא הבחירה של האלקטרודה. רדיוס ההאזנה החשמל הוא הפרמטר הקריטי. זה חייב להיות גדול מספיק כדי לזהות קוצים אור עורר כאשר הקצה הוא עדיין במרחק מה מתא ChR2 +, כך שאפשר להתאים את קצב התקדמות בהתאם. באותו הזמן, זה חייב להיות מוגבל מספיק כדי לאפשר בידוד יחידה אחת טוב. כלומר, האלקטרודה אסור גם להרים קוצים מיחידות ChR2- שכנים. את האיזון הנכון במונחים של רדיוס האזנה יהיה אתגר עבור כל סוג תא מטרה, אבל זה נכון במי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין אינטרסים כלכליים מתחרים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבודה זו מומנה על ידי קרן וייטהול וה-NIH. אנו מודים לקליפורד דקס (מינהל התמיכה הטכנית של אוניברסיטת אורגון) על עזרתו ומומחיותו בתכנון מעגל עבור אספקת אור.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
ChR2-EYFPקו מושבות ג'קסון12569
Pvalb-iCre (PV) קומושבות ג'קסון8069
Sst-iCre (SOM)קו מושבות ג'קסון13044
Cr-iCre (CR)קו מושבות ג'קסון10774
אגרוזסיגמא-אולדריץ'A9793סוג III-A, נקודת מיקרו EEO גבוהה
(דוראלית וו)FST10066-15
מספריים כירורגייםFST14084-09
אזמלFST10003-12 (ידית), 10011-00 (להבים)
Puralube משחתפוסטר & סמית9N-76855
שמיכה הומותרמיתמנגנון הרווארד<שם = "טווח! C11 אינץ'>507220F
טונגסטן מיקרואלקטרודותA-M Systems57720012 MΩ התנגדות AC, 127 μ קוטר מ', 12& מעלות; קצה מחודד, צינורות זכוכית נימית מצופה אפוקסי
וורנר אינסטרומנטסG150TF-3
צינורות כיווץ חוםDigiKeyA332B-4-ND
Zapit מאיץDVASKU ZA/ZAA שימוש עם דבק סופר סטנדרטי. 
מגבר AC מיקרואלקטרודה 1800AM מערכות700000
MP-285 מיקרומניפולטור ממונעסאטרMP-285
אוסילוסקופים דיגיטליים 4 ערוציםTektronixTDS2000C
רמקולים מופעליםהרמןדגם JBL 
מניפולטור ידניScientificaLBM-7
800 ומיקרו; m כבל תיקון סיבים אופטייםThorLabsFC/PC BFL37-800
מד כוחThorLabsPM100D (מד כוח), S121C (חיישן כוח סטנדרטי)
475 ננומטר Cree XLamp XP-EDigiKeyXPEBLU-L1-R250-00Y01DKR-NDLED ההספק והיעילות גדלים ללא הרף, לכן אנו ממליצים לבדוק את המוצרים העדכניים ביותר (www.cree.com).
Arduino UNODigiKey1050-1024-ND
עיניים דואט

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording. PLoS One. 4, (2009).
  2. Moore, A. K., Wehr, M. Parvalbumin-expressing inhibitory interneurons in auditory cortex are well-tuned for frequency. J Neurosci. 33, 13713-13723 (2013).
  3. Merchant, H., de Lafuente, V., Pena-Ortega, F., Larriva-Sahd, J. Functional impact of interneuronal inhibition in the cerebral cortex of behaving animals. Prog Neurobiol. 99, 163-178 (2012).
  4. Markram, H., et al. Interneurons of the neocortical inhibitory system. Nat Rev Neurosci. 5, 793-807 (2004).
  5. Atallah, B. V., Bruns, W., Carandini, M., Scanziani, M. Parvalbumin-expressing interneurons linearly transform cortical responses to visual stimuli. Neuron. 73, 159-170 (2012).
  6. Wilson, N. R., Runyan, C. A., Wang, F. L., Sur, M. Division and subtraction by distinct cortical inhibitory networks in vivo. Nature. 488, 343-348 (2012).
  7. Letzkus, J. J., et al. A disinhibitory microcircuit for associative fear learning in the auditory cortex. Nature. 480, 331-335 (2011).
  8. Pi, H. J., et al. Cortical interneurons that specialize in disinhibitory control. Nature. 503, 521-524 (2013).
  9. Adesnik, H., Bruns, W., Taniguchi, H., Huang, Z. J., Scanziani, M. A neural circuit for spatial summation in visual cortex. Nature. 490, 226-231 (2012).
  10. Madisen, L., et al. A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing. Nat Neurosci. 15, 793-802 (2012).
  11. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3, 159(2005).
  12. Taniguchi, H., et al. A resource of Cre driver lines for genetic targeting of GABAergic neurons in cerebral cortex. Neuron. 71, 995-1013 (2011).
  13. Christianson, G. B., Sahani, M., Linden, J. F. Depth-dependent temporal response properties in core auditory cortex. J Neurosci. 31, 12837-12848 (2011).
  14. Povysheva, N. V., Zaitsev, A. V., Gonzalez-Burgos, G., Lewis, D. A. Electrophysiological heterogeneity of fast-spiking interneurons: chandelier versus basket cells. PLoS One. 8, 70553(2013).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים