הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

מודל Murine רומן של אי מורסה arteriovenous: ההליך הכירורגי בהרחבה

13.4K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/53294

⸱

3 בפברואר 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Nephrology, Leiden University Medical Center, 2Einthoven Laboratory for Experimental Vascular Medicine, Leiden University Medical Center, 3Department of Surgery, Leiden University Medical Center, 4Division of Nephrology, University of Cincinnati

במאמר זה

סיכום

כאן אנו מציגים מודל עכברי של כשל בפיסטולה עורקית (AVF) בו משולבת תצורה אנסטומוטית רלוונטית מבחינה קלינית. ניתן להשתמש במודל זה כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה ולבחון התערבויות טיפוליות אפשריות.

תקציר

הפיסטולה העורקית (AVF) עדיין סובלת ממספר גבוה של כשלים הנגרמים על ידי שיפוץ לא מספיק והיפרפלזיה אינטימית שממנה הפתופיזיולוגיה המדויקת נותרה לא ידועה. על מנת לפענח את הפתופיזיולוגיה, פותח מודל עכברי של כשל AVF שבו תצורת האנסטומוזיס דומה למצב המועדף בסביבה הקלינית. תואר מודל בו נוצר AVF על ידי חיבור הקצה הוורידי של ענף וריד הצוואר החיצוני לצד עורק הצוואר המשותף באמצעות תפרים קטועים. ברמה ההיסטולוגית, ראינו נגעים אינטימיים סטנוטיים מתקדמים במערכת היציאה הוורידית הנראים גם ב-AVFs אנושיים כושלים. למרות שהליך זה יכול להיות מאתגר מבחינה טכנית בשל הממדים הקטנים של בעל החיים, הצלחנו להשיג שיעור הצלחה כירורגי של 97% לאחר אימון מספיק. היתרון העיקרי של מודל עכברים הוא הזמינות של בעלי חיים טרנסגניים. לאור המנגנונים השונים המוצעים האחראים לכשל AVF, השבתת גנים שעשויים למלא תפקיד בעיצוב מחדש של כלי הדם יכולה לעזור לנו לפענח את הפתופיזיולוגיה המורכבת של כשל AVF.

מבוא

צינור גישה וסקולרית פונקציונלי הוא בעל חשיבות רבה עבור חולים עם אי ספיקת כליות שתלויות המודיאליזה כרוני להישאר בחיים. • הקמת פיסטולה arteriovenous (AVF) היא כיום הבחירה המועדפת עבור גישה וסקולרית. עם זאת, סיבוכים הקשורים AVF מהווים אחד הגורמים העיקריים לתחלואה לחולים על המודיאליזה כרונית. למרות מאמצים מדעיים נרחבים, אף אחד רומן גישות להפחית סיבוכי גישה הקשורות AVF לא לגרום לשיפור משמעותי של עמידות AVF. חלק התקדמות מאכזבת מתייחס הבנה החלקית של הפתופיזיולוגיה הבסיסית של כישלון גישה המודיאליזה.

כדי לפענח את הפתופיזיולוגיה של כישלון גישת AV, במודלים של בעלי חיים כי מחק הפתולוגיה אנושית הם בעלי חשיבות עליונה. מבחינה זו, לא רק את בעלי החיים, אלא גם את האתר anastomotic, הטיפול האנטי-coagulatory הנדרש ואת משך מעקב אחרי גלר"י צריך להילקח בחשבון 1. בעוד בעלי חיים גדולים הם המתאימים ביותר עבור מחקרי התערבות מכוונת לפתח אסטרטגיות טיפוליות חדשות, יש מודלים בעכברים הפוטנציאל הגדול ביותר להשיג תובנה יותר את המנגנונים המולקולריים שבבסיס כישלון גישה AV בשל הזמינות של עכברים טרנסגניים. בנוסף, מספר רב של עכברים יכול לשמש למטרה זו ובעלויות נמוכות יותר לעומת שימוש בבעלי חיים גדולים יותר.

המודל murine הראשון של כישלון AVF תוארה בשנת 2004 על ידי Kwei ואל et. 2 במודל זה, AVFs נבנו באמצעות העורק הראשי ואת וריד הצוואר בצורה מקצה לקצה באמצעות קטטר intravascular. המודל זה יכול להיות שימושי כדי ללמוד הסתגלות ורידים מוקדם AVFs למרות תצורת מקצה לקצה ואת הנוכחות של קטטר תוך-להגביל את תוקפו של המודל הזה עבור AVFs אדם. מודל AVF משופר הוצג על ידי Castier ו et al. 3 שבו סוףעורק התרדמה מחובר בצד של וריד הצוואר. עם זאת, AVFs במטופלי המודיאליזה בנוי בדרך כלל על ידי ניתח סוף הווריד לצד עורק. התצורה המדויקת של AVF היא מאפיין חיוני של מודל גישת AV שכן הוא קובע את הפרופיל המודינמי בתוך הצינור 4. האחרון הוא תורם חשוב אנדותל תפקוד והפיתוח הבא של היפרפלזיה intimal (IH) 5.

מודל בעכברים חדשני שפותח לאחרונה עם תצורת אנטומי זהה מנוצל בבני אדם 6. במודל זה, AVF נוצרות בעכברים C57BL / 6 על ידי anastomosing סוף סניף של וריד הצוואר חיצוני לצד של עורק התרדמה המשותף עם התפרים שהופסק. בעבודה הנוכחית, אנו מתמקדים ההליך מיקרו של מודל זה על מנת להקל על השימוש הנרחב של מודל בעכברים, מתוך מטרה לחשוף את פתופיזיולוגיה מורכביםכישלון גישה המודיאליזה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל הניסויים אושרו על ידי הוועדה על רווחת בעלי החיים של המרכז הרפואי של אוניברסיטת ליידן.

1. הכנת בעלי חיים אלחוש

  1. להרדים את העכבר (גיל 1-3 חודשים) בתא אינדוקציה רציף הרדמה מלאה isoflurane 3-4%.
  2. לגלח את הצד הגחוני של הצוואר והחלק הפנימי של הרגל השמאלית העליונה באמצעות מכונת גילוח חשמלית ולהשתמש חתיכת סרט כדי להסיר את השיער.
  3. החל משחת עיניים על שתי עיניים.
  4. מקם את חיה על שמיכת החימום שעליו מסכת אוורור האף הוא קבועה. לקבע את הראש כדי להסוות את האף באמצעות נייר דבק.
    1. לספק isoflurane בריכוז של 1.5-2.0% באמצעות סט אוויר מועשר בחמצן בבית הזרימה הבא: אוויר 0.3 ליטר / דקה, 100% חמצן 0.2 ליטר / דקה. לצבוט את העור בין האצבעות כדי להעריך את עומק ההרדמה ולהתאים את ריכוז isoflurane במידת הצורך.
  5. לקבע את בעל החייםשמיכה חימום עם סרט דביק על כל האיברים, כי הוא נקבע על כ 37 מעלות צלזיוס במצב שכיבה.
  6. להזריק עצירות מומס נתרן כלורי (NaCl) 0.9% במינון של 0.1 מ"ג / ק"ג יחד עם 0.5 מ"ל של תת-עורית NaCl 0.9% סטרילי ב בכנף של החיה.
  7. החל כלורהקסידין תמיסה 0.5% לאזור המוכן.

חתך בעור 2.

  1. מקם את החיה תחת מיקרוסקופ עם הראש כלפי המנתח.
  2. ביצוע חתך אורכי של כ 1.5 ס"מ קו האמצע של הצוואר הגחון באמצעות מספריים מיקרו.
  3. תפוס את בלוטות הרוק עם מלקחיים לעקור את בלוטת רוק התקינה cranially עד שהוא בחלקו מחוץ הפצע.

3. ביתור, הכנת הווריד

  1. לזהות באופן בוטה לנתח את הסניף dorsomedial של וריד הצוואר חיצוני תקין לחלוטין מרקמות perivascular שלה על ידי הפצת רקlongside ובכיוון של כלי הדם.
  2. מניחים לולאה (10.0 תפר) סביב הוריד גזור ולהחיל בקשר אחד מבלי לנעול אותו.

4. הסרת שרירי sternocleidomastoid

  1. בעזרת מלקחיים, לנתח את שריר sternocleidomastoid התקין בבוטות מסביבתה על ידי הפצה לאורך גבולה. מניח זוג מלקחיים פתוח מתחת לשריר המבודד ולקשור אותו proximally ו distally עם התפר 6.0. בהמשך לכך, שיחתוך את השריר באמצעות cauterizer.

5. לנתח הכנת עורק Common הראש

  1. זהה לנתח את עורק התרדמה המשותף הנכון באמצעות מלקחיים. מניחים חוט 6.0 תפר סביב עורק לסייע המניפולציה של העורק.
  2. החל מלחציים וסקולרית כמו distally ו proximally ככל האפשר.
  3. ביצוע חתך אורכי באמצע העורק של כ 1 מ"מ באמצעות מספריים מיקרו מיוחדים.
  4. שוטפים אתעורק עם פתרון הפרין [100 IU / ml] עד הספינה ברור של דם.
  5. מדוד ולהתאים את אורך החתך במידת הצורך כדי להתאים את רוחב מהדק כלי הדם [1.1 מ"מ].

6. קשירת הווריד

  1. החל מלחציים וסקולרית proximally של וריד כבר מוכן ומקום חוט תפר סביב הווריד.
  2. החל מתיחת זנב עדינה אל וריד באמצעות haemostat כי מושם על חוט התפר ולקשור את הווריד כמו distally ככל האפשר באמצעות התפר 10.0 שהונח קודם לכן.
  3. חותך את הווריד באמצעות מספריים רק proximally אל הקשירה.
  4. בעזרת מלקחי כלי דם, בעדינות לפתוח את לומן של עורק ולשטוף אותו עם פתרון הפרין [100 IU / ml].

7. יצירת השקת חלק 1

  1. חבר את הווריד אל עורק עם תפר שהופסק (10.0) באמצעות 2 קשרים מרובעים בבית בעמדה מספר שתים-עשרה השעה ואחריו תפר בשש o 'עמדת שעון. הקפד לחבר את הווריד אל העורק ללא שמאפשר לו לסובב סביב צירו. סובב את החיה על מנת לשפר את החשיפה כירורגית.
  2. מקם חוט תפר סביב הווריד ולהחיל מתיחה לרוחב עדינה באמצעות haemostat.
  3. השימוש באותה תפרי הקטע, להשלים ההשקה ידי צבת כ 3-4 תפרים נוספים בצד הגחון הגלוי של השקה.

8. מינהל הפרין

  1. חימום סובב שמיכה 180 ° ולמקד את המיקרוסקופ על הרגל השמאלית העליונה.
  2. זהה את צרור וריד / עורק / עצב הירך ידי מחפש מבנה כלי הדם שיוצא אורכי בחלק המדיאלי של הרגל העליונה וניתן לראות דרך העור. עושים חתך עם מספריים מיקרו של כ 1 ס"מ ישירות מעל וריד הירך באופן לאורכו.
  3. בזהירות לנתח את רקמת perivascular של וריד הירך ו להזריק הפרין בכל o מנהf 0.2 משקל גוף IU / g ב וריד הירך.

9. יצירת השקת חלק 2

  1. חזור אל אזור הצוואר ולהסיר את חוט תפירה שהונח סביב הוריד.
  2. מניחים חוט תפירה (6.0) שעובר ובהמשך מתחת העורק הראשי, על הווריד ושוב מתחת העורק הראשי. (איור 1 ליטר)
  3. הסר את מהדק כלי הדם מוריד.
  4. לאחר מכן, לסובב את פיסטולה arteriovenous השלימה מחצית 180 ° לאורך ציר של עורק התרדמה באופן כיוון השעון על ידי סיבוב בו זמנית הן את מלחציים וסקולרית ולהחיל המתיחה המדיאלי אל קצות חוט תפירה.
  5. השלם את ההשקה באותו אופן כפי שמתואר בשלב 7.2.

הסרת דם קלאמפ 10.

  1. הסר את חוט תפירה וסובב את כלי הדם מלחציים 180 ° נגד כיוון השעון.
  2. הסר את מהדק כלי הדם דיסטלי ואחריו מהדק כלי הדם הפרוקסימלי.
  3. הערך את patency של השקה ידי גורם לחסימה בדרכי יצוא הוורידים בעדינות עם מלקחי כלי הדם. במקרה של השקת פטנט, בסעיף ורידי מראש הגורם לחסימה ירחיב באופן pulsatile. מקם מחדש את בלוטת רוק הזכות באמצעות מלקחי עמדת אנטומיים מקוריים.

11. עור סגר לאחר ניתוח טיפול

  1. סגור את העור של הרגל העליונה עם תפר ללא הפרעה (6.0).
  2. סגור את העור של הצוואר עם תפר ללא הפרעה (6.0).
  3. הסר את החיה מן השמיכה חימום ולהזריק 0.5 מ"ל NaCl 0.9% מתחת לעור.
  4. מניח את החיה בכלוב חשוך כי הוא מחומם עם מנורת חימום ולתת לו להחלים לחלוטין. כאשר בעל חיים לא להחלים לחלוטין, לוודא שהוא לא סובל מהלם המודינמי עקב דימום באזור כירורגית. חפש סימנים כגון צוואר נפוחות דליפת הדם.
  5. לאחר כ -6 שעות לאחר הזריקה הראשונה של buprenorphine, להזריק מנה בודדת של ניסוח מתמשך-ההפצה של תת עורי עצירות במינון מומלץ על-ידי היצרן, על מנת לספק שיכוך כאבים הולם עבור שעות 72 נוספות.

קציר רקמות 12.

  1. להרדים את החיה עם הרדמה-תערובת המכילה midazolam (5 מ"ג / ק"ג), medetomidine (0.5 מ"ג / ק"ג) ו פנטניל (0.05 מ"ג / ק"ג) מנוהל intraperitoneally.
  2. לקבע את החיה שכיבה על ידי החדרת מחטים דרך הכפות והלחיים שלה לתוך מחצלת סיליקון שאינו מחומם.
  3. עושים חתך של כ 1.5-2.0 ס"מ מעל הצלקת בצוואר עם מספריים מיקרו.
  4. לנתח את AVF, ומניח אשכולות תפר (6.0) ברחבי proximal-, עורק דיסטלי ודרכי יצוא ורידים לצורך זיהוי קל.
  5. להעריך את patency של AVF כמתואר בסעיף 10.3 של הפרוטוקול.
  6. פתח את חלל הצפק על ידי ביצוע פיום בטן המדיאלי uלשיר את מספרי מייקרו.
    1. חותכים דרך כלוב הצלעות הגחון שמאלה וימינה בעזרת זוג מספריים החל caudally בקו midclavicular. באמצעות מספרי מייקרו, transect הסרעפת מחוברת בחלקו האמצעי של כלוב צלעות גחון ובהמשך לעקור את החלק הזה cranially באמצעות מלקחיים.
    2. אתר את וריד caval הנחות transect זה עם מספרי מייקרו.
  7. הכנס מחט מחט מד 23 בחדר השמאלי ו perfuse עם PBS בלחץ של כ 100 מ"מ כספית עד שהנוזל intravasal הוא כמעט ברור.
  8. מבלי להסיר את המחט, עכשיו perfuse עם פורמלין 4% במשך 10 דקות בלחץ של כ 100 מ"מ כספית.
  9. והבלו AVF ידי חוצים שני עורקי וריד עם מספריים מיקרו לצלול אותו O פתרון פורמלין 4% / N.

רקמות 13. טבעת ואת חתך

  1. לעבד את רקמת פרפין פי של protoco הייצורl. הפרוטוקול הוחל כלל את הפעולות הבאות:
    1. לטבול 70% אתנול עבור שעה 1 ב RT. חזור 2x.
    2. לטבול ב 96% אתנול עבור שעה 1 ב RT. חזור 2x.
    3. לטבול 99.5% אתנול עבור שעה 1 ב RT. חזור פעם אחת.
    4. לטבול 99.5% אתנול עבור 1.5 שעות ב RT.
    5. לטבול קסילן 100% במשך שעה 1 ב RT. חזור פעם אחת.
    6. לטבול parafin עבור שעה 1 ב 62 מעלות צלזיוס. חזור 2x.
  2. שבץ AVF פרפין כך בדרכי יצוא הוורידים הוא מכוון בניצב קלטת ההטבעה.
  3. באמצעות microtome, ליצור 12 קטעים סדרתי כל אחת בהיקף של 30 חלקים עם עובי 5 מיקרומטר. אז של כל מקטע סדרתי, למקם קטע אחד על כוס הרכבת יחיד החל עמדה אחת עד שתים עשר בצורה מסודרת החל באזור הקרוב ההשקה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

לאחר הקמתה של ההשקה (איור 1), patency יש לבחון בקרוב על ידי גורם לחסימה בדרכי יצוא הוורידים עם מלקחי כלי דם. כאשר השקה הוא פטנט, הפרוקסימלי בדרך וסקולרית על חסימה צריך להרחיב בבירור באופן pulsatile. בנוסף, patency אושר על ידי שימוש ליד fluoroscopy אינפרא אדום (NIRF) שמתפקד ביעילות כמו אנגיוגרפיה (איור 2). כישלון בהליך כירורגי יכול להוביל לחסימה של השקה כפי מתואר (איור 2). כשל זה יכול להיגרם על ידי אזור anastomotic צר מדי, פיתול של...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

AVF נחשב לעקב אכילס בטיפול המודיאליזה. למרבה הצער, AVF עדיין סובל ממספר גבוה של כישלון 8-10. למרות שנערכו מחקרים מקיפים על המנגנונים, פתופיזיולוגיה המדויק אינו ידוע. מודלים בעכברים רבים לכישלון AVF כבר תוארו בספרות 2,3,11,12. עם זאת, אף אחד מן המודלים האלה לשלב למבוי ורידים לתצורת השקת צד עורקי המשמש ביותר המצב הקליני. זה מאוד רלוונטי מאז פרופיל המודינמי כתוצאה ממלאת תפקיד חשוב שיפוץ כלי דם. יתר על כן, החלק מן המודלים המשמש חפת סינטתית עבור חיבור בין העורק לו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

החוקרים אין לי מה לחשוף.

תודות

מחקר זה נתמך על ידי מענק מקרן הכליות ההולנדית (KJPB 08.0003).

קרוליין רוטהאוזן זוכה להכרה על תרומתה למחקר. הואנג פאם זוכה להכרה על עזרתו בטיפול הפתולוגי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
ניתוח מיקרוסוקפהLeicaM80
מלקחייםMedicon07.61.25
מלקחיים וסקולרייםS& TJFL-3D.2
מלקחיים וסקולרייםS& TD-5a.2
מלקחייםRobozSS/45
מספריים מיקרו להב 5 מ"מכלים מדעיים עדינים15000-08
מספריים מיקרו להב 2 מ"מכלים מדעיים עדינים15000-03
מספרייםMedicon05.12.21
קליפ אפליר 1S& TCAF-4
מהדק כלי דם 1S& TB-1V
קליפ אפליקציה 2BBraunFE572K
מהדק כלי דם 2BBraunFE740K
מלקחיים המוסטטייםBBraunBH110
10.0 תפריםBBraunG1117041
6.0 תפריםBBraun768464
Cauterizerכלים מדעיים עדינים18010-00
מחזיק מחטמדיקון11.82.18
משחת עינייםPharmachemie41821101
תמיסת כלורהקסידין 0,5%המרכז הרפואי האוניברסיטאיליידן NA
HeparinLeo Pharma012866-08
בופרנורפיןRB פרמצבטיקה 
IsofluranePharmachemie45,112,110
מסכת הרדמהאוניברסיטת מאסטריכטבהתאמה אישית Midazolam
ActavisAAAC6877
DexmedetomidineOrion141-267
FentanylBipharma15923002
תא אינדוקציה להרדמה רציפהפתרונות ווט-טקAN010R
283732

מקורות

  1. Rotmans, J. I. Animal Models for Studying Pathophysiology of Hemodialysis Access. The Open Urology & Nephrology Journal. 7, 14-21 (2014).
  2. Kwei, S., et al. Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice. Am.J.Pathol. 164 (1), 81-89 (2004).
  3. Castier, Y., et al. Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model. Kidney Int. 70 (2), 315-320 (2006).
  4. Krishnamoorthy, M. K., et al. Hemodynamic wall shear stress profiles influence the magnitude and pattern of stenosis in a pig AV fistula. Kidney Int. 74 (11), 1410-1419 (2008).
  5. Ene-Iordache, B., Cattaneo, L., Dubini, G., Remuzzi, A. Effect of anastomosis angle on the localization of disturbed flow in 'side-to-end' fistulae for haemodialysis access. Nephrol. Dial. Transplant. 28 (4), 997-1005 (2013).
  6. Wong, C. Y., et al. Vascular remodeling and intimal hyperplasia in a novel murine model of arteriovenous fistula failure. J.Vasc.Surg. 59 (1), 192-201 (2014).
  7. Rekhter, M., Nicholls, S., Ferguson, M., Gordon, D. Cell proliferation in human arteriovenous fistulas used for hemodialysis. Arterioscler. Thromb. 13 (4), 609-617 (1993).
  8. Falk, A. Maintenance and salvage of arteriovenous fistulas. J. Vasc. Interv. Radiol. 17 (5), 807-813 (2006).
  9. Tordoir, J. H., et al. Prospective evaluation of failure modes in autogenous radiocephalic wrist access for haemodialysis. Nephrol. Dial. Transplant. 18 (2), 378-383 (2003).
  10. Dixon, B. S., Novak, L., Fangman, J. Hemodialysis vascular access survival: upper-arm native arteriovenous fistula. Am. J. Kidney Dis. 39 (1), 92-101 (2002).
  11. Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. The mouse arteriovenous fistula model. J. Vasc. Interv. Radiol. 20 (7), 946-950 (2009).
  12. Kang, L., et al. Regional and systemic hemodynamic responses following the creation of a murine arteriovenous fistula. Am. J. Physiol Renal Physiol. 301 (4), F845-F851 (2011).
  13. Wong, C. Y., et al. Elastin is a key regulator of outward remodeling in arteriovenous fistulas. Eur. J. Vasc. Endovasc. Surg. 49 (4), 480-486 (2015).
  14. Kennedy, R., et al. Does renal failure cause an atherosclerotic milieu in patients with end-stage renal disease. Am. J. Med. 110 (3), 198-204 (2001).
  15. Cheung, A. K., et al. Atherosclerotic cardiovascular disease risks in chronic hemodialysis patients. Kidney Int. 58 (1), 353-362 (2000).
  16. Lee, T., et al. Severe venous neointimal hyperplasia prior to dialysis access surgery. Nephrol. Dial. Transplant. 26 (7), 2264-2270 (2011).
  17. Kokubo, T., et al. CKD accelerates development of neointimal hyperplasia in arteriovenous fistulas. J. Am. Soc. Nephrol. 20 (6), 1236-1245 (2009).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

מודל AVF בעכבריםפירוט ההליך הניתוחיניתוח רמיodeling וסקולרימחקר על היפרפלזיה אינטימליתנתיב ניקוז ורידישימוש בבעלי חיים טרנסגנייםבדיקה היסטולוגיתהערכת פטוסיותפלואורוסקופיה בניר (Near Infrared)
מודל Murine רומן של אי מורסה arteriovenous: ההליך הכירורגי בהרחבה
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.