מאמר שיטה

הנדסת רקמות ידי עצמותי כלי דם בתוך In vivo הנדסת רקמות קאמרית

DOI:

10.3791/54099

⸱

30 במאי 2016

 ,  ,  ,  , 
1O'Brien Institute Department, St Vincent's Institute of Medical Research, 2Department of Surgery, University of Melbourne, 3Faculty of Health Sciences, Australia Catholic University

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

זהו קו מנחה לבניית רקמת כלי דם in vivo באמצעות לולאה עורקית מיקרו-כירורגית או תצורת פדיקל זורם בתוך תא הנדסת רקמות. ניתן להשתמש ברקמות כלי הדם שנוצרות להתחדשות איברים והחלפת פגמים ברקמות, כמו גם לבדיקת תרופות ומודלים של מחלות.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ב ניתוח שחזור, יש צורך רפואי אלטרנטיבת השיטות הקיימות של שחזור אוטולוגי שהן מורכבות, יקרים פגם סחר אחת באחרת. הנדסת רקמות ולפוטנציאל להתייחס הביקוש הגובר הזה. עם זאת, רוב אסטרטגיות הנדסת הרקמות תצלחנה לייצר תחליפי רקמות יציבים פונקציונליים בגלל כלי דם עניים. מאמר זה מתמקד מודל קאמרי הנדסת in vivo רקמה של כלי דם הפנימיים שבו עורק perfused וריד או כפי בלופ arteriovenous או תצורת pedicle זרימת דרך מופנה בתוך חדר חלול מוגן. במערכת תא מבוסס זה הנבטת angiogenic מתרחשת מכלי arteriovenous ומערכת המושך מונע איסכמית דלקתי נדידת תאי אנדוגני אשר ממלאת את החלל הקאמרי בהדרגה עם רקמת פיברו-וסקולרית. תא אקסוגניים / השתלת מטריקס בעת הבנייה קאמרית משפרת sur תאvival וקובע הספציפיות של רקמות מהונדסות אשר לפתח. המחקרים שלנו הראו כי מודל תא זה יכול ליצור שונים ברקמות בהצלחה כגון שומן, שריר לב, כבד ועוד. עם זאת, שינויים וחידודים נדרשים על מנת להבטיח רקמות יעד ההיווצרות היא עקבית לשחזור. מאמר זה מתאר פרוטוקול סטנדרטי עבור הייצור של שני מודלים קאמרי הנדסת רקמות כלי דם שונים in vivo.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בודה רקמות כלי דם תפקודיות באמצעות גישת הנדסת רקמות הוא פרדיגמה המתעורר ברפואה רגנרטיבית. 1,2 גישות רבות להנדס רקמה חדשה ובריאה להחלפת רקמות פגועות או איברים פגומים פותח, 3-6 בניסוי במודלים של בעלי חיים קטנים עם פוטנציאל קליני מבטיח. 7,8 עם זאת, כלי הדם נשאר אחד האתגרים הגדולים עבור הנדסת רקמות הגבלת הפוטנציאל שלה לגדול רקמות בגודל משמעות קלינית. 9

גישות שוטפות vascularize רקמות אחרי או לא ודאית חיצוניים שבו כלי דם חדשים לגדול ממיטת הנמען וסקולרית ולפלוש ברחבי הרקמה המושתלת בונת 10 או מסלול כלי דם פנימי שבו כלי הדם גדל ומרחיבה ביחד עם הרקמות בפיתוח החדשה. 11 הגישה החיצונית באופן מסורתי כרוך תאי זריעה על פיגוםבמבחנה להשתיל את המבנה השלם לתוך החי מתוך הציפייה כי חומרים מזינים, שסופקו בעבר על ידי תקשורת ותרבות, יהיה שמקורו מן במחזור. 12,13 הרעיון הוא פשטני כפי ingrowth וסקולרית הוא איטי מדי ורק שתלים דקים מאוד (< 1-2 מ"מ עובי) יישאר קיימא. מתן חומרי מזון וחמצן באמצעות כלי דם מספיק ומהירים נמצאת בליבה של ניסיונות מוצלחים בכל לגדול יותר מורכבים ויותר תחליפי רקמות מהונדסות כגון עצמות, שרירים, שומן ואיברים מוצקים. 14,15 כלי דם פנימי מציע פוטנציאל בונה גדולה לפתח ידי גידול רקמות מתקדם בקנה אחד עם אספקת דם ההרחבה שלה. עיצוב אחת מהן היא השתלת in vivo לתוך תא של pedicle וסקולרית עם או בלי פיגום תא זרע. 5,6 זה סלל את הדרך נהלים חדשים עבור הדור של רקמות כלי דם עבה מיסודם. 16,17

לאחרונה, פותחו אסטרטגיות טרום vascularize שתלי רקמה, לפני ההשתלה. רשתות כלי דם משולבים אלה מכוונות inosculate עם כלי מארח בהשרשה המאפשר למתן המהיר של אספקת דם מלאה כדי לשפר את ההישרדות של כל החלקים של שתל רקמה עבה מושתלת. 18

אנחנו חלוצים מודל הנדסת רקמות in vivo vascularized בחיות קטנות המערב בתא סגור חצי קשיח מושתל מתחת לעור המכיל pedicle וסקולרית perfused וחומרים ביולוגי תא המכיל. התא יוצר סביבת איסכמי שמגרה הנבטת angiogenic מכלי המושתל. 3 pedicle וסקולרית או יכול להיות לולאת arteriovenous משוחזרת או עורק זרימת דרך ללא פגע וריד. 3-6,19 זה ניבט pedicle וסקולרית תפקוד ו עורק נרחב רשת -capillary-ורידי המקשרת בשתי האמנותeriole ו ורידים ונגמרו pedicle וסקולרית. 3,20 יתר על כן, תא התמיכה החלול שמסביב מגן על הרקמות בפיתוח מן עיוות כוחות מכאניים פוטנציאל ומאריך את כונן איסכמי כדי לשפר כלי דם. 3,21,22 אם pedicle הכלי מושתל פשוט אל רקמות בריאות ולא בתוך המרחב המוגן של החדר, הנבטת angiogenic מפסיקה לאורך ציר הזמן הזהה פצע רגיל ולא רקמה חדשה תצטבר ברחבי pedicle. חוקרים השתמשו בתצורת in vivo זה לייצר תלת ממדי בונת רקמת כלי דם תפקודית עם כלי דם תומכים בגודל משמעות קלינית. 4,23 יתר על כן, בונת רקמת כלי דם המהונדסת עם pedicle וסקולרית השלמים שלה ניתן לקצור להשתלה בהמשך בבית במקום פציעה . 24,25 תרחיש ריאלי יותר קליני יהיה יצירת התא באתר המוחלט לשיקום היםUch כמו שד. לפיכך, גישת הנדסת דה נובו רקמה זו יכולה להיות פוטנציאל קליני לספק מקור חדש של רקמת יעד פונקציונלית עבור ניתוח שחזור. 26-28

הפרוטוקול הבא יספק מדריך כללי לבנות תא הנדסת רקמות in vivo vascularized בחולדה, אשר יכול להיות מותאמת במודלים של בעלי חיים שונים והעסיקה לבחון את התהליכים המורכבים של אנגיוגנזה, ייצור מטריקס, וגירת הסלולר בידול.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הפרוטוקולים המתוארים כאן אושרו על ידי ועדת האתיקה בעלי חי מלבורן חולי סנט וינסנט, אוסטרליה, נערכו תחת הקפדה על מחקר הבריאות הממלכתית האוסטרליות רפואי הנחיות המועצה.

הערה: שני פרוטוקולים קאמריים מתוארים להלן. שני הדגמים השונים והעיצובים הקאמריים הספציפיים שלהם הם באיור 1. קאמרי (1) עשוי פוליקרבונט (עבור דגם תא לולאת העכברוש arteriovenous). זהו גלילי עם מ"מ פנימי בקוטר 13 וגובה 4 מ"מ. חלון בשלב מסוים בקיר מאפשר גישה ללא הפרעה עבור pedicle. במודל השני (עבור זרימה דרך עכברוש מודל קאמרי pedicle), התא עשוי polyacrylic והוא מלבני (10 x 8 x 4 מ"מ 3 ממדים פנימיים). יש לה שני פתחים 1.5 מ"מ משני צדי המתרס כדי להכיל את עורק הירך ווריד כפי שהם עוברים על קאמרית.

1. דגם לשכת Loop עכברוש arteriovenous (אחת צ'אםבער Animal Per)

הערה: לפני תחילת הניתוח, לוודא שכל המכשירים כבר מעוקרים כראוי. כמו כן, להבטיח את שאר המכשירים על מגבות סטרילי הם במרחק סביר מהשדה כירורגית כדי למנוע זיהום במהלך ההליך.

  1. הכנת בעלי חיים לכירורגיה
    1. השתמש חולדות במשקל לפחות 250 גרמו במשך הגודל הגדול שלהם של כלי ליצירה של לולאת arteriovenous.
    2. לטשטש את החיה עם שאיפת isoflurane 4%. לאשש עומק נאות של הרדמה על ידי הערכת חוסר תגובה אל קמצוץ בוהן. לאחר הרדמה, לשמור על בעלי החיים הרדימו כראוי לאורך כל ההליך עם 2% isoflurane.
    3. מניח את החיה במצב שכיבה על כרית חימום ולהחיל סיכה סטרילי על העיניים כדי למנוע התייבשות במהלך ניתוח.
    4. באמצעות מכונת גילוח חשמלית, לגלח הן במפשעה ולהסיר שיער עם פיסת גזה לח.
    5. הכן באתרים כירורגית עם chlorhexidine/ 70% פתרון אתנול לעטוף את החיה עם מגבות סטרילי. נהל מנה בודדת של Carprofen (5 מ"ג / ק"ג, תת עורי) כמו משכך כאבים.
  2. קציר של ירך וריד שתל
    1. באמצעות סכין # 15, לעשות חתך בעור באורך 4 ס"מ על ההקבלה במפשעה השמאלית על רצועה מפשעתי. זה חושף את כרית השומן מפשעתי.
    2. חותך דרך כרית שומן circumferentially במספריים עוזבים אותו מחובר pedicle וסקולרית שלו מבוסס על הכלי ברום הבטן.
    3. בעזרת מספרי מייקרו, לשחרר את הידבקויות רקמת חיבור הקרומיות בין דופן הבטן וכלי ירך בסיסית.
    4. מניחים מפשק על דופן הבטן ולמשוך מדיאלית. זה חושף את הרצועה מפשעתי ואת אורכו של כלי הירך.
    5. בעזרת מלקחיים מיקרו ומספריים מעוקל לנתח הווריד ברום הבטן ולבודד אותו משומן סביב שלו על ידי משיכת וחיתוך בעדינות. ברוח זו פועלת כמו לקשור בעת בניית הלולאה.
    6. usinמלקחי מיקרו גרם ומספרי מייקרו מעוקלים לפתוח את נדן perivascular המכיל את כלי ירך ועצבה כל הדרך מן הרצועה מפשעתי כדי דיסטלי ההסתעפות שלו לסניף ברום הבטן.
    7. בעזרת מלקחיים מיקרו, להרים וריד הירך ידי adventitia שלה בעדינות להפריד בינו לבין הרקמות הסובבות וליווי העורק. האם זה עם מלקחיים מיקרו ומספריים מיקרו עגול הצביע מעוקל על ידי משיכת הרקמה בנפרד וחיתוך דרכו.
      הערה: לעולם לתפוס את כל רובד קיר הווריד שכן הדבר עלול לגרום טראומה אינטימה מה שהופך אותו נוטה פקק.
    8. ענפים בצד ולקשור שנמצאו במהלך דיסקציה עם תפר 10/0 ניילון או להקריש אותם עם coagulator דו קוטבי.
    9. עם וריד הירך לגמרי בחינם, ולקשור הפרוקסימלי שלה מסתיים דיסטלי עם 4/0 תפרי משי. הקפד לקבל שתל וריד של אורך 10 מ"מ לפחות ולכלול כ אורך 0.5 ס"מ של הסניף ברום הבטן כדי לשמש לקשור חבל בחורלהחזיק את הלולאה פתוחה בתא.
    10. בעזרת מלקחיים מיקרו ומספריים מיקרו ישר, חתוך את adventitia מקצות של השתל על ידי משיכת וחיתוך בעדינות. זה יכול להיעשות גם לאחר מכן, לפני anastomoses מיקרו.
    11. שטוף את השתל וריד עם תמיסת מלח heparinized (10 U / ml של הפרין) ולהשאיר אותה לנוח הפתרון. סגור את הפצע באמצעות ריצה רציפה 4/0 תפר משי פלוס שניים או שלושה תפרים קטע פשוט נוספות.
  3. יצירת arteriovenous Loop ההשרשה של לשכה
    1. חזור על שלבי 1.2.1 עד 1.2.4 ב באותו אופן בדיוק על הגפה הנגדית.
    2. בעזרת מלקחי מייקרו, לנתח ולבודד הוא עורק ברום בטן וריד מהווה את כרית השומן שמסביב. עושים זאת על ידי משיכת הרקמה בעדינות הרחק כלי
    3. בעזרת מלקחיים מיקרו, להרים את עורק הירך ידי adventitia שלה ולשחררו מן הרקמות הסובבות. האם זה עם מלקחיים מיקרו מיקרופון מעוגל מסביב מחודדמספריים ro על ידי משיכת הרקמה בנפרד וחיתוך דרכו. ולקשור או להקריש סניפים צדו.
    4. ולקשור את עורק הירך ואת וריד דיסטלי הופעתה של כלי ברום הבטן באמצעות תפר משי 4/0.
    5. מניחים מהדק יחיד proximally על כל אחד עורק וריד הירך. באמצעות מספריים מיקרו ישר חדה, לבצע רוחבי נקי לחתוך בכל דיסטלי כלי הופעתה של הענפים ברום הבטן. מניח רקע בניגוד פלסטיק סטרילי תחת הכלי.
    6. שטוף את הכלי נמרץ עם כמויות נדיבות של מלח heparinized עד שכל הדם יוסר לומן.
    7. תביא את שתל הווריד לתוך שדה הניתוח וסר adventitia מיותר 'קצות הכלי לפי צעד 1.2.10, במידת צורך.
    8. בצע הן anastomoses מיקרו עם תפר ניילון 10/0. Anastomose סוף הפרוקסימלי של שתל הווריד אל וריד הירך ואת הקצה הדיסטלי עורק הירך. זה יאפשר לדם לזרום fROM עורקי אל צד הוורידים ללא התנגדות מצד שסתום בתוך שתל הווריד.
      הערה: ודא כלי הירך ושאר שתלו וריד בעמדה הטבעית שלהם ללא כל פיתולים.
    9. בדוק דליפות הן באתרים anastomotic. לפתור דליפות קטנות, שנראות כמו דם שאינו פועמים יוצא באתר anastomotic, על ידי הצבת חתיכה קטנה של שומן על גבי הדחיסה בעדינות במשך 5-10 דקות. גדולות יותר דליפות פועמות להציף את השדה כולו במהירות תצטרכנה תפרים נוספים.
    10. בדוק patency של הלולאה arteriovenous. חסימה עדינה של עורק הירך צריכה לעשות את זה להתכווץ בעוד אותו ב וריד הירך צריך להצטבר זה.
    11. מניחים את הבסיס של החדר הנדסת רקמות תחת לולאה arteriovenous עם המנוחה האחרונה ב לעמדה הטבעית שלו ללא פיתולים או סטיות.
    12. אבטח את הבסיס של החדר אל הרצועה מפשעתי ו fascia שריר הבסיסי עם תפרי ניילון 6/0.
    13. מניחים את המכסה עלבסיס כך שכלי הירך להיכנס לחדר דרך חריץ (חלון בצד של החדר). כאשר סוגר את המכסה, לוודא שהוא תופס את הסניפים ברום הבטן, בין הבסיס הקאמרי והמכסה, אשר פועל כמו רצועות להחזיק את לולאת arteriovenous למקומו.
    14. סגור את הפצע באמצעות ריצה רציפה 4/0 תפר משי פלוס שניים או שלושה תפרים קטע פשוט נוספות.
    15. אפשר החיה להתאושש מההרדמה על כרית חימום.
    16. אין להשאיר את החיה ללא השגחה עד שהוא שב להכרתו מספיק כדי לשמור שכיבה sternal. כמו כן, לא לחזור בעל חיים אשר עבר ניתוח לחברה של בעלי חיים אחרים עד התאושש לחלוטין. 24 שעות מאוחר יותר, לנהל עוד מנה בודדת של Carprofen (5 מ"ג / ק"ג, תת עורי) כמו משכך כאבים.
    17. פנקו את הפצע עם משחה אנטיביוטית מקומית במשך 5 ימים. אם הפצע נפתח, להרדים את החיה כמו בשלב 1.1.2 דרך 1.1.5 ולסגור את הפצע כמו 1.3.14. פיקוח על הבריאות של בעלי חיים מדי יום. להרדימו באמצעות מנה קטלנית של הזרקת lethabarb הזרקה (163 מ"ג / ק"ג 0.25 מ"ל ב -23 מחט G) אם החיה מראה יותר מאחד סימנים מתונים של inacitivity, חוסר תיאבון, ירידה במשקל וירידה של צבע.

2. זרימה דרך לשכת pedicle (שני חדרים לכל חיה)

  1. הכנת בעלי חיים לכירורגיה
    1. חזור על שלבים 1.1.1 דרך 1.1.4. שני תאים אפשר להשתיל לשני האזורים במפשעה של חולדה אחת.
  2. בידוד של כלי ירך קלטי הלשכה
    1. חזור על שלבים 1.2.1 דרך 1.2.8.
    2. בשני עורק לוריד משוחרר לגמרי של רקמות הסובבות ושלוחותיהן ligated, להביא את התא לתוך שדה הניתוח.
    3. מניח כל כלי הירך ללא פגעו על החריץ המתאים של הבסיס הקאמרי מוודא אין פיתולים או סטיות.
    4. סגור את החדר על ידי attaching את המכסה לבסיס. סגור את הפצע באמצעות ריצה רציפה 4/0 תפר משי פלוס שניים או שלושה תפרים קטע פשוט נוספות ולאפשר החיה להתאושש כפי שתואר לעיל.

קציר 3. לשכות ועיבוד רקמות

  1. לאחר מועדים לפי שעון של הניסוי (4-6 שבועות לאחר ההשתלה) הם הגיעו, להרדים את החיה כמו בשלב 1.1.2 וחזרו על צעדים 1.1.3 דרך 1.1.5.
  2. פתח את הפצע באמצעות סכין # 15 לחתוך דרך הרקמות במספריים עד לתא חשוף לחלוטין.
  3. לחשוף את כלי הירך הפרוקסימלי לבנות ולבדוק patency וסקולרית: בעדינות לחסום את כלי עם שני microforceps, אז לחלוב את הדם לכיוון דיסטלי ולבסוף לשחרר מלקחיים הפרוקסימלי. אם הכלי מתמלא דם שוב, זה מאשש patency. ולקשור את כלי הירך proximally במקרה של הלולאה arteriovenous ושניהם proximally ו distally במקרה של הדואר הזרימה דרך תצורה, ולהסיר את התאים עם הרקמה המכילה כמקשה אחת.
  4. בסוף הניסוי, להרדימו באמצעות מנה קטלנית של הזרקת lethobarb הזרקה (163 מ"ג / ק"ג 0.25 מ"ל ב -23 מחט G).
  5. תקן רקמות paraformaldehyde 4% בטמפרטורת החדר למשך 24 שעות. רקמות לְסַעֵף הרוחבי מרובה (1-2 מ"מ עובי) להטביע פרפין או תרכובת טמפרטורת חיתוך אופטימלית עבור חלקי פרפין (5 מיקרומטר) או חלקים קפואים (10 מיקרומטר), בהתאמה. 3,4,8,17,22, 24
  6. בצע מכתים שגרת היסטולוגית כגון hematoxylin ו eosin לבחון את המורפולוגיה הכללית של רקמות. בצע מכתים immunohistochemical עם נוגדן ספציפי לזהות סוג התא של עניין, 3,4,8,17,22,24,29 למשל immunostaining T לב טרופונין עבור cardiomyocytes.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

יצירת מיקרו של תאי הנדסת רקמות בוצע כמתואר בפרוטוקול לעיל. רקמות שנוצרו בתוך החדרים ניתן לבדוק בהיסטולוגיה כמו לתאר צעד פרוטוקול 3. סוגי רקמות שונים הונדסו בהצלחה באמצעות תא vascularized in vivo (איור 2). אלה כוללים ברקמת הלב עם cardiomyocytes עכברוש בילוד (איור 2 א), רקמת שריר עם myoblasts השלד חולדה (איור 2 ב), ורקמת השומן עם הידרוג'ל נגזר מטריקס רקמת שומן (איור 2 ג).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הנדסה של מיקרו כיום נחקרת בעצם דרך שתי גישות. הראשונה כוללת פיתוח רשת כלי דם זו בזו קשר הדוק בתוך המבנה במבחנה כך שכאשר מושתלת, נימים מהמיטה וסקולרית מארח להתחבר עם אלה של המושתלים לבנות דרך inosculation תהליך הנקרא, ובכך להבטיח את האספקה ​​של חומרים מזינים לא רק בפריפריה אלא גם עד היסוד. 21,32,33 זה נקרא-כלי דם מראש. הגישה השנייה מנסה לשפר את כלי דם של המארח עצמו ישירות in vivo, כך הנבטת הנימים מתרחשת לפני או לאחר התייעצות משותפת עם התמיינות תאים מושת...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים שום אינטרסים מתחרים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבודה זו נתמכה על ידי מימון מענק מטעם NHMRC ו סטאפורד פוקס רפואי קרן. המחברים מודים בסיוע כירורגית של סו מקיי, ליליאנה פפה, אנה Deftereos ואמנדה Rixon של רפואי הניסיון יחידת כירורגים, חולי סנט וינסנט, מלבורן. התמיכה ניתנת גם על ידי מחלקת המדינה הממשלה ויקטוריאני של חדשנות, התעשייה תוכנית תמיכה תשתית מבצעית של אזורי פיתוח.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
1 15 אזמל להבבראוןBB515
1 מלקחיים אדסון שינייםבראוןBD527R
1 מחזיק מחטבראוןBM201R
1 קרישה דו קוטבית BraunUS335
1 מחזיק מחט מיקרו B-15-8.3S & T00763
1 מלקחיים מיקרו מרחיבים D-5A.2S & T00125
1 מלקחיים מיקרו תכשיטים JF-5S & T00108
1 מספריים מיקרו - ישר SAS-11S & T00098
1 מספריים מיקרו - SDC-11 S & מעוקל T00090
2 מהדקים בודדים B-3S & T00400
2 10/0 תפר ניילוןS & T03199
1 6/0 תפר ניילוןבראוןG2095469
2 4/0 תפרי משיבראוןC0760145
Xilocaine 1%דילמד150733 10 מ"ג/מ"ל
הפרין נתרןדילמד2723015,000 UI/ml
רינגר לקטטבקסטרJB2323500 מ"ל
1 הנדסת רקמות בצורת כיפה תאבהתאמה
1 תא זרימה בהתאמהאישית
לקטין I, Griffonia Simplicifolia מעבדות וקטורB-11051.67 μ גרם/מ"ל
נוגדן טרופונין TAbcamAb82954 μ גרם/מ"ל
נוגדן Ku80 ספציפי לאדםAbcamAb805920.06 μ גרם/מ"ל
נוגדן דסמיןDakoM07602.55 μ גרם/מ"ל
Cell Tracker CM-DiI צבעThermo Fisher ScientificC-70003 מ"ג/106 תאים
Lethabarb (נתרן פנטוברביטון)<a href="www.virbac.com.au" target="_blank">figure-materials-1 Virbac Animal HealthLETHA450325 מ"ג/מ"ל
כרית חום גמישהfigure-materials-2 חימום RedzoneRZ/בינוני
אישית

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Spiliopoulos, K., et al. Current status of mechanical circulatory support: A systematic review. Cardiol Res Pract. , 574198(2012).
  2. Hsu, P. L., Parker, J., Egger, C., Autschbach, R., Schmitz-Rode, T., Steinseifer, U. Mechanical circulatory support for right heart failure: Current technology and future outlook. Artif Organs. 36 (4), 332-347 (2012).
  3. Lokmic, Z., Stillaert, F., Morrison, W. A., Thompson, E. W., Mitchell, G. M. An arteriovenous loop in a protected space generates a permanent, highly vascular, tissue-engineered construct. FASEB J. 21 (2), 511-522 (2007).
  4. Morritt, A. N., et al. Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber. Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).
  5. Tanaka, Y., Tsutsumi, A., Crowe, D. M., Tajima, S., Morrison, W. A. Generation of an autologous tissue (matrix) flap by combining an arteriovenous shunt loop with artificial skin in rats: preliminary report. B J Plast Surg. 53 (1), 51-57 (2000).
  6. Cronin, K. J., et al. New murine model of spontaneous autologous tissue engineering, combining an arteriovenous pedicle with matrix materials. Plast Reconstr Surg. 113 (1), 260-269 (2004).
  7. Forster, N. A., et al. A prevascularized tissue engineering chamber supports growth and function of islets and progenitor cells in diabetic mice. Islets. 3 (5), 271-283 (2011).
  8. Choi, Y. S., Matsuda, K., Dusting, G. J., Morrison, W. A., Dilley, R. J. Engineering cardiac tissue in vivo from human adipose-derived stem cells. Biomaterials. 31 (8), 2236-2242 (2010).
  9. Jeyaraj, R., G, N., Kirby, G., Rajadas, J., Mosahebi, A., Seifalian, A. M., Tan, A. Vascularisation in regenerative therapeutics and surgery. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 54, 225-238 (2015).
  10. Dew, L., Macneil, S., Chong, C. K. Vascularization strategies for tissue engineers. Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).
  11. Weigand, A., et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).
  12. Vacanti, J. P., Langer, R., Upton, J., Marler, J. J. Transplantation of cells in matrices for tissue regeneration. Adv Drug Deliv Rev. 33 (1-2), 165-182 (1998).
  13. Beahm, E. K., Walton, R. L., Patrick, C. W. Progress in adipose tissue construct development. Clin Plast Surg. 30 (4), 547-558 (2003).
  14. Vunjak-Novakovic, G., et al. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16 (2), 169-187 (2010).
  15. Garcia, J. R., Garcia, A. J. Biomaterial-mediated strategies targeting vascularization for bone repair. Drug Deliv Transl Res. , (2015).
  16. Forster, N., et al. Expansion and hepatocytic differentiation of liver progenitor cells in vivo using a vascularized tissue engineering chamber in mice. Tissue Eng Part C Methods. 17 (3), 359-366 (2011).
  17. Tilkorn, D. J., et al. Implanted myoblast survival is dependent on the degree of vascularization in a novel delayed implantation/prevascularization tissue engineering model. Tissue Eng Part A. 16 (1), 165-178 (2010).
  18. Chang, Q., Lu, F. A novel strategy for creating a large amount of engineered fat tissue with an axial vascular pedicle and a prefabricated scaffold. Med hypotheses. 79 (2), 267-270 (2012).
  19. Walton, R. L., Beahm, E. K., Wu, L. De novo adipose formation in a vascularized engineered construct. Microsurg. 24 (5), 378-384 (2004).
  20. Debels, H., Gerrand, Y. W., Poon, C. J., Abberton, K. M., Morrison, W. A., Mitchell, G. M. An adipogenic gel for surgical reconstruction of the subcutaneous fat layer in a rat model. J Tissue Eng Regen Med. , (2015).
  21. Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).
  22. Yap, K. K., et al. Enhanced liver progenitor cell survival and differentiation in vivo by spheroid implantation in a vascularized tissue engineering chamber. Biomaterials. 34 (16), 3992-4001 (2013).
  23. Findlay, M. W., et al. Tissue-engineered breast reconstruction: Bridging the gap toward large-volume tissue engineering in humans. Plast Reconstr Surg. 128 (6), 1206-1215 (2011).
  24. Tee, R., Morrison, W. A., Dusting, G. J., Liu, G. S., Choi, Y. S., Hsiao, S. T., Dilley, R. J. Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats. Tissue Eng Part A. 18 (19-20), 1992-1999 (2012).
  25. Dolderer, J. H., et al. Long-term stability of adipose tissue generated from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber. Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2283-2292 (2011).
  26. Sekine, H., et al. Endothelial cell coculture within tissue-engineered cardiomyocyte sheets enhances neovascularization and improves cardiac function of ischemic hearts. Circulation. 118, (14 Suppl) 145-152 (2008).
  27. Ting, A. C., et al. The adipogenic potential of various extracellular matrices under the influence of an angiogenic growth factor combination in a mouse tissue engineering chamber. Acta Biomater. 10 (5), 1907-1918 (2014).
  28. Zhan, W., et al. Self-synthesized extracellular matrix contributes to mature adipose tissue regeneration in a tissue engineering chamber. Wound Repair Regen. 23 (3), 443-452 (2015).
  29. Messina, A., Bortolotto, S. K., Cassell, O. C., Kelly, J., Abberton, K. M., Morrison, W. A. Generation of a vascularized organoid using skeletal muscle as the inductive source. FASEB J. 19 (11), 1570-1572 (2005).
  30. Lim, S. Y., Hernández, D., Dusting, G. J. Growing vascularized heart tissue from stem cells. J Cardiovasc Pharmacol. 62 (2), 122-129 (2013).
  31. Poon, C. J., et al. Preparation of an adipogenic hydrogel from subcutaneous adipose tissue. Acta Biomater. 9 (3), 5609-5620 (2013).
  32. Dilley, R. J., Morrison, W. A. Vascularisation to improve translational potential of tissue engineering systems for cardiac repair. Int J Biochem Cell Biol. 56, 38-46 (2014).
  33. Lesman, A., Koffler, J., Atlas, R., Blinder, Y. J., Kam, Z., Levenberg, S. Engineering vessel-like networks within multicellular fibrin-based constructs. Biomaterials. 32 (31), 7856-7869 (2011).
  34. Hussey, A. J., et al. Seeding of pancreatic islets into prevascularized tissue engineering chambers. Tissue Eng Part A. 15 (12), 3823-3833 (2009).
  35. Chen, X., Aledia, A. S., Popson, S. A., Him, L., Hughes, C. C., George, S. C. Rapid anastomosis of endothelial progenitor cell-derived vessels with host vasculature is promoted by a high density of cotransplanted fibroblasts. Tissue Eng Part A. 16 (2), 585-594 (2010).
  36. Lin, R. Z., Melero-Martin, J. M. Fibroblast growth factor-2 facilitates rapid anastomosis formation between bioengineered human vascular networks and living vasculature. Methods. 56 (3), 440-451 (2012).
  37. Dolderer, J. H., et al. Spontaneous large volume adipose tissue generation from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber space. Tissue Eng. 13 (4), 673-681 (2007).
  38. Wei, F. C., Lin Tay, S. K. Principles and techniques of microvascular surgery. Plastic Surgery. Volume 1. Neligan, P. C., Gurtner, G. C. , Elsevier. Chapter 26 587-620 (2013).
  39. Sekine, H., et al. In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels. Nat.Comm. 4 (1399), 1-10 (2013).
  40. Lim, S. Y., Sivakumaran, P., Crombie, D. E., Dusting, G. J., Pébay, A., Dilley, R. J. Trichostatin A enhances differentiation of human induced pluripotent stem cells to cardiogenic cells for cardiac tissue engineering. Stem Cells Transl Med. 2 (9), 715-725 (2013).
  41. Lim, S. Y., et al. In vivo tissue engineering chamber supports human induced pluripotent stem cell survival and rapid differentiation. Biochem Biophys Res Commun. 422 (1), 75-79 (2012).
  42. Piao, Y., Hung, S. S., Lim, S. Y., Wong, R. C., Ko, M. S. Efficient generation of integration-free human induced pluripotent stem cells from keratinocytes by simple transfection of episomal vectors. Stem Cells Transl Med. 3 (7), 787-791 (2014).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

vaskulizedIn Vivo

מאמרים קשורים