הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

גישת שפר מערך myelination של נוירונים שורש הגבה גנגליון

8.4K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/54085

⸱

24 באוגוסט 2016

 , 
1Department of Chemical Engineering and Materials Science, Michigan State University, 2Department of Biochemistry and Molecular Biology, Michigan State University

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר את הבידוד של נוירונים של גנגליון שורש הגב (DRG) שבודדו מחולדות ואת התרבית של נוירוני DRG על מערכת תרבית תאים סטטית מתוחה מראש כדי לשפר את יישור האקסונים, עם תרבית משותפת של תאי שוואן (SCs) כדי לקדם מיאלינציה.

תקציר

התחדשות אקסונים היא תהליך כאוטי הנובע בעיקר מיישור אקסונים לא מאורגן. לכן, על מנת שמספר מספיק של אקסונים מחודשים יגשר על אתר הנגע, נדרש יישור אקסונלי מאורגן כהלכה. מכיוון שדמיאלינציה לאחר פגיעה עצבית פוגעת מאוד ביכולת המוליכה של אקסונים ששרדו, רמיאלינציה היא קריטית לתפקוד מוצלח של עצבים מחודשים. בעבר, הראינו שתאי גזע מזנכימליים (MSCs) מיושרים על משטח אנזוטרופי המושרה לפני מתיחה מכיוון שהתאים יכולים לחוש נוקשות אפקטיבית גדולה יותר בכיוון המתוח מאשר בכיוון הניצב. הראינו גם שמשטח אנזוטרופי הנובע ממשטח מכני מתוח מראש משפיע באופן דומה על היישור, כמו גם על צמיחה ומיאלינציה של אקסונים. כאן, אנו מספקים פרוטוקול מפורט להכנת משטח אנזוטרופי מתוח מראש, בידוד ותרבית של נוירונים של גנגליון שורש גבי (DRG) על משטח מתוח מראש, ומראים את התנהגות המיאלינציה של תרבית משותפת של נוירוני DRG עם תאי שוואן (SCs) על משטח מתוח מראש.

מבוא

בפגיעות עצבים, גדמי הפרוקסימלי ועצב דיסטלי מנועים לעתים קרובות מן ההתכנסות ישירה של fascicles עצב בשל באתר הנגע 1-2. בדרך כלל, קטעי האקסון מורכבים הורה מאוד ומיושר צרורות של אקסונים, המהווים רשתות מורכבות של קישוריות. עם זאת, התחדשות של עצבים היא תהליך כאוטי עקב יישור האקסון מאורגן היטב 3-4. לכן, כדי ליצור כמות מספקת של התחדשות אקסונים כי לגשר על אתר הנגע, יש צורך להשרות יישור אקסונלית מאורגן היטב. בנוסף, פגיעה במיאלין מלווה פציעות עצב בשל מות התאים myelinating במקום הפציעה. מאז demyelination מאוד פוגע קיבולת המוליך לשרוד אקסונים, טיפולי מיקוד demyelination או קידום מיאלין מחדש הם משמעותיים עבור התאוששות תפקודית לאחר פגיעה עצבית 5. לכן המטרה של פרוטוקול זה היא להמחיש גישה הנדסית מטפלת בשני נושאים אלושל התחדשות של עצבים.

אנאיזוטרופיה Surface, אשר מוגדרת כהבדל, כאשר נמדדו לאורך צירים שונים, בתוך התכונות הפיסיקליות או מכאניות של חומר, יושמה להשפיע יישור תא, צמיחה, והגירת 6-7. בנוסף טופוגרפיה, ישנן שיטות אחרות כדי לגרום אנאיזוטרופיה. בעבר, חקרנו אנאיזוטרופיה משטח המושרה על ידי מראש מתיחה סטטית מכני של פולי-דימתיל-siloxane (PDMS) קרום. התאוריה של "סופר עיוות קטן המוטל על גדול" חזתה כי הנוקשות היעילות התאים לחוש בכיוון נמתח נבדלו בכיוון ניצב, וההבדל הזה נוקשות יעילות הוא בשל שטח אנאיזוטרופיה 8. בתאי גזע mesenchymal (MSCs) בתרבית על קרום מראש נמתח PDMS מסוגלים לחוש את אנאיזוטרופיה ידי משיכת משטח פעיל וכתוצאה מכך, ליישר בכיוון מראש נמתח 9. באופן דומה, ar משטח איזוטרופיאייסינג ממשטח מראש נמתח מכני משפיע על יישור, כמו גם צמיחה myelination של גנגליון השורש הגבי (DRG) אקסונים 10. כאן אנו מספקים פרוטוקול גרימת אנאיזוטרופיה השטח על מצע PDMS מראש נמתח סטטי כדי לשפר התחדשות האקסון 10.

כדי לעורר יישור האקסון, תכונות טופולוגי עם דפוסים רצויים, דיווח על מנת לספק הדרכת קשר באמצעות סיבים מיושרים וערוצים 6,11-12, הודגמו כדי להקל יישור האקסון 11,13. עם זאת, דיווח טכניקות גרימת יישור האקסון באמצעות תכונות טופולוגי, כגון סיבים, ערוצי דפוסים, לא הצליח להאריך ולהגדיל את העובי של אקסונים. לעומת זאת, הדרגתי מכאני מתיחה הוביל יישור האקסון לכיוון המתיח עם אקסונים ארוך ועבה כי גדל עם הגודל של המתיחה 14. עם זאת, כולל התקן מנוע מופעל vivo אינואפשרי. לעומת זאת, אנאיזוטרופיה סטטי מושרה מראש נמתחת היא פחות מסובכת ויכולה להיות משולבת יותר בקלות לתוך עיצובי פיגום בעתיד ליישומי in vivo.

בפרוטוקול זה, מערכת תרבית תאים טרום נמתח סטטי משמש לגרום אנאיזוטרופיה משטח ללא תכונות טופולוגי. מערכת ההתרבות נמתח מראש מורכב קרום PDMS, מסגרת stretchable ובמה מתיחה, ואז הממברנה מקובע המסגרת בסדר גודל למתוח מראש מוחל על הבמה המתיחה. טרי מבודד נוירונים DRG מתורבת על פני השטח טרום נמתח עד 21 ימים מנוטרים ליישור ועובי האקסון. כתוצאה מכך, תאי שוואן (SCS) שיתוף תרבותי עם אקסונים המיושרים מנוטרים עבור מעטפת המיאלין. על ידי שילוב אנאיזוטרופיה משטח המושרה מראש למתוח הצלחנו לשפר התא יישור-בידול האקסון יישור-צמיחה של MSCs ונוירונים DRG 9-10, בהתאמה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל הנהלים עבור בידוד של תאים אושרו על ידי ועדת טיפול בבעלי חיים מוסדיים השתמש באוניברסיטת מישיגן.

1. הכנת שטח אניזוטרופי טרום נמתח

  1. מערבבים 10: 1 פתרון של הבסיס סוכן ריפוי ויוצקים את התערובת לתוך צלחת בתרבית רקמה (12 ס"מ קוטר). השתמש 4,900 בסיס מ"ג ו -490 מ"ג סוכן ריפוי עבור תערובת crosslinking הכולל.
  2. לשמור את תערובת ג'ל תחת ואקום במשך 20 דקות כדי להסיר בועות אוויר.
  3. מניחים את התערובת ג'ל בתנור ריפוי לילה בשעה 60 ° C.
  4. לאחר מרפא קרום PDMS, לטיפול פני השטח עם פלזמה חמצן באמצעות מערכת ניקוי פלזמה / תחריט 3 דקות ב 165 mTorr ו -65 זרימת SCCM של O 2.
  5. חותכים חתיכה של קרום מלבני (5 × 3.5 ס"מ) מצלחת, בעת היותו מודע באיזה צד הוא שטופלו בחמצן, לוודא בצד שטופלו חמצן הוא פונה כלפי מעלה ולתקן על מסגרת מתיחה. מניח את המסגרת על מתיחה הבמה למתוח באופן שווה על ידי סיבוב הכפתור על הבמה עד שהוא מגיע 10 התארכות% (או כמה למתוח שנקבע מראש אחרים; התארכות ניתן לקרוא ישירות מהבמה מתיחה) ב 9 ציר זמן ארוך יותר. תקן את המתיחה על ידי הידוק הברגים על המסגרת.
  6. הסר את המסגרת מהבמה. ודא פני השטח קרום יבש ונקי אבק, ולאחר מכן למקם בתא סיליקון על הממברנה ומאפשר הצד הדביק של החדר לצרף בחוזקה הממברנה.
    הערה: תא סיליקון מספק גם עבור שמירה על המדיום הסלולרי על הממברנה PDMS. עיצוב המכשיר מוצג באיור 1.
  7. לעקר את פני השטח עם UV למשך 10 דקות.
  8. הוסף 1 מ"ל פולי- L- ליזין (PLL) (0.01% ב בופר פוספט) אל פני השטח PDMS בתוך החדר, בתוך 6 שעות של טיפול פלזמה דגירה במשך שעה 2 ב 37 ° C לפני זריעת נוירונים DRG. זה משפר מצורף תא.
le "> 2. בידוד של DRG

  1. כן בינוני צמיחה סטנדרטי עבור נוירונים DRG.
  2. לפני הבידוד, חיטוי ציוד בידוד מכשור לאספקת מים. הוסף 5 מ"ל של חיץ בידוד לתוך אחד טוב של צלחת 6-היטב, ומניחים את הצלחת על קרח. הכן 10 מ"ל של מדיום דיסוציאציה על ידי הוספת 1 מ"ל של collagenase (500 U / ml) עד 9 מ"ל של 0.05% טריפסין- EDTA (1 מ"ג / מ"ל), לסנן הפתרונות עם מסנן 0.22 מיקרומטר ומניחים על קרח.
  3. משתמש בו עשרה כדי שתים עשרה 5 - '7 ימים ישנות חולדות Sprague-Dawley עבור הבידוד. רסס את הגורים עם 75% isopropanol, ולהקריב על ידי עריפת ראש.
  4. לחתוך את העור שמעל חוט השדרה מהחלק האחורי להסיר את כל רקמה עודפת סביב עמוד השדרה. תחת זכוכית מגדלת כירורגית עם האורות במקום כירורגית על, לבצע את החתך הראשון מהצוואר ואז חתך אחד לאורך עמוד השדרה משני הצדדים עם מספריים. לנתק את עמוד השדרה מהגוף של הגורים ולהסיר את השרירים העודפים. לאחר מכן, להשתמש במספריים לחתוך לאורך לוןציר גרם של פינצטה השדרה ושימוש כדי לפתוח את עמוד השדרה לגמרי ולחלץ את השדרה cord.Remove קצה מן פיפטה כדי ליצור פתח גדול יותר להעברת DRGs עם חיץ בידוד לתוך צינור 15 מ"ל סטרילי.
  5. באמצעות פינצטה בסדר, להסיר את גנגליון מכיס העצם ולאסוף כ -10 - 16 DRG משני הצדדים. חתוך את שורשי העצבים ולהעביר את הגרעינים למאגר בידוד קר כקרח.
  6. הסר את טיפ פיפטה כדי ליצור פתח גדול יותר להעברת DRGs עם חיץ בידוד לתוך צינור 15 מ"ל סטרילי. לאחר הניתוק הכימי, צנטריפוגה הגרעינים ב 900 XG ו -4 C ° למשך 5 דקות.
  7. תנו רקמות ליישב לתחתית של התחתית ובעדינות להסיר את החיץ בידוד על גבי ולהוסיף 10 מ"ל של מדיום דיסוציאציה לתוך הצינור.
  8. דגירת הרקמות הגזורות במדיום דיסוציאציה באמבט מים 37 מעלות צלזיוס במשך שעה 1 תוך רעד הצינור כל 5 - 10 דקות.
  9. לאחרהדיסוציאציה, צנטריפוגות כימיים הגרעינים ב 900 XG ו -4 מעלות צלזיוס למשך 5 דקות.
  10. הסר את supernatant מחדש להשעות הגלולה ב 10 מיליליטר תקשורת צמיחה סטנדרטית מערבולת.
  11. צנטריפוגה תאים ניתקו כמצוין בסעיף 2.9 שוב.
  12. הסר את supernatant, מחדש להשעות הגלולה ב 12 מיליליטר של תקשורת מערבולת צמיחה הסטנדרטית.

3. תרבות של DRG על משטח טרום נמתח

  1. לפני זריעת התאים, להסיר את פתרונות PLL מהאולם לשטוף את המשטח PDMS עם יבש מים ואוויר סטרילי.
  2. לאחר בדיקה חוזרת של השעיית תאים, תיתן את הסט ההשעיה עבור 1 - 2 דקות, כדי לאפשר את הפסולת כדי ליישב לתחתית של התחתית. הוסף 1.5 מ"ל של תרחיף תאים לתוך תא למתוח לדגור על 37 מעלות צלזיוס ב 5% CO 2.
  3. כדי לחסל ותאי גלייה, ב 1 יום במבחנה (DIV), להוסיף 10 μl (או 15 μl) תערובת של soluti המניות fluoro-2 deoxy-uridine ו uridine (FDU-U)על (ראה טבלה של חומרים) זה טוב. לאחר 7 שעות, להחליף בינוני עם מדיום גידול רגיל טרי מצמיד את התקן התרבות טרום נמתח באינקובטור 37 ° C עם 5% CO 2.
  4. בתקופת תרבית תאים (2 - 3 שבועות), לשנות את התקשורת בכל יומיים על ידי החלפת מחצית בינונית בילה עם מדיום חדש. הערה: לאחר culturing על המשטחים נמתחים unstretched עבור 2 שבועות, גיל מטוהרים מתווספים הקאמרי בתרבית למשך שבוע נוסף (שלב 4.7).

4. משותף תרבות של תאי שוואן (SCS) עם DRG נוירונים על פני שטח טרום נמתחו

  1. לבודד גיל כפי שתואר על ידי הקבוצה של ד"ר קמפנה בעבר 15.
    1. בקצרה, לבודד את הגיל מאז שהיה גור קטן בן 1 יום. האיסוף לנתק את העצבים הנשה הוא כימי (טריפסין-EDTA ו- A Collagenase) מכאני (18 מחט מד / 10 מזרק מיליליטר) 15.
    2. זרעי התאים ניתקו לתוך פולי- D- ליזין (PDL) במשותףבקבוק ותרבות T25 ated ב 37 מעלות צלזיוס ב 5% CO 2. ביום 5, לטהר את התאים דרך בחירת נוגדנים באמצעות אנטי-עמך 1.1 נוגדן ארנב להשלים תת התאים המטוהרים למעבר 2 - 4. בינוני השתמש תרבות המכיל בינוני הנשר השונה של Dulbecco (DMEM), 10% בסרום שור עוברי (FBS) פניצילין, 1% / סטרפטומיצין (פן / סטרפטוקוקוס), 21 מיקרוגרם / מ"ל ​​שור יותרת המוח חלץ (BPE), ו -4 מיקרומטר Forskolin.
  2. הסר בינוני תרבות מן גיל, ולהוסיף 5 מ"ל 0.05% טריפסין-EDTA לתוך הבקבוק. דגירת התאים ב 37 מעלות צלזיוס ב 5% CO 2 על 2 - 3 דקות.
  3. בדוק התאים תחת מיקרוסקופ אופטי באמצעות המטרה 10X כדי לראות אם הם להרים מהבקבוק, ולאחר מכן להוסיף 5 מ"ל של מדיום תרבות ומערבבים עם התאים את הבקבוק.
  4. מוסיפים את ההשעיה לתא צינור צנטריפוגות 15 מ"ל ו צנטריפוגות ב XG 200 ו -20 מעלות צלזיוס למשך 5 דקות.
  5. הסר את supernatant ו resuspend גלולה ב 7 מ"ל med צמיחה DRG תקןIA.
  6. קח 10 μl של השעיה התא לתוך צינור microcentrifuge 0.5 מ"ל, לערבב עם 10 μl של trypan כחול, ולאחר מכן לספור את מספר הסלולרי באמצעות hemocytometer תחת מיקרוסקופ אופטי באמצעות המטרה 10X. לדלל את השעית תא 5,000 תאים לכל מיליליטר ידי הוספת תקשורת צמיחת DRG.
  7. הסר 0.5 מ"ל של מדיום מתרבות DRG בתא נמתח ולהוסיף 0.5 מ"ל של השעיה SC לתרבות DRG.
  8. התרבות התאים במשך שבוע 1 ב 37 מעלות צלזיוס, 5% CO 2. שנה את התקשורת בכל יומיים על ידי החלפת מחצית בינונית בילה עם מדיום הגידול רגיל טרי DRG. לאחר 1 בשבוע שיתוף תרבות, תהליך התאים על ידי אימונוהיסטוכימיה 10.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מערכת תרבית תאים טרום נמתח קדמה יישור האקסון DRG 10. נוירונים DRG היו בתרבית על משטחים מראש נמתח unstretched במשך 12 ימים. האקסונים היו מוכתמים עבור β-III טובולין להפגין יישור שלהם. איור 2 משווה אוריינטציה האקסון על מצעים PDMS מראש נמתח unstretched לאחר 12 ימים של תרבות. אקסונים DRG מיושרים במקביל לכיוון הנמתח, ואילו הם הראו יישור אקראי יצרו רשת המקושרים ביניהם על פני מצע PDMS unstretched.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

כדי לגרום יישור האקסון על משטח מראש נמתח, ישנם שני שלבים קריטיים: 1) קרום PDMS חייב להיות שטוח של עובי אחיד; ו -2) ותאי גלייה חייב יוסר DRG. לאחר ערבוב PDMS ו crosslinker וריפוי בתנור, הג'ל PDMS crosslinked צריך להישמר על גבי ספסל שטוח מטופל בזהירות כדי למנוע הטיה. טיפול פלזמת החמצן של קרום PDMS יש לפעול בתוך 6 שעות על ידי ציפוי PLL, מאז hydrophilicity של פני השטח (חובה עבור התקשרות תא) לאחר טיפול פלזמה פוחת לאורך זמן. מאז טיפול הפלזמה מוחל צד אחד של הקרום, יש להקפיד אחרי קילו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין שום ניגוד אינטרסים לחשוף.

תודות

המחברים מבקשים להודות אריק ואסקו עזרתו בהכנת מצעים PDMS, ד"ר Shiyong וואנג במעבדה של ד"ר מרינה מאטה באוניברסיטת מישיגן עבור הצעות מועילות והכשרה של בידוד DRG, וד"ר מארק Tuszynski וד"ר . וו מארי קמפנה באוניברסיטת קליפורניה בסן דייגו לקבלת הצעות פרוטוקול מועיל עבור בידוד SC. מחקר זה מומן בחלקו על ידי הקרן הלאומית למדע (CBET 0,941,055 ו CBET 1,510,895), המכון הלאומי לבריאות (R21CA176854, R01GM089866, ו R01EB014986).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
Neurobasal Medium 1xGibcoBRL21103-049
תוסף B27 50xGibcoBRL17504-044
Glutamax-I 100xGibcoBRL35050-061
Albumax-IGibcoBRL11020-021
Nerve Growth Factor-7SInvitrogen13290-010
פניצילין-סטרפטומיציןGibcoBRL15140-122
0.05% טריפסין-EDTA/1 מ"מEDTA GibcoBRL25300-054
פולי-L-ליזיןTrevigen3438-100-01
פולי-D-ליזיןסיגמאp-6407
פלואורו-2 דאוקס-אורידיןסיגמאF0503
אורידיןסיגמאU3003
האנק' s תמיסת מלח מאוזנת (HBSS)Invitrogen14170-112מאגר בידוד
סוג I קולגנאזוורת'ינגטוןLS004196
DMEMGibco11885
סרום בקר עוברי מומת בחוםHycloneSH30080.03
BPECloneticsCC-4009
ForskolinCalbiochem344270
תא סיליקוןGreiner bio-oneFlexiPERM ConA
מערכת ניקוי/תחריט פלזמהMarch InstrumentsPX-250
Anti-Thy 1.1 נוגדןסיגמא- AldrichM7898
ארנב משליםסיגמא- AldrichS-7764
מדיוםגידול סטנדרטיעבור 500 מ"ל Neurobasal Medium 1x, הוסיפו 10 מ"ל של B-27 50x, 5 מ"ל של Glutamax-I 100x, 2.5 מ"ל של פניצילין/סטרפטומיצין (Penn/Strep), 1 מ"ל של Albumax-I ו-1 μ l של NGF - 7S (50 μ גרם/מ"ל).
מלאי FDU UridineFDU 100 מ"ג ב-10 מ"ל של ddH2O (10 מ"ג/מ"ל), מסנן במכסה המנוע ומחולק ל-500 μ l מכסים ומאחסנים ב -20 ºC. אורידין 5 גרם ב -166.7 מ"ל של ddH2O (33 מ"ג/מ"ל), מסננים במכסה המנוע, מחלקים ל -200 μ l aliquots ומאחסנים ב -20 ºC. קח 61.5 μ l FDU (10 מ"ג/מ"ל) ו-20.5 μ l אורידין(33 מ"ג/מ"ל), ולהוסיף 4,918 μ l של ddH2O לריכוז מלאי סופי, ואז לחלק ל-1 מ"ל מנות ולאחסן ב-20 ºC.
תמיסת

מקורות

  1. Liu, C., et al. Layer-by-Layer Films for Biomedical Applications. , Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA. 525-546 (2015).
  2. Faweett, J. W., Keynes, R. J. Peripheral Nerve Regeneration. Annu Rev Neurosci. 13, 43-60 (1990).
  3. Li, Y., Field, P. M., Raisman, G. Repair of adult rat corticospinal tract by transplants of olfactory ensheathing cells. Science. 277, 2000-2002 (1997).
  4. Geller, H. M., Fawcett, J. W. Building a bridge: Engineering spinal cord repair. Exp Neurol. 174, 125-136 (2002).
  5. Totoiu, M. O., Keirstead, H. S. Spinal cord injury is accompanied by chronic progressive demyelination. J Comp Neurol. 486, 373-383 (2005).
  6. Chua, J. S., et al. Extending neurites sense the depth of the underlying topography during neuronal differentiation and contact guidance. Biomaterials. 35, 7750-7761 (2014).
  7. Dowell-Mesfin, N. M., et al. Topographically modified surfaces affect orientation and growth of hippocampal neurons. J Neural Eng. 1, 78-90 (2004).
  8. Baek, S., Gleason, R. L., Rajagopal, K. R., Humphrey, J. D. Theory of small on large: Potential utility in computations of fluid-solid interactions in arteries. Comput Method Appl M. 196, 3070-3078 (2007).
  9. Liu, C., et al. Effect of Static Pre-stretch Induced Surface Anisotropy on Orientation of Mesenchymal Stem Cells. Cell Mol Bioeng. 7, 106-121 (2014).
  10. Liu, C., et al. The impact of pre-stretch induced surface anisotropy on axon regeneration. Tissue Eng Part C Methods. , (2015).
  11. Berns, E. J., et al. Aligned neurite outgrowth and directed cell migration in self-assembled monodomain gels. Biomaterials. 35, 185-195 (2014).
  12. Kidambi, S., Lee, I., Chan, C. Primary neuron/astrocyte co-culture on polyelectrolyte multilayer films: A template for studying astrocyte-mediated oxidative stress in neurons. Adv Funct Mater. 18, 294-301 (2008).
  13. Xia, H., et al. Directed neurite growth of rat dorsal root ganglion neurons and increased colocalization with Schwann cells on aligned poly(methyl methacrylate) electrospun nanofibers. Brain Research. 1565, 18-27 (2014).
  14. Smith, D. H. Stretch growth of integrated axon tracts: Extremes and exploitations. Prog Neurobiol. 89, 231-239 (2009).
  15. Mantuano, E., Jo, M., Gonias, S. L., Campana, W. M. Low Density Lipoprotein Receptor-related Protein (LRP1) Regulates Rac1 and RhoA Reciprocally to Control Schwann Cell Adhesion and Migration. Journal of Biological Chemistry. 285, 14259-14266 (2010).
  16. Kim, B., ET, K. P., Papautsky, I. Long-term stability of plasma oxidized PDMS surfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 7, 5013-5016 (2004).
  17. Lopera, S., Mansano, R. D. Plasma-Based Surface Modification of Polydimethylsiloxane for PDMS-PDMS Molding. ISRN Polymer Science. 2012, (2012).
  18. Chandra, G. Organosilicon Materials. , Springer. Berlin Heidelberg. (2013).
  19. Wu, M. H. Simple poly(dimethylsiloxane) surface modification to control cell adhesion. Surf Interface Anal. 41, 11-16 (2009).
  20. Moore, M. J., et al. Multiple-channel scaffolds to promote spinal cord axon regeneration. Biomaterials. 27, 419-429 (2006).
  21. Clarke, J. C., et al. Micropatterned methacrylate polymers direct spiral ganglion neurite and Schwann cell growth. Hearing Res. 278, 96-105 (2011).
  22. Pfister, B. J., et al. Development of transplantable nervous tissue constructs comprised of stretch-grown axons. J Neurosci Methods. 153, 95-103 (2006).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

משטח אניזוטרופי מתוח מראששיפור יישור אקסוניםתרבית משותפת של תאי שוואןניתוח התנהגות מיאלינציהמתיחת ממбраנת PDMSבידוד נוירונים של גנגליון שורש אחורי (DRG)פרוטוקול תרבית תאיםהנדסת רקמות עצביותתמיכה בהתחדשות אקסונים
גישת שפר מערך myelination של נוירונים שורש הגבה גנגליון
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.