מאמר שיטה

נתיחה וImmunostaining של דמותי דיסקים מ Melanogaster דרוזופילה

DOI:

10.3791/51792

⸱

20 בספטמבר 2014

 , 
1Department of Biology, Indiana University

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המבנים הבוגרים של דרוזופילה נגזרים ממבנים דמויי שק הנקראים דיסקים דמיוניים. ניתוח דיסקים אלה מספק תובנה לגבי תהליכים התפתחותיים רבים כולל קביעת רקמות, קביעת גבול תאים, התפשטות תאים, מפרט גורל התא וקוטביות תאים מישוריים. פרוטוקול זה משמש להכנת דיסקים דמיוניים למיקרוסקופ אור/פלורסנט.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

חלק משמעותי מפיתוח שלאחר עוברי בזבוב הפירות, דרוזופילה melanogaster, מתרחש בתוך מערכת של מבנים דמויים כיס נקראים דיסקים דמותי. תקליטורים אלה להצמיח אחוז גבוה של מבנים למבוגרים הנמצאים בתוך הזבוב הבוגר. כאן אנו מתארים פרוטוקול כי כבר מותאם להתאושש הדיסקים הללו ולהכינם לניתוח עם נוגדנים, כתבי תעתיק ומלכודות חלבון. הליך זה הוא מתאים ביותר לרקמות דקות כמו דיסקים דמותי, אבל ניתן לשנות בקלות לשימוש עם רקמות עבות יותר כגון השחלה המוח ומבוגר זחל. הפרוטוקול נכתב והסרטון נלווה ידריכו את הקורא / צופה באמצעות הנתיחה של זחלים שלישיים instar, קיבעון של רקמה, וטיפול בדיסקים דמותי עם נוגדנים. הפרוטוקול יכול לשמש כדי לנתח דיסקים דמותי מזחלי instar הראשון והשני צעירים יותר, כמו גם. היתרון של פרוטוקול זה הוא שהוא קצר יחסית ויש לה להיותen מותאם במיוחד לשימור באיכות הגבוהה של הרקמה גזור. יתרון נוסף הוא שהליך הקיבעון שמועסק עובד היטב עם המספר העצום של נוגדנים המזהים חלבוני דרוזופילה. מניסיוננו, יש מספר קטן מאוד של נוגדנים רגישים שלא עובדים היטב עם הליך זה. במצבים אלה, התרופה נראית להשתמש קוקטייל קיבעון חלופי תוך המשך פעל בהתאם להנחיות שיש לנו, שנקבעו עבור צעדים לנתיחה וincubations נוגדן.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

במשך יותר ממאה שנת זבוב הפירות, דרוזופילה melanogaster, הייתה מערכת מובילה ללימודי פיתוח, התנהגות ופיזיולוגיה. פיתוח בזבוב יכול להיות מחולק לשני שלבים עיקריים: עובריים ופוסט עובריים עם הרבה מקום הלקיחה האחרון בתוך epithelia monolayer נקראים דיסקים דמותי 1-3. ציורים של דיסקים דמותי פורסמו לראשונה בשנת 1864 עד אוגוסט וייסמן, כחלק ממונוגרפיה הרחבה שלו על פיתוח 1 חרקים. תקליטורים אלה להתחיל בפיתוחם במהלך עובר, הם בדוגמת בשלבי הזחל, לשרוד histolysis המסיבי של שלבי גלמים המוקדמים, וסופו של דבר לגרום לאחוז גבוה של מבנים למבוגרים הנמצאים בתוך המבוגר לטוס 1-14. במהלך התפתחות זחל כל דיסק עושה כמה החלטות קריטיות לגבי גורל, צורה וגודל. בתוך instars הזחל הראשון והשני, הדיסקים המוטל עם אימוץ גורל עיקרי, establisהינג גבולות תא, אימוץ הצורה הנכונה ויוצר את המספר הדרוש של תאי 15-16. במהלך instar הזחל השלישי והשלב טרום גלמים מוקדמים, הדיסקים דמותי ממשיכים להתחלק והם בדוגמת תאים לאמץ גורל המסוף שלהם 16.

במהלך ההיסטוריה המוקדמת של ביולוגיה התפתחותית דרוזופילה, דיסקים דמותי נחקרו כמעט באופן בלעדי בהקשר של התפתחות נורמלית ובמקרים המצומצמים שבו אובדן או מוטציה רווח של הפונקציה היה קיימא. השימוש בקרן רנטגן כדי לגרום רקומבינציה mitotic אפשרה למוטציות קטלניות להיות מנותחת בשיבוטי תאים בתוך רקמות זחל ומבוגרים. שיטה זו שופרה על ידי ההקדמה של שיטות מהונדסים לנתח אובדן ולהשיג של פונקצית מוטציות בשתי רקמות זחל ומבוגרים. מספר הנוגדנים, כתבי תעתיק ומלכודות חלבון לתיאור הנוף המולקולרי של סוג בר ורקמות מוטציה הוא גם constantly גובר. שימוש בסמנים מולקולריים אלה כדי לנתח אובדן ולהשיג של פונקצית שיבוטים תא שעבר מוטציה עשה את זה אפשרי יותר ויותר כדי להשיג הבנה של הדרך בה תאים שעברו מוטציה לסטות מבני דודים מהסוג הברים במהלך פיתוח בזמן אמת. כדי לנצל את הכלים וחומרים הכימיים הללו כראוי זה הוא קריטי ליש הכנות באיכות גבוהות של דיסקים דמותי שניתן לראות, צילמו וניתחו. המטרה של כתב יד זה היא לספק פרוטוקול מותאם במיוחד לבידוד והכנת המורכבת דיסק העיניים מחושים (איור 1 א). זה גם יכול לשמש בהצלחה לבודד מגוון רחב של דיסקים נוספים כוללים אלה שיוצרים כנפיים, הבוכניות, רגלי T1-T3 ואיברי המין (איור 1 ב-E). הליך זה, עם שינויים קלים, נעשה שימוש כדי לבודד דיסקים דמותי מדרוזופילה במשך כמעט שמונים שנה.

כפי שתואר לעיל, שכן רוב הגנים באים לידי ביטוי במהלך multiple שלבי התפתחות ובמספר רב של רקמות, הוא לעתים קרובות בלתי אפשרי לחקור את ההשפעות שיש לי מוטציות null בכל עין כחיה מתה הרבה לפני שלב זחל instar השלישי. ארבע שיטות שעשו המחקר של רקמות מפותחות יותר כגון הרשתית באופן משמעותי יותר צייתן. הראשון הוא שיטת Flippase (FLP) / Flippase רקומבינציה היעד (FRT) של יצירת שיבוטים תא שעברו מוטציה בתוך רקמת סוג אחר פראית 17-19. במקרה זה רקמת המוטציה מזוהה על ידי היעדר סמן חזותי כגון חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP) ויכולה להיות בהשוואה לרקמה הסובבת הפראית הסוג שבו GFP הוא הווה (איור 2 ד). השני הוא השיטה "FLP-out", שבי transgene באה לידי ביטוי באוכלוסייה של תאים 20. במקרה זה השיבוטים התא מזוהים על ידי הנוכחות של GFP והשוואה לרקמה הסובבת הסוג בר שחסרה את כתב GFP (איור2E). השלישי הוא ניתוח הפסיפס עם טכניקת סמן תא Repressible (MARCM), המשלבת אלמנטים של שיבוט המוטציה FLP / FRT ומערכות ביטוי FLP-out 21. בשיטה זו transgene יכול לבוא לידי ביטוי בתוך אוכלוסייה של תאים שנמצאים בו זמנית מוטציה למוקד גנטי בודד. כמו שיבוטים FLP-out, שיבוטים MARCM מזוהים על ידי הנוכחות של GFP והשוואה לרקמה מהסוג בר שמסביב שחסרה את סמן GFP (איור 2F). ולבסוף, ניתן לבטא את הגנים ומבני RNAi בתוך רקמות דמותי תחת שליטתו של בונה האמרגן-GAL4 ספציפי. ארבע שיטות אלה הגדילו את הריבית בלומד דיסקים דמותי מאז שיבוטים או דפוסי מוטציה או על ביטוי ניתן להשוות ישירות לרקמה מסוג בר סמוכה. השיטה המתוארת בהליך זה פותחה כך שחוקרים הלומדים את התפתחות פוסט העוברית של רקמות בוגרות בדרוזופילה,במיוחד אלה הנגזרים מדיסק העיניים מחושים, יוכל להשיג רקמה באיכות גבוהה לניתוח. למרות שחוקרים פרטיים שעשו שינויים קלים, הליבה של הליך זה (שבו אנו מתארים כאן) נותרה במידה רבה ללא שינוי. מאז קבלת רקמה באיכות גבוהה היא קריטית למחקר של הדיסקים דמותי אנו מקווים פרוטוקול זה נכתב וסרטון נלווה ישמשו כמשאב יקר ערך הוראה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

.1 הכנת הזחלים

  1. למלא צלחת פטרי 35 מ"מ עם חיץ לנתיחה.
  2. מניחים זחלים בצלחת פטרי ולאפשר להם לשחות סביב לכמה דקות (שלב ניקוי עצמי).
  3. העבר את הזחלים לבריכה של חיץ לנתיחה על צלחת לנתיחה מבוססת סיליקון. בריכה זו צריכה להיות בקצה אחד של הצלחת. הצלחת לנתיחה כוללת פתרון סיליקון שכבר שפכו וקשוחים בתוך צלחת פטרי זכוכית.
  4. באמצעות פסטר-pipet, למקם בריכה גדולה יותר של חיץ לנתיחה באמצע הצלחת לנתיחה.
  5. באמצעות # 5 מלקחיים, להעביר זחל ניקה אחת מהברכה הקטנה לבריכה הגדולה יותר של חיץ לנתיחה.

.2 גס Dissection של זחלים

  1. בעוד הזחל הוא עדיין בתוך הבריכה הגדולה של חיץ נתיחה לאחוז את הזחל עם המלקחיים. זוג אחד של מלקחיים יש להשתמש כדי לתפוס את הפה הווים בעוד זוג המלקחיים האחר משמש להחזיק עניםאל עדיין (לתפוס את הזחל בעדינות ב1/3 אורך גוף).
  2. החזק לייצב את זוג מלקחיים המכילים את הציפורן ליד הפה הווים תוך משיכת מהירות שאר הגוף משם עם הזוג הנוסף של מלקחיים.
  3. כשהזחל מתחיל לקרוע לגזרים אתה תרגיש שחרור קל במתח. שחרר את הזחל מהמלקחיים ולאפשר ל" אומץ "של הזחל לשפוך החוצה. זה מאפשר לדיסקים דמותי להישאר בקונפורמציה הרגילה שלהם ומונע מהם להיות מעוות.
  4. עם זוג אחד של מלקחיים לתפוס את הפה הווים שוב להחזיק את הקצה הקדמי של הזחל במקום. באמצעות זוג מלקחיים האחר להסיר את תחתון 2/3 של הזחלים כוללים את האומץ הפנימי. הערה: מורכב המכילים את הפה הווים, דיסקי עיניים מחושים, אונות מוח, גנגליון הגחון, בלוטות הרוק, כמה דיסקי רגל, והציפורן שמעליה יישארו.
  5. עם זוג המלקחיים בעדינות להסיר ציפורן שמעליה, בלוטות רוק, דיסקי רגל ורקמות אחרות. הערה: רק רקמה שצריכה להישאר הוא הפה הווים, דיסקי עיניים מחושים, אונות מוח, וגנגליון הגחון (איור 3).
  6. חזור על שלבים 2.1-2.5 עם זחלים נוספים ל15-20 דקות. הערה: דיסקים דמותי שנותרו במאגר לנתיחה לתקופות זמן ארוכים יותר נוטים לבזות וסופו של דבר יופיעו כפחות מדגימות אידיאלי להצטלם. לפיכך, לאחר מקסימום של 20 דקות כל הרקמות גזורים יש להעביר למקבע PLP (ראה להלן).

3 קיבוע והכתמה של רקמות עם נוגדנים

  1. באמצעות pipetman P-200, להעביר את הרקמות גזורים לזכוכית שעון המכילה מקבע קר Paraformaldehyde-ליזין-periodate (PLP). מגבלת נפח של חיץ נתיחה הועבר ל50 μl כדי למזער דילול של PLP. הקפד לחתוך את הקצה בסכין גילוח כדי שפתיחת הקצה היא גדולה מספיק כדי להכיל את הרקמות גזורים. בעזרת זוג מלקחיים אומחט טונגסטן להבטיח שהרקמות גזורים שקועות לחלוטין במטרה לקיבוע נאות להתרחש. דגירה רקמות גזורים במקבע PLP קר 45 דקות. דגירה זה יכול להתרחש בRT ללא תסיסה.
  2. באמצעות pipetman P-200, להעביר את הרקמות גזורים לשטוף חיץ (RT) באמצעות עוד טיפ צהוב לחתוך ל45 דקות. מגבלת נפח של PLP הועבר ל50 μl כדי למזער דילול של המאגר לשטוף. הערה: כל הרקמות גזורים צריכה להיות שקועות לחלוטין.
  3. העבר 20-30 סטים של רקמה גזור ל1.5 מ"ל צינור microfuge. הערה: אם מספרים גדולים יותר של מתחמי דיסק עיניים מחושים משולבים בתוך הצינור, יש אפשרות שהרקמה בחלק התחתון של הצינור לא תהיה חשופה כראוי לנוגדנים. לקבלת תוצאות אופטימליות לא יותר מ 20-30 מתחמי דיסק עיניים מחושים צריכים להיות נוכחים בתוך צינור אחד. הרקמה גזור יישב לחלק התחתון של צינור microfuge. צעדים לכן, שבלאחר מכן use pipetman להסיר ולהחליף חיץ לשטוף, פתרון חסימה, ונוגדנים.
  4. הסר חיץ לשטוף ולהחליף עם של פתרון חסימת 100 μl: 10% עזים בסרום נורמלי בחיץ לשטוף. לדגור על RT עם סיבוב עדין על הכתף בראש טבלה ל10 דקות.
  5. הסר פתרון חסימה ולהחליף עם של נוגדנים עיקריים 100 μl כי כבר מדוללת כראוי ב10% עזים בסרום נורמלי. לדגור על RT עם סיבוב עדין ל16 שעות.
  6. הסר נוגדנים ראשוניים ולהחליף עם 750 μl של חיץ לשטוף. מניחים צינורות על nutator ולאפשר לnutate ב RT עבור 10 דקות. הערה: הנוגדן הראשוני ניתן לשמור (חנות ב 4 ° C), ושימוש חוזר מאוחר יותר. שימוש חוזר בנוגדנים מספר פעמים יכול לעזור בהפחתה מחייבת שאינו ספציפי.
  7. לאפשר ראשים ליישב לתחתית של התחתית, ולאחר מכן להסיר חיץ לשטוף ולהוסיף של נוגדנים משני שכבר מדולל כראוי ב10% בסרום נורמלי 100 μl. לדגור על RT עם סיבוב עדין ל2̵1; 4 שעות.
  8. הסר פתרונות נוגדנים משני מרקמות ולהחליף עם 500 μl של חיץ לשטוף. לאפשר לרקמות להתיישב לתחתית של התחתית.
  9. באמצעות P-200 וקצה צהוב לחתוך, להעביר את כל הרקמות גזורים לבריכה של חיץ לשטוף שהושם על הצלחת לנתח. בעוד שתמשיך לשלב הבא של נתיחה בסדר, רקמות דגירה בחיץ לשטוף. זה עוזר להסיר נוגדנים משני עודפים.

.4 פיין Dissection של Eye-מחושים דיסק מכלולים והרכבה על גבי שקופיות

  1. השתמש בזוג אחד של מלקחיים כדי לאחוז לציפורן על ידי ווי הפה עם צד הגחון של המתחם פונה כלפי מטה. עם זוג שני של מלקחיים להסיר את שתי אונות המוח על ידי סגירת המלקחיים השניה במרחב שבין דיסקי המוח והעין (איור 3, חץ אדום) ובמהירות משך את המוח מהפה הווים.
  2. בעוד המשך אחיזת ווי הפה, לצבוט אתהרקמה הקרובה ככל האפשר לחיבור בין סעיף המחושים של דיסק העין מחושים ופי הווים (איור 3, חץ כחול). הערה: מתחמי דיסק העיניים מחושים צריכים להיות חופשיים של כל הרקמות (איור 1 א). המשך עד שכל הרקמה הרצויה הרצויה שיכול להיות ממוקמת על גבי שקופיות כבר גזור. פרוטוקול זה יכול להיות מותאם לבודד את הכנף, הבוכניות, רגל ודיסקים באברי המין דמותי (איור 1 ב-E).
  3. הוסף שתי חתיכות קטנות של נייר טישו (גודל של coverslips) כ 3 ב. בנפרד על הצלחת לנתח. מניחים בשקופית זכוכית על הצלחת - שתי החתיכות של נייר טישו צריכה להיות תחת הקצוות של השקופית. זה ימנע את השקופית מלהידבק לבסיס סיליקון של המנה לנתח.
  4. באמצעות P-20 עם קצה חתוך, להוסיף 9 μl סוכן אנטי הלבנה לאמצע שקופית מיקרוסקופ הזכוכית. זה מונע הלבנה של הרקמה כאשר צפו עם ניאוןאור.
  5. השימוש באותו קצה חתוך, לאסוף את כל דיסקי העיניים מחושים ולהוסיף אותם לירידה של מגיב נגד הלבנה. למזער את הכמות של חיץ לשטוף שמתבצע מעל. נסה להגביל את הכמות של חיץ לשטוף ל10 μl או פחות.
  6. השתמש בזוג מלקחיים כדי להפריד ולהפיץ את דיסקי עיניים מחושים בתוך הטיפה של מגיב נגד הלבנה. לאפשר דיסקים כדי לדגור במגיבים נגד הלבנה למשך מספר דקות. הערה: דיסקים יהפכו ברורים כמו הרקמה סופגת מגיב נגד ההלבנה.
  7. באמצעות מכחול עדין בעדינות להוריד את coverslip לדגימה. זה מונע ההיווצרות של בועות אוויר.
  8. חנות מחליקה ב-20 ° C עד מוכן לצפייה בדיסקים דמותי עיניים מחושים או אחרים באמצעות אור או מיקרוסקופ פלואורסצנטי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

השיטה שתוארה לעיל באופן מהימן מייצרת חומר באיכות גבוהה לניתוח עם בבדיקות באתר, כתבי תעתיק, מלכודות חלבון ונוגדנים. באיור 1 אנו מציגים דיסקי עין אנטנה, באברי המין, כנף, הבוכניות ורגל שהם התאוששו באופן שיגרתי בשיטה זו. טופלו בדיסקים אלה עם fluorophore phalloidin מצומדות-, אשר נקשר לF-אקטין ולכן מתאר כל תא. אם הרקמה תוקנה כראוי ואז תלם המוךפו"גנטי של דיסק העין, את הקצוות של הרקמה קונצנטריים מקפל בדיסקים באיברי המין, מחושים ורגליים, ואת הציר הגבי הגחון של דיס...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למרות שהליך זה במידה רבה התמקד בבידוד והטיפול הבא של דיסקי עיניים מחושים, זה ניתן לשימוש כדי לבודד ולנתח את הכנף, הבוכניות, הרגל ודיסקים באברי המין (איור 4). השינוי הנדרש היחיד של הפרוטוקול לבידוד הדיסקים הללו (בניגוד לדיסק העיניים מחושים) הוא השיטה של ​​נתיחה גסה (סעיף 2 לפרוטוקול). רגל הזוג הראשון של בית החזה (T1) נמצא בקדמי של הזחל וניתן לשחזר על ידי ביצוע הפרוטוקול לבידוד דיסק עיניים מחושים. עם זאת הדיסקים שני רגל חזה (T2) מחוברים לציפורן. כדי לבודד את הדיסקים...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים שאין להם אינטרסים פיננסיים מתחרים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ברצוננו להודות לדונלד מוכן וקווין משה להוראת JPK הליך נתיחת דיסק דמותי המקורי. אנו מודים גם לבונים Weasner לדיסק באברי המין באיור 1 ואת דיסק עין באיור 2 א, ברנדון Weasner לאיור 3, מרכז Bloomington דרוזופילה המלאי לכתמי זבוב ובנק Hybridoma התפתחותית לימודים לנוגדנים. CMS כבר נתמך על ידי מלגה מהמכון הלאומי לבריאות (NIH) GCMS הדרכת גרנט (T32-GM007757), פרנק וו Putnam מלגת המחקר, ורוברט בריגס מלגת המחקר. JPK נתמך על ידי מענק מהעין הלאומית (R01 EY014863)

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
ערכת אלסטומר סיליקון Sylgard 184Dow Corning184 SIL ELAST KIT 0.5 ק"גמשמש ליצירת בסיס לצלחת חיתוך
צלחת פטרי זכוכית Pryex 150 x 20 מ"מDow Corning3160-152COהשתמש בכיסוי לצלחת חיתוך
#5 ניתוח מלקחייםטד פלה525יש לשמור על מלקחיים חדים מאוד
9 באר שעון זכוכיתספקיםVairousמשמש לקיבוע של מתחמי דיסק דמיוניים
50 מ"ל בקבוק ארלנמאיירספקים
ערבוב קטןספקיםקטן מספיק כדי להתאים לבקבוק ארלנמאייר
50 מ"ל צינורות חרוטייםספקים
צינורות מיקרופוגה 1.5 מ"לספקיםשקוף או כהה בהתאם ליישום
מתלהמיקרופוגהספקים שונים מסובב
ספסלספקים100 & #956; l נפח לא אמור להתיז בהגדרה נמוכה
ParaformaldehydeMacron Chemicals2-26555-1משמש כקיבוע
נתרן פוספט MonobasicSigma Chemical CoS-3139משמש לייצור מאגרי דיסקציה וכביסה
נתרן פוספטDibasic Sigma Chemical Co71636משמש לייצור מאגרי דיסקציה וכביסה
LysineAcros Organics125221000משמש בתמיסת הקיבוע
Sodium PeriodateSigma Chemical CoS-1878משמש בתמיסת הקיבוע
Triton X-100EMD ChemicalsMTX1568-1משמש לניקוב דיסקים דמיוניים
נתרן הידרוקסידEM ScienceSX0593-3משמש להמסת פרפורמלדהיד
100% סרום עיזים רגילמעבדות ג'קסון005-000-121משמש כפתרון חוסם
נוגדניםראשוניים ספקיםמדללים בסרום עיזים 10% לפי הוראות היצרן
נוגדנים משנייםספקיםמדללים בסרום עיזים 10% לפי הוראות היצרן
Vectashieldבדיקות מולקולריותH-1000מונע הלבנה של דגימות
שקופיות מיקרוסקופFischer Scientific48312-003
כיסוי זכוכית מחליק 18 x 18 מ"מFischer Scientific12-542A
Kimwipe רקמותספקיםמונע מגלשות זכוכית להיצמד לבסיס סיליקון
מברשת Panit 000ספקיםהשתמש כדי להוריד בעדינות את הכיסוי לדגימות
שונים מוט שונים שונים שונים שונים שונים שונים שונים שונים

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Weismann, A. Die nachembryonale entwicklung der Musciden nach beobachtungen an Musca vomitoria und Sarcophaga carnaria. Zeit. Wiss. Zool. 14, 187-336 Forthcoming.
  2. Cohen, S. M. Imaginal disc development. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. 747-841 (1993).
  3. Held, L. I. Imaginal Discs: The Genetic and Cellular Logic of Pattern Formation. Developmental and Cell Biology Series. 39, Cambridge Press. 460(2002).
  4. Miall, L. C., Hammond, A. R. The development of the head of the imago of Chironomus. Trans. Linn. Soc. Zool. 5, 265-279 Forthcoming.
  5. Kellog, V. L. The development and homologies of the mouth parts of insects. Am. Nat. 36, 683-706 (1902).
  6. Eassa, Y. E. E. The development of imaginal buds in the head of Pieris brassicae Linn. (Lepidoptera). Trans. R. Entomol. Soc. Lond. 104, 39-51 (1953).
  7. Bryant, P. J., Schneiderman, H. A. Cell lineage, growth, and determination in the imaginal leg discs of Drosophila melanogaster. Dev Biol. 20, DOI. 263-290 (1969).
  8. Postlethwait, J. H., Schneiderman, H. A. A clonal analysis of development in Drosophila melanogaster: morphogenesis, determination and growth in the wild type antenna. Dev. Biol. 24, 477-519 (1971).
  9. Anderson, D. T. The development of hemimetabolous insects. Developmental Systems. Counce, S., Waddington, C. H. , Academic Press. New York. 165-242 (1972).
  10. Anderson, D. T. The development of hemimetabolous insects. Developmental Systems. Counce, S., Waddington, C. H. , Academic Press. New York. 96-163 (1972).
  11. Crick, F. H. C., Lawrence, P. A. Compartments and polyclones in insect development. Science. 189, 340-347 (1975).
  12. Wieschaus, E., Gehring, W. Clonal analysis of primordial disc cells in the early embryo of Drosophila melanogaster. Dev Biol. 50 (2), 249-263 (1976).
  13. Lawrence, P. A., Morata, G. The early development of mesothoracic compartments in Drosophila. An analysis of cell lineage and fate mapping and an assessment of methods. Dev Biol. 56 (1), 40-51 (1977).
  14. Madhaven, M. M., Schneiderman, H. A. Histological analysis of the dynamics of growth of imaginal discs and histoblast nests during the larval development of Drosophila melanogaster. Wilhelm Roux Archive. 183, 269-305 (1977).
  15. Kumar, J. P. Retinal determination the beginning of eye development. Curr Top Dev Biol. 93, 1-28 (2010).
  16. Kumar, J. P. My what big eyes you have: how the Drosophila retina grows. Dev Neurobiol. 71 (12), 1133-1152 (2011).
  17. Golic, K. G., Lindquist, S. The FLP recombinase of yeast catalyzes site-specific recombination in the Drosophila genome. Cell. 59, 499-509 (1989).
  18. Xu, T., Rubin, G. M. Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues. Development. 117 (4), 1223-1237 (1993).
  19. Duffy, J. B., Harrison, D. A., Perrimon, N. Identifying loci required for follicular patterning using directed mosaics. Development. 125 (12), 2263-2271 (1998).
  20. Ito, K., et al. The Drosophila mushroom body is a quadruple structure of clonal units each of which contains a virtually identical set of neurones and glial cells. Development. 124 (4), 761-771 (1997).
  21. Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) for Drosophila neural development. Trends Neurosci. 24, 251-254 (2001).
  22. Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice. Dev. Biol. 53, 217-240 (1976).
  23. Wolff, T., Ready, D. F. The beginning of pattern formation in the Drosophila compound eye: the morphogenetic furrow and the second mitotic wave. Development. 113, 841-850 (1991).
  24. Heberlein, U., Wolff, T., Rubin, G. M. The TGF beta homolog dpp and the segment polarity gene hedgehog are required for propagation of a morphogenetic wave in the Drosophila retina. Cell. 75, 913-926 (1993).
  25. Ma, C., et al. The segment polarity gene hedgehog is required for progression of the morphogenetic furrow in the developing Drosophila eye. Cell. 75, 927-938 (1993).
  26. Heberlein, U., et al. Growth and differentiation in the Drosophila eye coordinated by hedgehog. Nature. 373, 709-711 (1995).
  27. Dominguez, M., Hafen, E. Hedgehog directly controls initiation and propagation of retinal differentiation in the Drosophila eye. Genes Dev. 11, 3254-3264 (1997).
  28. Pignoni, F., Zipursky, S. L. Induction of Drosophila eye development by Decapentaplegic. Development. 124, 271-278 (1997).
  29. Borod, E. R., Heberlein, U. Mutual regulation of decapentaplegic and hedgehog during the initiation of differentiation in the Drosophila retina. Dev. Biol. 197, 187-197 (1998).
  30. Masucci, J. D., Miltenberger, R. J., Hoffmann, F. M. Pattern-specific expression of the Drosophila decapentaplegic gene in imaginal disks is regulated by 3' cis-regulatory elements. Genes Dev. 4, 2011-2023 (1990).
  31. Blackman, R. K., et al. An extensive 3' cis-regulatory region directs the imaginal disk expression of decapentaplegic, a member of the TGF-b family in Drosophila. Development. 111, 657-665 (1991).
  32. Campos, A. R., et al. Molecular analysis of the locus elav in Drosophila melanogaster: a gene whose embryonic expression is neural specific. Embo J. 6 (2), 425-431 (1987).
  33. Robinow, S., White, K. The locus elav of Drosophila melanogaster is expressed in neurons at all developmental stages. Dev Biol. 126 (2), 294-303 (1988).
  34. Kumar, J. P. Building an ommatidium one cell at a time. Dev Dyn. 241 (1), 136-149 (2012).
  35. Kimmel, B. E., Heberlein, U., Rubin, G. M. The homeo domain protein rough is expressed in a subset of cells in the developing Drosophila eye where it can specify photoreceptor cell subtype. Genes Dev. 4 (5), 712-727 (1990).
  36. Dokucu, M. E., Zipursky, S. L., Cagan, R. L. Atonal, rough and the resolution of proneural clusters in the developing Drosophila retina. Development. 122 (12), 4139-4147 (1996).
  37. Kumar, J. P., Moses, K. M. EGF Receptor and Notch signaling act upstream of Eyeless/Pax6 to control eye specification. Cell. 104, 687-697 (2001).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

PLP

מאמרים קשורים