מאמר שיטה

הערכת זרע דגים באמצעות תוכנה, התקני קירור

DOI:

10.3791/56823

⸱

28 ביולי 2018

 , 
1PROiSER R+D S.L., 2Department of Cellular Biology, Functional Biology and Physical Anthropology, University of Valencia

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בפרוטוקול הנוכחי מתאר הליך של דגים זרע הערכה באמצעות ניתוח המחשב בסיוע זרע, התקני קירור. התוכנה נותנת מהירה, מדויקת, ניתוח כמותי של איכות הזרע דגים בהתבסס על spermatozoa מורפולוגית, יכול להיות כלי שימושי חקלאות מים כדי לשפר את ההצלחה רבייה.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

להערכת איכות תא רבייה, ישנן טכניקות חדשניות, מהירה, כמותיים שיכול לספק נתונים שימושיים עבור חקלאות ימית. מערכות ממוחשבות לניתוח זרע פותחו כדי למדוד פרמטרים מספר, באחד נמדד בדרך כלל תנועתיות הזרע.

בתחילה, טכנולוגיית מחשב זה תוכנן עבור יונקים, למרות שזה יכול לשמש גם לצורך ניתוח זרע של דג. לדגים יש תכונות ספציפיות אשר יכולים להשפיע על זרע הערכה כגון זמן קצר תנועתיות לאחר ההפעלה ו, במקרים מסוימים, הסתגלות כדי להוריד את הטמפרטורה. לכן, זה הכרחי לשנות רכיבי תוכנה וחומרה לבצע ניתוח תנועתיות יעילה יותר לניתוח זרע של דג. לזרע יונקים, הצלחת חימום משמש כדי לשמור על טמפרטורות אופטימלית של spermatozoa. עם זאת, עבור כמה זני דגים, זה יתרון לשימוש בטמפרטורה נמוכה כדי להאריך את משך הזמן של תנועתיות, מאז הזרע להישאר פעיל למשך פחות מ 2 דקות. לכן, התקני הצינון יש צורך לקרר את דגימות בטמפרטורה קבועה על פני הזמן של ניתוח, כולל על המיקרוסקופ האופטי. פרוטוקול זה מתאר הניתוח של תנועתיות הזרע דגים באמצעות תוכנה לניתוח זרע וקירור חדש התקנים כדי למטב את התוצאות.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

היעילות של רבייה תלויה באיכות של שתי גמטות (ביצים, זרע)1,2. . זה הגורם אשר תורם הפריה מוצלחת, ומאפשר התפתחות הצאצאים קיימא3,4 הערכת איכות תא רבייה נוח הוא הכלי הטוב ביותר עבור הגדרת את פוטנציאל הפוריות של הדגימה.

ערבוב זרע מן הזכרים מרובים הוא מנהג נפוץ בייצור של מינים ימיים מסחריים רבים4. עם זאת, ההשתנות זרע בין הזכרים יכול להוביל זרע תחרות, כתוצאה מכך, לא כל הגברים באותה מידה תורמים מאגר הגנים5. במובן זה, הערכת הנכונות לפלוט בודדים/spermatozoa תכונות, כגון תנועתיות, הוא היסוד המפלה מידע לגבי פוריות הגבר בודדים פוטנציאליים. התבוננות תנועתיות הזרע יכול להפיק נתונים לא מדויקים ולא סובייקטיבי כפי שהוא דורש זמן וניסיון, מה שמוביל חוסר עקביות של אי-תאימות של תוצאות6,7. עם זאת, ישנם טכניקות חדשניות, מהיר ולא כמותית רבות שיכול לספק2,4ניתוח איכות הזרע אמין.

ניתוח המחשב בסיוע זרע פותחה להציע נתונים מדויקים לגבי איכות הזרע8. טכנולוגיה זו כוללת הפיתוח של תוכנה הקשורים עם מיקרוסקופ לעומת זאת שלב המאפשר להערכת תנועתיות הזרע. עם זאת, גורם מגביל של תנועתיות פרמטר הוא קצב המסגרות של מצלמת הוידאו. Spermatozoa בודדים מסלולים מבוססים על spermatozoa ראש centroid המיקום במסגרות רצופים של הקלטות וידאו, אשר הוא מתואם עם התנועה השוטוניים דפוסי3,9,10, 11. הפרמטרים העיקריים קינטי נמדד הם מהירות הקו הישר (וי), מהירות לאכסדרות (צ'לו) נתיב ממוצע מהירות (ידינו). וי הוא המרחק בין נקודת המוצא מובילים שגבה את spermatozoa מחולק זמן. צ'לו היא המהירות האמיתית לאורך המסלול נלקחה על ידי spermatozoa. ידינו הוא המהירות לאורך נתיב מוחלקים נגזרת של המסלול. פרמטרים אלה מאפשרים פרטים קינטי נוספים, לרבות ליניאריות (לין), יושר (STR), התנודדות (WOB), מדידות מכות כמו משרעת של התנועה הראשי לרוחב (ALH) ו ביט-צלב תדר (BCF)4,10.

מערכת ניתוח זרע ששימש במקור עבור יונקים, אחת הדרישות של המערכת לפעול טמפרטורת הגוף של התורם (כ 37 מעלות צלזיוס). תוכנה זו יכולה לשמש גם זני דגים; למרות, יש צורך לבצע כמה עיבודים כדי להפחית את השגיאה של תוצאות ניתוח זרע. במינים מסוימים דג ', כגון סלמונאיים: צלופח8,12, ההפריה מתרחשת בטמפרטורה נמוכה (בסביבות 4 ° C)2,4. לפיכך, התקני קירור צריכה להיות מפותחת כדי להימנע תנאי עבודה לא נוח. בנוסף, דג spermatozoa immotile בנוזל הזרע, לדרוש מכת אוסמוטי להפעלת תנועתיות. מים מתוקים מינים, המדיום activator צריך להיות osmolality היפוטוניק, בעוד מינים ימיים המדיום צריך להיות hypertonic. עם זאת, עבור מינים מסוימים, כמו סלמונאיים:, ריכוז יון יכול גם להיות חשוב3,4,9. לאחר ההפעלה, דגים זרע מאופיין על ידי ירידה מהירה של תנועתיות (פחות מ- 2 דקות)13,14 ו בדחיסות גבוהה, להיות חיוני כדי לקבוע את קצב המסגרות אופטימלית להשיג נתונים אמינים15.

מטרות המחקר הן לעצב וליישם מערכות קירור עבור דגימות זרע של דג. בנוסף, פרוטוקול זה מגדיר כיצד לקבוע את המחירים מסגרת אופטימלית עבור הקמת פרוטוקולים סטנדרטיים בהתאם למין. השימוש בפרוטוקול זה פותח דלתות חדשות בהקשר של הערכת הזרע דגים, משתמש הצלופח אירופה כמודל.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

נהלים בנושאים בעלי חיים מעורבים היו אישור (2015/VSC אפונה 00064) הכיוון הכללי של תוצרת חקלאית, משק-החי-València דה Politècnica Universitat.

1. איסוף זרע צלופחים בוגרים האירופית בשבי

הערה: שימוש צלופח האירופית זכרים בהשתתפות טנקים עם מי ים ומערכת recirculation בטמפרטורה קבועה (20 ° C). פנקו עם הורמונים באמצעות הזרקה בקרום הבטן שבועי (גונדוטרופין כוריוני אנושי (hCG); לכל g IU 1.5 ממשקל הגוף דגים). ואקלום דגים בהדרגה החל מ 3 ימים במים מתוקים ואחריו החלפה עם מי ים (1/3 של המים הכולל במיכל) כל יומיים עד שהגיע עם מליחות של 37.0 גר'/mL.

  1. עזים ומתנגד הצלופח 24 שעות לאחר הזרקת הורמון להשיג דגימות עם איכות זרע טובה יותר.
    1. להכין מראש ההרדמה: להוסיף 300 מ"ג בנזוקאין 100 מ של 70% אתנול. מערבבים היטב ולאחסן ב 4 º C.
    2. לדלל בנזוקאין בדלי גמיש עם 5 L של מערכת מים בכדי לקבל ריכוז סופי של 60 מ ג/ליטר, מערבבים היטב.
    3. להעביר את הדגים הדלי עם מערכת מים, בנזוקאין. המתן מספר דקות עד דגים תירגע.
  2. לנקות את אזור איברי המין עם מים ויבשה עם נייר סופג כדי למנוע זיהום של זרע דגימות צואה, שתן או מי-ים.
  3. החל לחץ עדין באזור הבטן, לאסוף דגימות זרע לתוך צינורות פלסטיק 15 מ"ל באמצעות את משאבת ואקום. נפח הזרע עד 6-7 מ ל, בהתאם הזכר.
  4. שמור דגימות זרע ב 4 מעלות צלזיוס במשך לפחות שעה עד תנועתיות ניתוח מבוצע.

2. להכניס למקרר ו לדלל את דגימות זרע

  1. הכינו מראש את הפתרון כיום.
    הערה: דגימות זרע צריך להיות מדולל בפתרון ה-extender ספציפיים עבור כל המינים.
    1. היכונו המדיום-מפעיל דגימות זרע צלופח (P1 בינוני). הוסף 0.42 גר' נתרן ביקרבונט, 1.828 גר' נתרן כלורי, g 0.127 של מגנזיום כלוריד, 0.56 g של אשלגן כלורי, 0.037 גרם סידן כלורי עד 250 מ"ל של מים מזוקקים. מערבבים היטב כדי להמיס. חנות ב 4 º C.
  2. הגדר את מגניבים הבלוק ב 4 ° C כדי לשמר דגימות בטמפרטורה קבועה. המתן עד מייצבת הטמפרטורה.
  3. לדלל את דגימות זרע באמצעות כיום פתרון ייחודיים לכל מין.
    הערה: יחס דילול מינים ספציפיים, חייב להיות מוגדר כדי לתקנן את הפרוטוקול. ראשית, מעריכים ריכוז הזרע מבוסס על ריכוז שהושג בניתוח קדם תנועתיות באמצעות תוכנה, כמוסבר בשלבים 3 ו- 4. ניתוח זה, זה גם אפשרי לבחור את דגימות זרע הטוב ביותר בהתאם לאחוז תנועתיות. אחרי זה, החוקר יכול להתחיל לאסוף נתונים עבור הניסוי באמצעות את הדוגמאות הטובות ביותר עם הריכוז הנכון.
    1. לדלל צלופח דגימות זרע במדיום P1 עם יחס של 1:50. כדי להכין µL 500 של זרע צלופח מדולל, להוסיף 50 µL של דגימת זרע טרי ו- 450 µL של P1. מערבבים היטב.

3. להעריך את הפרמטרים תנועתיות הזרע

  1. הגדרת המודול תנועתיות של התוכנה
    1. הבמה קריר ב 4 ° C והמתן עד זה מייצבת.
    2. פתח את התוכנה ובחר מודול תנועתיות. צור שם משתמש וסיסמה במידת הצורך.
    3. בחר מאפיינים ובחר את הפרמטרים הרצויים לפני תחילת הניתוח זרע.
      1. לחץ על מינים | דגים.
      2. בחר את מסגרות לכל השני ואת מספר תמונות, בהתאם לתנאי הטכני הטוב ביותר עבור כל המינים. הגדר שתי האפשרויות-120 תמונות לשניה.
      3. לבחור הניגוד השלילי. . זה הכרחי עבור שחזור מדויק של ה-מסלולים spermatozoa16.
      4. בחר את המקביל קאמרית סופר ואת קנה המידה של מצלמת הוידאו. כיילו את מצלמת הווידאו עבור העדשה ההגדלה המשמשים את הניסוי. הגדר SpermTrack10 כמו חדר הספירה ואת סולם X 10.
        הערה: באופן כללי, לעומק של 10 מיקרומטר בתא הספירה ו עדשה ההגדלה של 10 X הם התנאים המומלצת מכיוון שהם מספקים יותר התמקדות של כל spermatozoa וללכוד את המספר הגבוה ביותר של תאים. עם זאת, מומלץ לבצע מחקר קודם של התנאים האופטימלי לניתוח תנועתיות של כל מין.
      5. להתאים את אזור החלקיקים ואת קישוריות עבור כל המינים. הגדר אזור המינימלי חלקיקים ב 2 מיקרומטר2 וקישוריות ל- 7 מיקרומטר.
        הערה: דגים, הערך המינימלי של חלקיקים באזור נעה בין 2-5 מיקרומטר וקישוריות תלוי את מהירות spermatozoa את קצב המסגרות.
      6. שמור את הסידור.
    4. בחר ללכוד.
  2. לנתח את הזרע צלופח האירופית עם תוכנה
    1. הכינו את הפתרון activator (מי ים מלאכותי) על-ידי הוספת 0.946 גר' מלח מסחרי 25 מ ל מים מזוקקים עם 2% BSA.
    2. לקחת 500 מ"ל של פתרון activator (מי ים מלאכותי) ומניחים על המקפצה קריר יותר.
      הערה: באופן כללי, דגים זרע מופעל על-ידי אירוע שוק אוסמוטי, למרות עבור מינים מסוימים ריכוז יון יכול גם להיות חשוב. מים מתוקים מינים, המדיום activator צריך להיות osmolality היפוטוניק, בעוד מינים ימיים המדיום צריך להיות hypertonic.
    3. להכניס לחדר הספירה מתחת לבמה קירור ולחכות עד מייצבת הטמפרטורה עד 4 ° C.
    4. מערבבים את activator ואת הזרע מדולל להפעיל spermatozoa ולהתחיל את תנועתיות ההקלטה בין 5-10 s לאחר ההפעלה.
      1. לקחת 4 µL activator פתרון ומקום בתא ספירה.
      2. Homogenize בעדינות את הזרע מדולל ע י ניעור של microcentrifuge 3 פעמים כדי למנוע נזק בתאים spermatozoa.
      3. לקחת 0.5 µL של זרע מדולל, מערבבים עם activator, שים את המכסה בתא הספירה במהירות.
        הערה: שלב זה לא אמור לקחת יותר מ 5 s כדי להתחיל את הניתוח בהקדם האפשרי.
      4. להתמקד על תאים spermatozoa ולמצוא את האזור החזותי הטוב ביותר, אשר מוגדר על ידי מספר נמוך של spermatozoa (150-200 תאים) כדי להימנע יירוט בין תאים (איור משלים 1A). בחר ללכוד וידאו כדי להשיג את המסילה spermatozoa, אשר מופרדים לפי מהירות.
      5. בחר ללכוד כדי לקבל 3 עד 7 שדות, המהווים מרווח הזמן האופטימלי כדי להשיג את השתנות התחתון בתוצאות, והמשך כמו קודם. סרטי הרשומה עד 120 s אחר-הפעלה על מנת למנוע עיבוי על השער של תא ספירה.
      6. בחר יציאה כדי לקבל מראה כללי של כל השדות.

4. לקבל נתונים תנועתיות

  1. בחר שדות | חלקית | שמור ובחרו שם קובץ. לחץ על שמור.
    הערה: הגיליון מספק ערכים אכזרי של נתונים חלקיים, תרשימים ותמונות של רצועות spermatozoa.
  2. בחר נתונים כלליים | שם הקובץ | להציל את.
    הערה: הנתונים מספקים קינטי ערכים בודדים spermatozoa של כל השדות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ניתוח של אפקט הזמן על תנועתיות הזרע

במקרה של הצלופח האירופית, האחוז של spermatozoa סטטי עלה מ 15 s ל 120 s לאחר ההפעלה (מ- 24.4% ל- 40.7%), ואת האחוז של ניידת spermatozoa מתקדמת ירד (מ 36.9% 20.9%) (איור 1A ו 1B). מבוסס על מהירות, spermatozoa תאים הראה ירידה מהירות לאורך זמן (איור 1C וד' 1) ירד. האחוז של spermatozoa עם ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

התוכנה ניתוח זרע בשימוש פרוטוקול זה שימש על ידי חוקרים ברחבי העולם עבור מינים שונים, כולל דגים. עם זאת, דגים יש מספר תכונות ספציפיות יכול להשפיע על ההערכה זרע. דגים spermatozoa הראו מהירות גבוהה ברגע של ההפעלה אשר מסרב במהירות, מוביל זמן קצר של תנועתיות לאחר ההפעלה. חוץ מזה, הטמפרטורה של רבייה היא תלוית מין ו, במקרים מסוימים, יכול להיות בסביבות 4 ° C2,4,8,12. לכן, זה הכרחי להפוך כמה עיבודים כדי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים אין לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הפרויקט קיבל מימון העמותה עלות (מזון, חקלאות עלות פעולה FA1205: AQUAGAMETE, ותוכנית של האיחוד האירופי אופק 2020 מחקר וחדשנות תחת מארי Sklodowska-קירי פרויקט מראה מרהיב (GA לא 642893). ברצוננו להודות הצוות המדעי של PROiSER, במיוחד כדי שהתלמיד אלברטו וונדרל ברנאבאו עבור השתתפותו הפעילה הקלטת וידאו של פרויקט זה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
גונדוטרופין כוריוני אנושיארג'נט מעבדות כימיותhCGהורמון
בנזוקאיןMerckE1501 סיגמאהרדמה
נתרן ביקרבונטMerckS5761 סיגמא P1 בינוני
נתרן כלוריMerck1.06406 EMD MilliporeP1
מגנזיום כלורידMerck1374248 USPP1
אשלגן כלוריMerckP3911-500GP1 סידן כלורי בינוני
MerckC7902-500GP1
מלח מסחריAqua Medic פתרון MeersalzActivator 
פתרון BSAMerck05470 SigmaActivator 
שפופרות פלקון 15 מ"לMerckT1943-1000EA
צינורות פלקון תומכיםMerckR5651-5EA
EppendorfsMerckT9661-1000EA
Micropipet 20 µ lGilsonPIPETMAN®
10 ומיקרו; lMerckZ683787-1EA טיפים
למיקרופיפטים 20 ומיקרו; lMerckZ740030-1000EA
טיפים למיקרופיפטים 10 ומיקרו; lMerckZ740028-2000EA
SpermtrackPROiSERספירת
TruMorphPROiSERTruMorph
מיקרוסקופ UB 200i סדרהPROiSERמיקרוסקופ
צלחת קירורPROiSERאב טיפוס
בלוק קירורPROiSERאב טיפוס
ISAS v1תוכנת PROiSERISAS
בינוני בינוני בינוני מיקרופיפט קלאסי תא

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kime, D. E., et al. Use of computer-assisted sperm analysis (CASA) for monitoring the effects of pollution on sperm quality of fish; application to the effects of heavy metals. Aquatic Toxicology. 36, 223-237 (1996).
  2. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology - Part C: Toxicology & Pharmacology. 130, 425-433 (2001).
  3. Bobe, J., Labbé, C. Egg and sperm quality in fish. General and Comparative Endocrinology. 165, 535-548 (2010).
  4. Rurangwa, E., Kime, D. E., Ollevier, F., Nash, J. P. The measurement of sperm motility and factors affecting sperm quality in cultured fish. Aquaculture. 234, 1-28 (2004).
  5. Bekkevold, D., Hansen, M. M., Loeschcke, V. Male reproductive competition in spawning aggregations of cod (Gadus morhua, L.). Molecular Ecology. 11, 91-102 (2002).
  6. Chong, A. P., Walters, C. A., Weinrieb, S. A. The neglected laboratory test: the semen analysis. Journal of Andrology. 4, 280-282 (1983).
  7. Overstreet, J. W., Katz, D. F., Hanson, F. W., Fonesca, J. R. Laboratory tests for human male reproductive risk assessment. Teratogenesis, Carcinogenesis, and Mutagenesis. 4, 67-82 (1984).
  8. Gallego, V., et al. Standardization of European eel (Anguilla anguilla) sperm motility evaluation by CASA software. Theriogenology. 79, 1034-1040 (2013).
  9. Fauvel, C., Suquet, M., Cosson, J. Evaluation of fish sperm quality. Journal of Applied Ichthyology. 26, 636-643 (2010).
  10. Mortimer, S. T., Schoëvaërt, D., Swan, M. A., Mortimer, D. Quantitative observations of flagellar motility of capacitating human spermatozoa. Human Reproduction. 12, 1006-1012 (1997).
  11. Bompart, D., et al. CASA-Mot technology: How results are affected by the frame rate and counting chamber. Reproduction, Fertility and Development. , (2018).
  12. Vladić, T., Järvi, T. Sperm motility and fertilization time span in Atlantic salmon and brown trout - the effect of water temperature. Journal of Fish Biology. 50, 1088-1093 (1997).
  13. Rurangwa, E., Volckaert, F. A. M., Huyskens, G., Kime, D. E., Ollevier, F. Quality control of refrigerated and cryopreserved semen using computer-assisted sperm analysis (CASA), viable staining and standardizes fertilisation in African catfish (Clarias gariepinus). Theriogenology. 55, 751-769 (2001).
  14. Cosson, J., et al. Marine fish spermatozoa: racing ephemeral swimmers. Reproduction. 136, 277-294 (2008).
  15. Castellini, C., Dal Bosco, A., Ruggeri, S., Collodel, G. What is the best frame rate for evaluation of sperm motility in different species by computer-assisted sperm analysis? Fertility and Sterility. 96, 24-27 (2011).
  16. Soler, C., et al. A holographic solution for sperm motility analysis in boar samples. Effect of counting chamber depth. Reproduction, Fertility and Development. , (2018).
  17. Elliot, F. I., Sherman, J. K., Elliot, E. J., Sullivan, J. J. A photo method of measuring sperm motility. Journal of Animal Science. 37, 310(1973).
  18. Katz, D. F., Dott, H. M. Methods of measuring swimming speed of spermatozoa. Journal of Reproduction and Fertility. 45, 263-272 (1975).
  19. Liu, Y. T., Warme, P. K. Computerized evaluation of sperm cell motility. Computers and Biomedical Research. 10, 127-138 (1977).
  20. Jecht, E. W., Russo, J. J. A system for the quantitative analysis of human sperm motility. Andrologia. 5, 215-221 (1973).
  21. Holt, W. V., Palomo, M. J. Optimization of a continuous real-time computerized semen analysis system for ram sperm motility assessment, and evaluation of four methods of semen preparation. Reproduction, Fertility and Development. 8, 219-230 (1996).
  22. Stephens, D. T., Hickman, R., Hoskins, D. D. Description, validation, and performance characteristics of a new computer-automated sperm motility analysis system. Biology of Reproduction. 38, 577-586 (1988).
  23. Mortimer, D., Goel, N., Shu, M. A. Evaluation of the CellSoft automated semen analysis system in a routine laboratory setting. Fertility and Sterility. 50, 960-968 (1988).
  24. Mortimer, S. T., Swan, M. A. Kinematics of capacitating human spermatozoa analysed at 60 Hz. Human Reproduction. 10, 873-879 (1995).
  25. Holt, W. V., O'Brien, J., Abaigar, T. Applications and interpretation of computer-assisted sperm analyses and sperm sorting methods in assisted breeding and comparative research. Reproduction, Fertility and Development. 19, 709-718 (2007).
  26. Gill, H. Y., Van Arsdalen, K., Hypolote, J., Levin, R., Ruzich, J. Comparative study of two computerized semen motility analyzers. Andrologia. 20, 433-440 (1988).
  27. Jasko, D. J., Lein, D. H., Foote, R. H. A comparison of two computer-assisted semen analysis instruments for the evaluation of sperm motion characteristics in the stallion. Journal of Andrology. 11, 453-459 (1990).
  28. Vantman, D., Koukoulis, G., Dennison, L., Zinaman, M., Sherins, R. Computer-assisted semen analysis: Evaluation of method and assessment of the influence of sperm concentration on linear velocity determination. Fertility and Sterility. 49, 510-515 (1988).
  29. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology - Part C: Toxicology & Pharmacology. 130, 425-433 (2001).
  30. Scherr, T., et al. Microfluidics and numerical simulation as methods for standardization of zebrafish sperm cell activation. Biomedical Microdevices. 17, 65-75 (2015).
  31. Mortimer, S. T., Swan, M. A. Effect of image sampling frequency on established and smoothing-independent kinematic values of capacitating human spermatozoa. Human Reproduction. 14, 997-1004 (1999).
  32. Hoogewijs, M. K., et al. Influence of counting chamber type on CASA outcomes of equine semen analysis. Equine Veterinary Journal. 44, 542-549 (2012).
  33. Soler, C., et al. Effect of counting chamber on seminal parameters, analyzing with the ISASv1®. Revista Internacional de Andrología. 10, 132-138 (2012).
  34. Didion, B. A. Computer-assisted semen analysis and its utility for profiling boar semen samples. Theriogenology. 70, 1374-1376 (2008).
  35. David, G., Serres, C., Jouannet, P. Kinematics of human spermatozoa. Gamete Research. 4, 83-95 (1981).
  36. Björndahl, L. What is normal semen quality? On the use and abuse of reference limits for the interpretation of semen results. Human Fertility (Cambridge). 14, 179-186 (2011).
  37. Verstegen, J., Iguer-ouada, M., Onclin, K. Computer-assisted semen analyzers in andrology research and veterinary practice. Theriogenology. 57, 149-179 (2002).
  38. Alavia, S. M. H., Cosson, J. Sperm motility in fishes. I. Effects of temperature and pH: a review. Cell Biology International. 29, 101-110 (2005).
  39. Islam, M. S., Akhter, T. Tale of Fish Sperm and Factors Affecting Sperm Motility: A Review. Advancements in Life Sciences. 1, 11-19 (2011).
  40. Dadras, H., et al. Analysis of common carp Cyprinus carpio sperm motility and lipid composition using different in vitro temperatures. Anim. Reprod. Sci. 180, 37-43 (2017).
  41. Soler, C., García, A., Contell, J., Segervall, J., Sancho, M. Kinematics and subpopulations' structure definition of blue fox (Alopex lagopus) sperm motility using the ISASV1 CASA system. Reproduction in Domestic Animals. 49, 560-567 (2014).
  42. Vásquez, F., Soler, C., Camps, P., Valverde, A., GarcíaMolina, A. Spermiogram and sperm head morphometry assessed by multivariate cluster analysis results during adolescence (12-18 years) and the effect of varicocele. Asian Journal of Andrology. 18, 824-830 (2016).
  43. Soler, C., et al. Dog sperm head morphometry: its diversity and evolution. Asian Journal of Andrology. 19, 149-153 (2017).
  44. Valverde, A., et al. Morphometry and subpopulation structure of Holstein bull spermatozoa: variations in ejaculates and cryopreservation straws. Asian Journal of Andrology. 18, 851-857 (2016).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Fish Sperm AnalysisSperm Motility AssessmentComputer Assisted Semen AnalysisTemperature ControlSperm Dilution ProtocolMotility Module ConfigurationFrame Rate OptimizationSpermatozoa TrackingKinetic Parameters Analysis

מאמרים קשורים