מאמר שיטה

כימות של הגנת עצבים וכלי דם בעקבות חסימת עורק חוזר חוסר חמצן אכשור קד וחלוף התיכון מוחין של עכברים

13.5K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/52675

⸱

4 במאי 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology and Neurotherapeutics, University of Texas Southwestern Medical Center, 2Department of Neurological Surgery, Washington University School of Medicine

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר התניה מוקדמת היפוקסית חוזרת ונשנית, או חשיפות קצרות להיפוקסיה מערכתית המפחיתות את נפחי האוטם והפרעה במחסום הדם-מוח בעקבות חסימה חולפת של עורק המוח האמצעי בעכברים. הוא גם מפרט כימות כפול של נפח האוטם והפרעה במחסום הדם-מוח לאחר שבץ מוחי כדי להעריך את היעילות של הגנה נוירו-וסקולרית.

תקציר

מודלים של בעלי חיים ניסיוניים של שבץ הם כלים רבות ערך להבנת הפתולוגיה שבץ ופיתוח אסטרטגיות טיפול יעילים יותר. פרוטוקול 2 שבוע לנפשי מראש חוסר חמצן חוזר (RHP) גורם הגנה לטווח ארוך מפני פגיעה במערכת עצבים מרכזית (CNS) במודל של עכברים של שבץ איסכמי מוקדי. RHP מורכב של 9 חשיפות סטוכסטיים להיפוקסיה שמשתנות בשני המשך (2 או 4 שעות) והעצמה (8% ו -11% O 2). RHP מפחית כרכי אוטם, הפרעה דם-מוח מכשול (BBB), ותגובה הדלקתית השבץ-פוסט לשבועות בעקבות החשיפה האחרונה להיפוקסיה, המצביע על אינדוקציה ארוכת טווח של פנוטיפ CNS-מגן אנדוגני. המתודולוגיה לכימות הכפול של אוטם נפח ושיבוש BBB היא יעילה בהערכת הגנת עצבים וכלי דם בעכברים עם RHP או neuroprotectants המשוער אחר. עכברים השוויצריים וובסטר מבוגר גברים היו מותנים מראש על ידי RHP או חשיפות משך-שווה ערך ל 21% O כלומר). חסימת 60 דקות חולפת אמצע מוחי עורק (tMCAo) הייתה מושרה 2 שבועות בעקבות חשיפת חוסר חמצן האחרונה. שתי החסימה וreperfusion אושרו על ידי Flowmetry דופלר לייזר transcranial. עשרים ושתיים שעות לאחר reperfusion, אוונס הכחול (EB) הייתה בהזרקה לוריד דרך הזרקה לוריד זנב. 2 שעות מאוחר יותר, בעלי החיים הוקרבו על ידי סעיפי יתר ומוח isoflurane הוכתמו כלוריד 2,3,5- triphenyltetrazolium (TTC). כרכי אוטמים אז היו לכמת. בשלב הבא, EB הופקה מהרקמה מעל 48 שעות כדי לקבוע הפרעה BBB לאחר tMCAo. לסיכום, RHP הוא פרוטוקול פשוט שניתן לשכפל, עם עלות מינימאלית, כדי לגרום להגנה לטווח ארוך אנדוגני עצבים וכלי דם מפציעה שבץ בעכברים, עם פוטנציאל translational למצבי מחלה פרו-דלקתיים אחרים המבוססים על מערכת העצבים המרכזית ומערכתיים.

מבוא

כגורם המוביל למוגבלות מבוגרים והגורם המוביל הרביעי של מוות, שבץ הוא אחת מדינות המחלה המתישות ביותר העומדות בפני האוכלוסייה הבוגרת בארצות הברית. מודלים של בעלי החיים 1 לשבץ לאפשר לחקירה ניסיונית של שיטות חדשות לצמצום פגיעת איסכמית ו שיפור התאוששות שבץ-פוסט. שדרת רומן אחד למחקר translational כזה נפשית מראש. אכשור קד הוא השימוש המכוון של גירוי נזק הלא-מנת להפחית את הנזק שמלאחר מכן, וחמורה יותר, פציעה. 2 נפשית מראש חוסר חמצן הוכח לייצר שינויי pleiotropic במוח המספקים הגנה מפני שבץ בשני in vivo ובניסויים במבחנה . 3 עם זאת, חשיפה יחידה להיפוקסיה מציעה רק neuroprotection לטווח קצר, וישכנע פחות מ -72 שעות של סובלנות נגד איסכמיה בעכברים בוגרים. 4 גם לאחר ארבעה שבועות של חשיפות יומיות 14 שעות להיפוקסיה hypobaric, לין ואח '. FOund neuroprotection שספג רק לנפשי מראש אחד בשבוע. 5 חוזרים חוסר חמצן (RHP) מאופיין בסטיות אקראיות בתדירות, משך, ועוצמת חשיפות חוסר חמצן. בניגוד לאתגר נפשית מראש יחיד, RHP גורם פנוטיפ cerebroprotective שנמשך עד שמונה שבועות בעכברים. 6 RHP מופחת כרכי אוטם, מחסום דם-מוח הפרעה (BBB), דלקת של כלי דם, וdiapedesis יקוציט במשך שבועות לאחר חשיפת חוסר חמצן הסופית . RHP מופחת במיוחד דלקת במוח איסכמי על ידי הפחתה של תאי T, מונוציטים, ואוכלוסיות מקרופאג, תוך שמירה על אוכלוסיות תאי B בחצי כדור איסכמי. 7 למעשה, RHP מושרה פנוטיפ לדיכוי המערכת החיסונית בעכברים לפני כל פגיעה במערכת העצבים המרכזית, כולל שבץ. תאי B שטופל RHP המבודדים מעכברים בריאים שטופל RHP הציגו פנוטיפ אנטי דלקתי ייחודי, עם downregulation של שתי מצגת אנטיגן וייצור נוגדנים.ירידה כללית במנגנונים חיסוניים אדפטיבית פרו-דלקתיים גורמת RHP מתודולוגיה מצוינת לגרום לדיכוי חיסוני אנדוגני למחלות דלקתיות של מערכת העצבים המרכזית ספציפיות לא רק, אלא גם דגמי פציעה או מחלה מערכתיות הכוללים פתולוגיה פרו-דלקתית.

RHP מפחית שני האוטם הבא חסימה חולפת אמצע מוחי עורק (tMCAo) נפח ושיבוש BBB. מודלים של בעלי חיים של שבץ, כגון tMCAo הנפוץ, לשפר באופן דרמטי את ההבנה של הפתופיזיולוגיה של שבץ, כמו גם את העיצוב של Neurotherapeutics היעיל יותר. ראשון שפותח על ידי אל קואיזומי et., בשנת 1986, 8 הליך tMCAo הוא שיטה נפוצה של גרימת שבץ במכרסמים ואחת מהשיטות המועדפות לחקירת הדלקת הבאה reperfusion. כשיטות לtMCAo להתפתח, השימוש עדכנית יותר של חוטים מצופים סיליקון לצמצם עוד יותר את הסיכון לדימום תת-עכבישים בהשוואה לדגמים אחרים 9,10 </ Sup> ולשפר את האמינות, אם כי למרבה הצער tMCAo לעתים קרובות מייצר וריאציה רחבה בכמויות אוטם. 11-13 רוב המחקרים האלה להתוות אזורי אוטם בחלקים במוח עטרה על ידי צביעה עם כלוריד triphenyltetrazolium 2,3,5- (TTC), נחשב תקן זהב לכימות אוטם כי זה הוא דרך פשוטה וזולה כדי לייצר תוצאות חיות, לשכפול. TTC משמש כמצע של dehydrogenases הנוכחי במיטוכונדריה. כאשר פרוסות מוח נחשפות לפתרון TTC, TTC נלקח באופן סלקטיבי לתאים חיים שבו המוצר שלה שאינן מסיס בהפחתה, formazan, שוקע לצבע אדום עמוק במיטוכונדריה קיימא. בגלל תפקוד לקוי של המיטוכונדריה ברקמה איסכמית, רקמה זו נשארה לבנה, המאפשרת להתמיינות של רקמות פגועות ובריאים. 14

RHP גם מפחית הפרעה BBB בחצי כדור איסכמי. 6 לכן, הכימות הכפול של שלמות BBB בתוך אותה בגשמים כמבוססים TTC נפח אוטם קביעות 15 היו לספק מידע שימושי על היעילות המלאה של הגנת אנדוגני, וקשרים סיבתיים אפשריים בין ההפרעה BBB ואוטם בבעלי חיים שלא טופלו ומטופלים. הזרם של דם היקפי באמצעות BBB שיבש, המשני לשבץ, מגביר אוכלוסיות יקוציט, ציטוקינים פרו-דלקתיים, סטרס חמצונים, בצקת vasogenic, ושינוי המורגי בחצי כדור איסכמי, סופו של דבר להגדיל את שיעורי זיהום ותמותה בחולים עם שבץ איסכמי . 16,17 שיטה נפוצה למדידת ההפרעה BBB במודלים של בעלי חיים היא דרך כימות של אוונס כחול דליפת צבע (EB) לתוך המוח. 15,18-21 EB נקשר באופן סלקטיבי לסרום אלבומין, חלבון כדורי (MW = 65 KDA) שלא לחצות את BBB בבעלי החיים ללא כל פגע. 22 בעקבות שבץ איסכמי, EB מחלחלת למוח, ומאיר ב620 ננומטר, המאפשרת למדידת צפיפות האופטית within perfused parenchyma נפצע. 22 הצפיפות האופטית היא ביחס ישר לחדירות של BBB כאשר EB כבר דהויה של כלי הדם בקליפת המוח שלאחר המוות על ידי זלוף transcardiac. עם העיבוד המיידי של מוח הצבעוני TTC בבעלי חיים עם ממשל EB, שני נפח האוטם ושיבוש BBB ניתן לכמת בצורה יעילה. יש לציין, עם זאת, כי פגיעה עצבית וההפרעה BBB אינם תהליכים מקבילים במוח השבץ-פוסט, 23,24 כך את הבחירה של זמן של הקרבה הוא שיקול חשוב.

הפרוטוקול שלהלן מפרט את שיטת RHP, שיטת tMCAo גרימת חסימת עורקים זמנית שמודלי חסימות אמצע מוחי עורק בחולים אנושיים, ושיטות היסטולוגית הכפולה לקביעת נקודות קצה פציעת שבץ עצבית וכלי דם. TTC מודד מוות של תאים ונזק לרקמות מצטברות, המאפשר לכימות של כרך אוטם כוללUme, בעוד EB מספקת לכימות חצאי המוח של נזק BBB.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

הערה: פרוטוקול זה אושר על ידי הוועדה המוסדית הטיפול בבעלי חיים והשימוש (IACUC) בדרום המרכז הרפואי UT שפועלת לפי המכון הלאומי למדיניות בריאות (NIH) לשימוש בבעלי חיים ניסיוניים.

1. חוזר חוסר חמצן אכשור קד

  1. עיצוב מותאם אישית ארבע מדידת תצרוכת על רגולטורי גז ולצרף לתאי אינדוקציה 15 L סטנדרטיים עם צינורות PVC כדי לאפשר גז דחוס מהחמצן (2 O) טנקים לזרום לתוך התאים באמצעות נמל כניסה. ראה ציוד וחומרים לפרטים נוספים על עיצוב מותאם אישית.
  2. לחלק עכברים לתוך 2 קבוצות: חוזר חוסר חמצן אכשור קד (RHP) קבוצה, שתקבלנה חשיפות 8% ו -11% O 2, וקבוצת הבקרה, שתקבלנה חשיפות 21% O 2 (אוויר חדר) במקביל. ראה טבלת 1 לשינויים בתדירות, עצימות (8 ו -11% O 2 או 21% O 2), ומשך (2 או 4 שעות) של חשיפות RHP.
  3. הסר את מכסה המסנן העליון של כל כלוב ולמקם את הכלוב, עם בקבוקי מים ומזון בשלמות, בתאים מחוברים לO בהתאמה 2 הטנקים שלהם. סגור ולאבטח את המכסה של התא.
    1. פתח את ברז הגז הראשי לטנקים ולהגדיר את הזרימה הראשונית לכל תא אינדוקציה 2 ליטר לדקה (LPM) במשך 5 דקות הראשונות של חשיפה. להפחית את קצב הזרימה לLPM 1 לשארית החשיפה.
    2. בסוף החשיפה, להפחית את הזרימה ל0 LPM ולסגור את שסתום הגז לטנקים.
    3. פתח את המכסים קאמריים ולהחליף את המכסה העליון מסנן בכל כלוב. מניחים את הכלובים בדיור סטנדרטי עד חשיפת חוסר חמצן הבאה.
  4. לרסס את כל חדר אינדוקציה עם NPD (Steris) או חומר חיטוי / מפיג ריח שווה ערך לאחר כל שימוש.
  5. לחשוף 21% ושני עכברי RHP באותו הזמן של היום במהלך שבועיים, כמתואר בטבלה 1.

2. חלוףחסימת עורק המוח אמצעית (tMCAo)

  1. ראה דיון לפרטים נוספים על העיתוי של שבץ בעקבות חשיפת RHP סופית.
  2. הכן מקום עבודה ניתוח ספטית. מקום עבודה שמסביב נקי עם אתנול 70% או חיטוי שווה ערך וחיטוי כל הכלים כירורגיים.
    1. להגדיר את מכשיר הלייזר דופלר Flowmetry (LDF) כדי למדוד שינויים יחסי בזרימת דם במוח (CBF). הפעל את כרית החימום עד 37 מעלות צלזיוס. הפעל את החממה עד 34 מעלות צלזיוס.
  3. הרדימי עכברים עם חשיפה קצרה לתערובת של 4% isoflurane / 70% מס '2/30% O 2 בתא אינדוקציה קטן. אשר הרדמה תקינה על ידי אורח קל צובט את הכף. אם העכבר ייסוג כפתה, להחזיר את העכבר לתא האינדוקציה ולהמשיך חשיפת isoflurane.
  4. הסר עכברים מתא האינדוקציה ההרדמה ולהוסיף במהירות את האף של העכבר בחרטום. פתח את זרימת הגז לחרטום, סגירת זרימה לanesthesia תא אינדוקציה.
    1. מבלי לשנות את NO 70% 2/30% O 2 תערובת גז, לתקן isoflurane על 1.8% כמנת תחזוקה למשך השארית של ההליך. הנשימה צריכה להישאר איטית וקבועה לאורך כל ההליך, אלא אם נשימה הופכת מהירה ורדודה, להגדיל את מינון isoflurane. מינון תחזוקה עשוי להשתנות בין ייצור ציוד ובעלי החיים המשמשים בניסוי.
  5. באמצעות microshaver, לגלח את השיער באזור הזמני בין הפינה של העין ואת האוזן, כמו גם קו האמצע הגחון של הצוואר. הסר פרווה עודפת וליישם חומר סיכה עינית עם מקלון צמר גפן סטרילי כדי לשמור על הקרניות מהתייבשות במהלך ההליך. נגב את אזור חתך עם רפידות אלכוהול וprovidone-יוד ספוגית עם מקלון צמר גפן סטרילי כדי לשמור על תנאים אספטיים.
  6. לנהל משככי כאבים על פי הנחיות כירורגית מכרסמים.
  7. עושה חתך דרך העור הזמני בין העין והאוזן.לחשוף את השרירים temporalis. שימוש במייקרו-מספריים כירורגיות, לחתוך את רצועת שרירים הזמנית ברכס הזמני בתוך השטח של striation שריר הלבן.
    1. דחף בעדינות את חלק הארי השריר רוחבי עם מלקחיים כדי להמחיש את עורק המוח האמצעי (MCA) דרך הגולגולת. לאחר החתך של השריר הזמני, האזור עלול להתמלא בדם. בעדינות להשתמש מקלון צמר גפן כדי לעצור דימום פוטנציאלי.
    2. מקד את קצה הבדיקה LDF לאזור MCA. רשום את הכלי נבחר אזור זה משתנה בין עכברים.
    3. החזק את LDF במקום ומיושר עם הגולגולת עד שטף תאי דם אדום יציב הוא לקרוא ולהקליט ערך זה כCBF הבסיס. CBF בסיס האידיאלי בליזר דופלר Flowmetry הוא> 600 שטף, אבל זה ישתנה עם יצרן. אם CBF הבסיס הוא <400 שטף, זרימת ההקלטה היא סיכוי טוב ביותר מווריד בקרבת מקום, או מיקום לא שלם של החללית על כלי היעד.
  8. לאחר CBF הבסיס הוקם, repositiעל העכבר, כך שהצוואר חשוף. התמיכה ראשה ולשמור על העכבר בהרדמה יציבה מnosecone.
  9. לעשות חתך קו האמצע הגחון מממש מתחת ללסת התחתונה לעצם הבריח.
    1. בעזרת מלקחיים, בוטה לנתח כל fascia השטחי לחשוף את עורק תרדמה המשותף שמאל (CCA). הפרד את המרכז לאמנות עכשווית מרקמת חיבור והעצב התועה.
    2. באופן קבוע ולקשור המרכז לאמנות עכשווית עם תפר 6.0 משי. מניחים את תפר ligating כהפרוקסימלי ככל האפשר כדי לאפשר מספיק מקום להגורם לחסימת מיקום נימה.
    3. לולאה ורופפת לקשור תפר משי 6.0 שני סביב דיסטלי המרכז לאמנות עכשווית לתפר המיסוך. היזהר שלא לחסום את העורק כחוט המיסוך יהיה בהמשך להיות מושחל דרך הראש.
    4. השתמש מהדק areterial serrafine מייקר 8 x 2 מ"מ אור כדי לצבוט דיסטלי המרכז לאמנות עכשווית לתפר משי רופף-קשור. רם בעדינות את המרכז לאמנות עכשווית עם מלקחיים ולעשות חתך אורכי קטן, כהפרוקסימלי לתפר ligating כאפשרי עם 3 Vannas מ"מ.
    5. נושא נימה מצופה סיליקון 12 מ"מ 6.0 מד מיסוך ניילון דרך החתך להיכנס ללומן העורק, ולאחר מכן לקדם אותו כמה מ"מ. באופן רופף להדק את תפר משי הרופף השני סביב קצה חוט המיסוך על מנת להבטיח את זרימת דם לא לדחוף את החוט מהמרכז לאמנות העכשווית ולהסיר את המהדק העורק.
    6. בהסתעפות הראשונה של המרכז לאמנות העכשווית בעורק התרדמה הפנימית (רשפ"ת) ועורק התרדמה החיצונית (ECA), חוט חוט להט המיסוך לסניף תקין של ההסתעפות הראשונה שנכנס לICA.Advance נימה המיסוך 9-10.5 עבר מ"מ תפר המשי השני לתוך העורק השמאלי הפנימי הראשי (רשפ"ת).
    7. זמן קצר לאחר שנכנס ליק"א, לקדם את נימה המיסוך לסניף השמאלי בהסתעפות השנייה בין הרשפ"ת ועורק pterogopalantine (PPA). ויזואליזציה של PPA סביר כך להמשיך עד שאתה מרגיש התנגדות קלה עם מיקום מלא של חוט להט המיסוך.הרמת ICA עם מלקחיים עשויה לעזור לנימת חוט בקלות רבה יותר לסניף השמאלי של birfurcation השני. להדק את תפר המשי השני.
    8. הפעל את העכבר כך החתך מעל MCA גלוי. עם ציוד LDF, לאשר כי CBF חסום באמצעות קריאות LDF. חסימה מוצלחת היא הפחתה> 80% מCBF הבסיס.
    9. לחלוטין להדק וכפול-קשר תפר המשי השני סביב חוט המיסוך כאשר התנוחה הנכונה מושגת. במידת צורך, מעט לדחוף באו לשלוף את חוט להט המיסוך להשיג קריטריוני CBF לחסימה מוצלחת (למשל הפחתה> 80% מבסיס CBF).
    10. סגור את פתיחת הצוואר והראש עם תפרי 6.0 ניילון.
  10. מקום עכברים בחממת C ° 34 למשך החסימה. אורך מומלץ של חסימה הוא 60 דקות, אבל זה משתנה על פי גיל, הבדלי זן תלוי באנטומיה כלי דם במוח, 25 והיקף injury רצוי (קל, בינוני, קשה). ודא שחיות תחזורנה להכרה בתוך דקות של יורד הרדמה.
  11. -להרדים מחדש את החיות עם isoflurane, כמתואר בשלב 2.3, 5 דקות לפני תום תקופת החסימה מוגדר מראש, לפתוח את החתך בקרקפת ולאשר כי זלוף MCA עדיין מופחת באמצעות קריאות LDF transcranial. אם CBF לא מצטמצם במידה מספקת (למשל
  12. פתח את החתך בצוואר קו האמצע ורופף לקשור תפר משי שלישי סביב המרכז לאמנות העכשווית, דיסטלי התפר השני משי אבל הפרוקסימלי להסתעפות המרכז לאמנות עכשווית, כדי להבטיח שעורק התרדמה החיצוני (ECA) יישאר קיימא לאחר נימה מוסרת.
    1. לחתוך או להתיר את הקשר שמחזיק את חוט להט המיסוך (כלומר, תפר משי שני) ולמשוך את חוט להט המיסוך לאט. ברגע שהוסר, לסגור במהירותתפר משי שלישי סביב המרכז לאמנות העכשווית כדי למזער זרימה חוזרת של דם מICA. פעמיים קשר תפר וזה לסגור את החתך עם תפרי 6.0 ניילון.
    2. למקם את העכבר כדי לכמת את הרמה של CBF לאחר 5 דקות של reperfusion. reperfusion המוצלח מוגדר בדרך CBF של> 50% של CBF תחילת המחקר, אך, כעם זרימת חסימה, חוקרים יכולים לקבוע קריטריון שלהם. אם בעלי חיים מפגינים CBF מתחת ל -50% מהבסיס שלהם, סביר להניח MCA הוא "באופן קבוע" יחסום, ובכך מייצג עוד קריטריון הדרת מחקר.
    3. סגור את שני החתכים עם תפרי 6.0 ניילון. לספק מלוח, הרדמה (לידוקאין), ואנטיביוטיקה לפי הנחיות מכרסמים. עם זאת כמה מנות קטנות של אנטיביוטיקה (3 מ"ג / קילוגרם של minocycline) כבר נמצאו להיות שבץ הבא neuroprotective. 26
  13. לאחר שהשיב את התודעה בחממה המחוממת לאחר ניתוח, עכברי מקום בכלוב נקי, סטרילי. לספק foo הלחתוספים תזונתיים או ד לחות תזונתיים ג'ל וצלחת פטרי של מים כמו החיות יהיו מוגבלות ניידות לאחר שבץ. לפקח מקרוב בעלי חיים במהלך התאוששות לכאב לאחר ניתוח מוגזם ומוות.

3. אוונס כחול הזרקה (EB)

  1. הזרק שעה EB 22 לאחר reperfusion וצריך לזרום בזרם הדם לשעה 2 לפני להקריב וצביעת TTC.
  2. תן פתרון EB להזרקה (2% EB מלוחים) ולערבב בעדינות בטמפרטורת חדר. פתרון סינון דרך נייר סינון או לדחוף דרך מסנן 0.2 מיקרומטר מצורף מזרק קטן כדי להסיר EB שלא נמסה ולאחסן בטמפרטורת חדר.
  3. הכן את כמות הדרושה להזרקת EB (4 מיליליטר / קילו משקל גוף) צייר את הכמות הרצויה של צבע לתוך מזרק אינסולין 0.3 סמ"ק עם מחט מד 29 ולהבטיח שהפתרון הוא בטמפרטורת חדר
    1. לרסן את העכבר באמצעות עוצר תחתית שטוחה. החזק את הזנב כך הווריד לרוחב הוא uppermost. ורידים לרוחב נמצאים משני צדי קו האמצע של הזנב. החזק את קצה הזנב כדי לשמור על העכבר יציב להזרקה.
    2. הכנס את המחט לווריד כ 3.5 מ"מ, נזהר שלא לנקב את הווריד. ודא שהמחט היא ברוח ידי ציור את הבוכנה ומחפש עקבות של דם.
    3. להזריק כל הצבע במהלך דקות 1. אם הפתרון הוא הולך לווריד לא צריך להיות התנגדות מינימאלית כלחץ מוחל על המזרק. לאשר ממשל ורידים מערכתי מוצלח של EB על ידי שינוי צבע מיידי בזנב, הגפיים, והעיניים של העכבר.
    4. הסר את המחט מהזנב והעדינות להפעיל לחץ באמצעות גזה נקייה כדי לעצור את הדימום.
  4. בגין עיתוי כאשר העור של העכבר הופך לכחול. לאפשר EB לזרום לשעה 2 לחדור BBB נחלש.

4. 2,3,5- Triphenyltetrazolium כלוריד (TTC) מכתים

  1. זלוף וצביעת TTC צריך להתרחש 24 שעות לאחר reperfusion.
  2. הכן פתרון TTC 2% לפני המועד המיועד להקרבה. הוסף 10 גרם של אבקת TTC 500 מיליליטר של תמיסת מלח שנאגרו 0.01 M פוספט (PBS), pH 7.4. פתרון חום עד 37 מעלות צלזיוס באמבט מים כדי להקל solubilizing של TTC. זהירות: אבקת TTC ופתרון הם עור, ריאות, וגירוי בעין. ללבוש ציוד מגן אישי מתאים בעת טיפול בחומרים אלה.
    1. ברגע שהאבקה נמסה לגמרי, מייד להעביר לבקבוק, כיסוי בנייר כסף, וחנות על 4 מעלות צלזיוס. TTC והרקמה צבעונית עם TTC הם רגישים לאור.
  3. בגיל 24 שעות לאחר tMCAo ושעה 2 לאחר מתן EB, להקריב את החיה עם מנת יתר isoflurane בתא אינדוקציה קטנה. זלוף צריך להתחיל מייד לאחר sacricice כדי למזער autolysis שמתחיל בהיעדר חמצן לאחר מוות.
  4. במהירות לאבטח את בעלי החייםעל פלטפורמת קלקר עם אמות תלו באמצעות כפות. חותך חתך רוחב דרך קיר הבטן מקו האמצע ממש מתחת לבית החזה. בזהירות לחתוך דרך הסרעפת כדי לחשוף את הלב.
    1. התחל משאבת זלוף ב 5 מיליליטר / קצב זרימה דק עם מזרק 60 סמ"ק מלאים בקרח הקר 0.01 M PBS ומחובר למחט עירוי מכונף 27 מד. הנח את קצה המחט על 0.5 סנטימטר לתוך החדר השמאלי של הלב וחתך את אטריום ימין. בהדרגה דם ורידים בדילול צריך לזרום החוצה של אטריום בזלוף עד דם ורידים מופיע חסר צבע. Transcardially perfuse מלוח 30 מיליליטר 0.01 M פוספט (PBS) דרך הלב.
  5. הוסף 5 מיליליטר של תמיסת TTC ל -20 בקבוקי נצנץ שקופים.
  6. מייד לאחר זלוף, לערוף את בעלי החיים ולנתח את המוח באמצעות מספריים קטנים ומרית במידת צורך. בדוק את המוחות להוציא בעלי חיים שעברו hemorrha תת-עכבישיםGE במעגל ויליס, המשני למיקום תפר. בדוק שחצי הכדור הנגדי לMCA החסום מופיע חיוור, ללא דליפת EB מורגשת או בצקת.
  7. יוצקים PBS לתוך מטריצת מוח אקריליק שנועדה להפוך את סעיפי עטרה עבים 1.0 מ"מ של מוח עכבר. מניחים את המוח, צד גב, לתוך המטריצה ​​ויוצקים מייד PBS על המוח. שמור את המוח לח.
    1. הסר את נורות חוש הריח על ידי החדרת להב עבה 0.21 מ"מ נירוסטה לחריץ השני מהצד מקורי של מטריקס.
    2. הסר את המוח הקטן על ידי החדרת להב בחריץ הרביעי מהצד הזנב של מטריקס.
    3. הכנס להב לתוך חריץ אמצע החריצים שנותרו במטריצה. הכנס את הלהבים שנותרו, באופן שווה שחצתה את הרקמה שנותרה על מנת להבטיח רוב אפילו ההפצה של רקמות במהלך החיתוך.
    4. ברגע שכל הלהבים הוכנסו, להוסיף 1-2 טיפות של PBS למוח כדי ללחלח אותו.
    5. הסר את הלהבשל אחד בכל פעם מהמטריצה ​​מתחילה עם האזור מקורי. שמור 7 פרוסות הראשונות לניתוח TTC לאחר tMCAo. השתמש מרית קטנה כדי להעביר בזהירות את הפרוסות מהלהב לבקבוקון המלא-TTC.
  8. לאחר כל החלקים נמצאים בבקבוקון, הכובע ואת המקום באמבט מים חם עד הסעיפים להפוך ורוד. בעדינות להפוך את הבקבוק באמבטיה במידת צורך, כדי למנוע חפיפה סעיף, אשר עלול להוביל להכתמה אחידה. לאחר מכן להיפטר TTC ויוצקים פתרון paraformaldehyde 4% לבקבוקון כדי לכסות חלקים במוח כדי לסיים את התגובה הכימית TTC.
  9. מייד לסדר את החלקים ב" x 3 "שקופיות זכוכית נקיות 1 ולכוון את החלקים ממקוריים לזנב.
    1. כאשר החלקים מסודרים בשקופית, לסרוק השקופיות באמצעות סורק סטנדרטי. הגדר את הרזולוציה במינימום של 600 dpi לניתוח תמונה. הקפד לכלול את שמו של בעל החיים ושליט מטרי בתמונה הסרוקה.
    2. לוח מחיק השקופיתולסרוק את הצד האחורי כדי להבטיח את כל הנתונים שנאספו.

5. כימות נפח אוטם

  1. לכמת את נפח האוטם באמצעות תוכנת ניתוח תמונה סטנדרטית (למשל, ImageJ).
  2. סריקת תמונות ברזולוציה גבוהה (למשל 600 dpi) לניתוח נאות. חיתוך תמונות. סטנדרטיזציה של קנה המידה לכל התמונות באמצעות הסרגל מטרי הכלול בתמונה הסרוקה.
  3. חשב את הנפח הכולל של האונה הנגדית באמצעות הנוסחא הבאה. חזור על נוסחה זו כדי לחשב את הנפח הכולל של חצי הכדור ipsilateral.
    סכום של אונה הנגדית הכוללת של כל עובי פרוסה x הפרוסה
  4. חשב את נפח האוטם העקיף. . בקרה לבצקת ipsilateral משבץ על ידי שימוש בחצי הכדור הבריא, הנגדי כביקורת 27 השתמשו בנוסחא הבאה כדי לחשב את נפח האוטם העקיף:
    נפח כולל של אונה הנגדית -
    (Volum סה"כדואר של חצי הכדור ipsilateral -Average נפח של 3 מדידות של אוטם)

6. מחסום דם-מוח כימות (BBB) ​​Integrity

  1. כדי להתכונן לכימות EB, שוקל ראשון 2.5 אינץ 'שוקל סירות. רשום את המשקל ואת תווית שתי לשקול סירות עבור כל חיה: אחד לחצי כדור ipsilateral ואחד לאונה הנגדית.
  2. לאחר סריקת החלקים הצבעוניים TTC, לחצות כל קטע עם סכין גילוח חד פעמי לאונות ipsilateral ונגדיות. מניחים את החצאים ipsilateral מכל 7 הסעיפים בסירה לשקול ולהקליט את המשקל. חזור לאונה הנגדית.
  3. מייד להעביר את סירות משקל לסט תנור 56 מעלות צלזיוס למשך 48 שעות.
  4. לשקול את החלקים היבשים. העבר את שני חצאי הכדור לתוך צינורות 1.5 מיליליטר נפרדים microcentrifuge.
    1. לחשב את כמות דרושה לפוראמיד כל חצי הכדור (8 מיליליטר / גרם של רקמה יבשה), ולהוסיף לmicrocentrifug שלהםצינורות דואר. פוראמיד הוא רגיש לאור ולכסות את כל הדגימות שטופל פוראמיד בנייר כסף מנקודה זו ואילך.
    2. העברת צינורות microcentrifuge לחממה מוגדרת 56 מעלות צלזיוס במשך שעה נוספת 48.
  5. לאחר שעה 48, פיפטה את supernatant הכחול לקבוצה נוספת של צינורות microcentrifuge שכותרת. לדחוף רקמה לחלק התחתון של הצינור למקסם את עוצמת הקול של supernatant חילוץ. שמור את הצינורות של supernatant ולהיפטר מכל הרקמה.
  6. הכן דילולים סידוריים מעריכי של EB בפוראמיד לעקומה סטנדרטית. כולל 1 (פוראמיד בלבד) פתרונות ריקים ולאחר מכן 10 מעריכי מ0.125 UG / מיליליטר באמצעות 64 UG / מיליליטר של EB בפוראמיד.
    1. פיפטה 300 μl של דילולים עשו לעקומה סטנדרטית לתוך צלחת 96-היטב. פיפטה 300 μl של supernatant לתוך בארות מקבילות.
    2. מדוד את הספיגה בספקטרופוטומטר ב620 ננומטר.
    3. השווה את העקומה סטנדרטית של דילולים EB עם o ספיגתו דגימות supernatant. הצפיפות האופטית היא ביחס ישר לשלמות של BBB.
    4. תניח את הצפיפות האופטית של האונה הנגדית כרקע ולהשתמש בנוסחא / הנגדית (ipsilateral-הנגדית) כדי לקבוע שינוי קיפול. לפרטים נוספים על ניתוח סטטיסטי לראות אל מרטין ואח., 2010. 18

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מחקר זה כלל 25 עכברי זכרים השוויצריים וובסטר שהיו 10 שבועות של גיל בתחילת האקראית לRHP (n = 10) או 21% O 2 קבוצות (n = 15). שבועיים לאחר חשיפת RHP הסופית, ניתוחים בוצעו, עם קבוצות שהתעוורו ומתאזנים בין ימים. בעקבות tMCAo, עכבר 1 מת במהלך התאוששות שלאחר ניתוח ועכבר 1 לא נכלל במחקר, כי זה לא עומד בקריטריון CBF reperfusion. שני העכברים נכללו היו מקבוצת 21% O 2. בהתאם להנחיות לאסוף נוסעות, 28 טבלה 2 מראה פרמטרים כירורגית. כרכים עקיפים אוטם, נפיחו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

חשיפה יחידה להיפוקסיה המערכתית (כלומר, 2 שעות של 11% O 2) בעכברים "זמני" מגנה על המוח מפני tMCAo, 29 כלומר התגובה אפיגנטיים לאתגר נפשית מראש חוסר חמצן הוא קצר-טווח, ואת הפנוטיפ הבסיס משוחזר ב ימים. מצגות חוזרות ונשנות של הגירוי נפשית מראש חוסר חמצן באופן דרמטי להאריך את משך הזמן של פנוטיפ neuroprotective. 6 מחקרים רבים הראו כי התדירות, עוצמה ומשך רכבת הגירוי חוזר על עצמו הם גורמים קריטיים של תגובה זו. לדוגמא, פשוט חוזר על אותה הע...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

תודה מיוחדת למעבדת Gidday על עבודתם בפיתוח פרוטוקול RHP, כמו גם למתקן המודלים הנוירולוגיים (UTSW) על הסיוע בניתוחי tMCAo. עבודה זו נתמכה על ידי מענקים מאיגוד הלב האמריקאי (AMS), מרכז האגרטי לפגיעות ותיקון מוח (UTSW; AMS), והקרן לחקר שיתוק ספסטי של מחוז אילינוי-מזרח איווה של קיוואניס אינטרנשיונל (JMG).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מדי זרימה, רגולטוריםVetEquip, Incהזמנה מיוחדתארבעה מדי זרימה מחוברים לצינורות PVC גמישים בגודל 6.0 מ"מ המתחברים ליציאת הכניסה בכל תא אינדוקציה עם מחבר נקבה מפלסטיק. מדי זרימה אלה מוברגים למוט מתכת בגודל 6.5 אינץ' x 1 אינץ' x 1 אינץ'. מוט מתכת זה מוברג למד לחץ MI-246-P עם שקע DISS. ניתן לחבר את מד הלחץ וציוד מד הזרימה הזה לכל בלון גז חדש באמצעות מפתח ברגים.
21% O2 tankAirGasOX USP200
11% O2 tankAirGasSpecialty הזמנה
8% O2 tank הזמנתAirGas
תאי אינדוקציה 15 ליטרVetEquip941454
Moor Laber Dopper Flow מור אינסטרומנטס moorVMS-LDF1-HPבדיקה בקוטר 0.8 מ"מ 
תאורה בעוצמה גבוהה NI-150של ניקון
 NIkonSMZ800ניתן להשתמש במיקרוסקופים כירורגיים אחרים. 
Kent Scientific Right Temperature CODAKent Scientific Corporationהופסקהתחליף המומלץ הוא PhysioSuite עם ניטור טמפרטורה RightTemp ובקרה הומותרמית (Kent Scientific, #PS-RT).
חממת Hovabator2362-Eשל סטרומברגהדגם שלנו הוא 2362N. 2362E הוא דגם מאוחר יותר וכולל תרמוסטט אלקטרוני.
מערכת הרדמה V010 VetEquip901807כולל: צינור חמצן בלחץ גבוה של עשרה רגל, מסגרת, מד זרימה, מכלול שטיפת חמצן, וופורייזר, מעגל נשימה, תא, קונוסים, צינורות פינוי גז פסולת ושני מסנני VapoGuard
250 מ"ל איזופלורן באטלר שייןNDC-11695
D-6 וטרינר לקצץ גוזם אלחוטי לבעלי חיים אנדיס #23905להבים חלופיים זמינים מ-Andis (#23995)
Betadine פישר סיינטיפיק19-898-867 
טיפיםלמוכרים מרובים מספר קטלוגי אינו זמין 
רפידות גזהפישר סיינטיפיק67622
וילון כירורגיפישר סיינטיפיקGM300 
תפרי משי התמחויות כירורגיות Look/DivSP115
תפרי ניילוןLook/Div התמחויות כירורגיותSP185
Durmont #5 מלקחיים (2) כלים מדעיים 11251-35זווית 45°
מספריים כירורגייםכלים מדעיים עדינים  14028-10
3 מ"מ VannasKent Scientific CorporationINS600177להב ישר
הרטמן המוסטטים Fine Scientific Tools13002-10
חוטי הסתרההזמנה מיוחדיםאוניברסיטת וושינגטוןמצופים סיליקון באוניברסיטת וושינגטון ומסופקים למתקני UTSW תמורת תשלום.
אוונס כחולסיגמא אלדריץ'E2129-10G
 סיגמא אולדריךWHA1001150150 מ"מ, עיגולים, דרגה 1 
סירות שקילהפישר סיינטיפיק02-202-101קוטר 2.5 אינץ'
0.9% הזרקת נתרן כלורי USP בקסטר פרמצבטיקה 2B1321
מזרק אינסולין 0.3 סמ"ק עם מחט מד 29Becton Dickinson Labware309301
מסנן תחתון שטוח בריינטרי סיינטיפיק FB  Mקוטר 2.0 אינץ'
TTCSigmaT8877
10x PBS, pH 7.4Fisher ScientificBP399-20
אמבט מיםמוכרים מרובים מספר קטלוגי אינו זמין צינורות נצנוץ עם TTC עשויים להיות מוחזקים ידנית מתחת למים חמים זורמים כחלופה לאמבט המים.
לוח קלקרמוכרים מרובים מספר קטלוגי אינו זמין 
ערכת מזרקים גדולהPumpSystems IncP-SYRKIT-LG
משאבת זלוףPumpSystems IncNE-300 
מזרק 60 סמ"קפישר סיינטיפיקNC9203256
סט עירוי מכונף 27 מדKawasumi Laboratories, IncD3K1-25G 1
בקבוקון נצנוץ 20 מ"לפישר סיינטיפיק50-367-126
מרית נירוסטהפישר סיינטיפיק14-373-25A
אלטו אקריליק 1.0 מ"מ מוח עכבר, CellPoint עטרה מדעי מספר קטלוגי אינו זמין 
להבי נירוסטה 0.21 מ"מ, 25 pkCellPoint Scientific מספר קטלוגי אינו זמין להבי קריוסטט לשימוש חוזר הם אלטרנטיבה זולה.
4% פרפורמלדהידסנטה קרוז ביוטכנולוגיה SC-281692
שקופיות מיקרוסקופ סופרפרוסט פישר סיינטיפיק12-550-15
HP Scanjet G4050מוכרים מרובים מספר קטלוגי אינו זמין סורקים מסחריים אחרים מתאימים לשלב זה בפרוטוקול.
תמונהJ של המכון הלאומי לבריאותאינו זמין 
איזון אנליטימטלר טולדו מדויק XSE 205U
   תרמו סיינטיפיק 
צינורות מיקרוצנטריפוגה 1.7 מ"ל (Eppendorfs)דנוויל סיינטיפיק C2170
פורממידפישר סיינטיפיקBP228-100
צלחות 96 בארותפישר סיינטיפיק07-200-9
ספקטרופוטומטר מיקרופלייט אפוק ביוטק מספר קטלוגי אינו זמין 
Specialtyמיקרוסקופ סטריאו זום חוטי של נייר סינון המספר הקטלוגי תנור קומפקטי PR305225M

מקורות

  1. Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics--2014 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 129 (3), e28-e292 (2014).
  2. Gidday, J. M. Cerebral preconditioning and ischaemic tolerance. Nat Rev Neurosci. 7 (6), 437-448 (2006).
  3. Stetler, R. A., et al. Preconditioning provides neuroprotection in models of CNS disease: paradigms and clinical significance. Prog Neurobiol. 114, 58-83 (2014).
  4. Bernaudin, M., et al. Normobaric hypoxia induces tolerance to focal permanent cerebral ischemia in association with an increased expression of hypoxia-inducible factor-1 and its target genes, erythropoietin and VEGF, in the adult mouse brain. J Cereb Blood Flow Metab. 22 (4), 393-403 (2002).
  5. Lin, A. M., Dung, S. W., Chen, C. F., Chen, W. H., Ho, L. T. Hypoxic preconditioning prevents cortical infarction by transient focal ischemia-reperfusion. Ann N Y Acad Sci. 993, 168-178 (2003).
  6. Stowe, A. M., Altay, T., Freie, A. B., Gidday, J. M. Repetitive hypoxia extends endogenous neurovascular protection for stroke. Ann Neurol. 69 (6), 975-985 (2011).
  7. Monson, N. L., et al. Repetitive hypoxic preconditioning induces an immunosuppressed B cell phenotype during endogenous protection from stroke. J Neuroinflammation. 11, 22(2014).
  8. Koizumi, J. Y. Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. 8, 1-8 (1986).
  9. Liu, F., McCullough, L. D. The middle cerebral artery occlusion model of transient focal cerebral ischemia. Methods Mol Biol. 1135, 81-93 (2014).
  10. Rousselet, E., Kriz, J., Seidah, N. G. Mouse model of intraluminal MCAO: cerebral infarct evaluation by cresyl violet staining. J Vis Exp. (69), (2012).
  11. Lin, X., et al. Surgery-related thrombosis critically affects the brain infarct volume in mice following transient middle cerebral artery occlusion. PLoS One. 8 (9), e75561(2013).
  12. Yuan, F., et al. Optimizing suture middle cerebral artery occlusion model in C57BL/6 mice circumvents posterior communicating artery dysplasia. J Neurotrauma. 29 (7), 1499-1505 (2012).
  13. Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
  14. Feng Zhang, J. C. Animal Models of Acute Neurolgoical Injuries II. Springer Protocol Handbooks. Chen, X. X. J., Xu, Z. C., JZ, W. ang , Humana Press. 93-98 (2012).
  15. Ludewig, P., et al. Carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1 inhibits MMP-9-mediated blood-brain-barrier breakdown in a mouse model for ischemic stroke. Circ Res. 113 (8), 1013-1022 (2013).
  16. Sandoval, K. E., Witt, K. A. Blood-brain barrier tight junction permeability and ischemic stroke. Neurobiol Dis. 32 (2), 200-219 (2008).
  17. Ballabh, P., Braun, A., Nedergaard, M. The blood-brain barrier: an overview: structure, regulation, and clinical implications. Neurobiol Dis. 16 (1), 1-13 (2004).
  18. Benedek, A., et al. Use of TTC staining for the evaluation of tissue injury in the early phases of reperfusion after focal cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1116 (1), 159-165 (2006).
  19. Yasmina Martin, C. A., Maria Jose Piedras, A. K. Evaluation of Evans Blue extravasation as a measure of peripheral inflammation. Protocol Exchange. , (2010).
  20. Belayev, L., Busto, R., Zhao, W., Ginsberg, M. D. Quantitative evaluation of blood-brain barrier permeability following middle cerebral artery occlusion in rats. Brain Res. 739 (1-2), 88-96 (1996).
  21. Martin, J. A., Maris, A. S., Ehtesham, M., Singer, R. J. Rat model of blood-brain barrier disruption to allow targeted neurovascular therapeutics. J Vis Exp. (69), e50019(2012).
  22. Kaya, M., Ahishali, B. Assessment of permeability in barrier type of endothelium in brain using tracers: Evans blue, sodium fluorescein, and horseradish peroxidase. Methods Mol Biol. 763, 369-382 (2011).
  23. Chen, Z. L., et al. Neuronal death and blood-brain barrier breakdown after excitotoxic injury are independent processes. J Neurosci. 19 (22), 9813-9820 (1999).
  24. Abulrob, A., Brunette, E., Slinn, J., Baumann, E., Stanimirovic, D. In vivo optical imaging of ischemic blood-brain barrier disruption. Methods Mol Biol. 763, 423-439 (2011).
  25. Majid, A., et al. Differences in vulnerability to permanent focal cerebral ischemia among 3 common mouse strains. Stroke. 31 (11), 2707-2714 (2000).
  26. Xu, L., et al. Low dose intravenous minocycline is neuroprotective after middle cerebral artery occlusion-reperfusion in rats. BMC Neurol. 4, 7(2004).
  27. Goldlust, E. J., Paczynski, R. P., He, Y. Y., Hsu, C. Y., Goldberg, M. P. Automated measurement of infarct size with scanned images of triphenyltetrazolium chloride-stained rat brains. Stroke. 27 (9), 1657-1662 (1996).
  28. Drummond, G. B., Paterson, D. J., McGrath, J. C. ARRIVE: new guidelines for reporting animal research. J Physiol. 588 (Pt 14), 2517(2010).
  29. Miller, B. A., et al. Cerebral protection by hypoxic preconditioning in a murine model of focal ischemia-reperfusion). Neuroreport. 12 (8), 1663-1669 (2001).
  30. Zhu, Y., Zhang, Y., Ojwang, B. A., Brantley, M. A., Gidday, J. M. Long-term tolerance to retinal ischemia by repetitive hypoxic preconditioning role of HIF-1alpha and heme oxygenase-1. Invest Ophthalmol Vis Sci. 48 (4), 1735-1743 (2007).
  31. Cui, M., et al. Decreased extracellular adenosine levels lead to loss of hypoxia-induced neuroprotection after repeated episodes of exposure to hypoxia. PLoS One. 8 (2), e57065(2013).
  32. Prass, K., et al. Hypoxia-induced stroke tolerance in the mouse is mediated by erythropoietin. Stroke. 34 (8), 1981-1986 (2003).
  33. Svorc, P., Benacka, R. The effect of hypoxic myocardial preconditioning is highly dependent on the light-dark cycle in Wistar rats. Exp Clin Cardiol. 13 (4), 204-208 (2008).
  34. Chen, S. T., Hsu, C. Y., Hogan, E. L., Maricq, H., Balentine, J. D. A model of focal ischemic stroke in the rat: reproducible extensive cortical infarction. Stroke. 17 (4), 738-743 (1986).
  35. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
  36. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
  37. Lesak, M. D., Howieson, D. B., Loring, D. W. Neuropsychological Assessement. , Oxford University Press. 195-197 (2004).
  38. Kapinya, K. J., Prass, K., Dirnagl, U. Isoflurane induced prolonged protection against cerebral ischemia in mice: a redox sensitive mechanism. Neuroreport. 13 (11), 1431-1435 (2002).
  39. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. J Vis Exp. (47), (2011).
  40. Liu, F., Schafer, D. P., McCullough, L. D. T. T. C. fluoro-Jade B and NeuN staining confirm evolving phases of infarction induced by middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods. 179 (1), 1-8 (2009).
  41. Wang, Z., Leng, Y., Tsai, L. K., Leeds, P., Chuang, D. M. Valproic acid attenuates blood-brain barrier disruption in a rat model of transient focal cerebral ischemia: the roles of HDAC and MMP-9 inhibition. J Cereb Blood Flow Metab. 31 (1), 52-57 (2011).
  42. Rosenberg, G. A., Estrada, E. Y., Dencoff, J. E. Matrix metalloproteinases and TIMPs are associated with blood-brain barrier opening after reperfusion in rat brain. Stroke. 29 (10), 2189-2195 (1998).
  43. Goryacheva, A. V., et al. Adaptation to intermittent hypoxia restricts nitric oxide overproduction and prevents beta-amyloid toxicity in rat brain. Nitric Oxide. 23 (4), 289-299 (2010).
  44. Lin, A. M., Chen, C. F., Ho, L. T. Neuroprotective effect of intermittent hypoxia on iron-induced oxidative injury in rat brain. Exp Neurol. 176 (2), 328-335 (2002).
  45. Paul, J., Strickland, S., Melchor, J. P. Fibrin deposition accelerates neurovascular damage and neuroinflammation in mouse models of Alzheimer's disease. J Exp Med. 204 (8), 1999-2008 (2007).
  46. Deumens, R., Blokland, A., Prickaerts, J. Modeling Parkinson's disease in rats: an evaluation of 6-OHDA lesions of the nigrostriatal pathway. Exp Neurol. 175 (2), 303-317 (2002).
  47. Lee, H., Pienaar, I. S. Disruption of the blood-brain barrier in Parkinson's disease: curse or route to a cure. Front Biosci (Landmark Ed. 19, 272-280 (2014).
  48. Jenkins, B. G., et al. Non-invasive neurochemical analysis of focal excitotoxic lesions in models of neurodegenerative illness using spectroscopic imaging). J Cereb Blood Flow Metab. 16 (3), 450-461 (1996).
  49. Chen, X., Lan, X., Roche, I., Liu, R., Geiger, J. D. Caffeine protects against MPTP-induced blood-brain barrier dysfunction in mouse striatum. J Neurochem. 107 (4), 1147-1157 (2008).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Evans BlueTTC

מאמרים קשורים