מאמר שיטה

בחינת חיבורים Monosynaptic דרוזופילה באמצעות ערוצי נתרן עמיד לטטרודוקסין

9.5K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/57052

⸱

14 בפברואר 2018

 , 
1Department of Biology, University of Maryland

במאמר זה

סיכום

מאמר זה כולל שיטה לבדוק את החיבורים monosynaptic בין נוירונים בהחלת טטרודוטוקסין וערוץ עמידים טטרודוטוקסין נתרן, NaChBac.

תקציר

. הנה, טכניקה חדשה כינה Tetrotoxin (TTX) מהונדסים ההתנגדות של חיטוט Synapses (TERPS) מוחל לבדיקת monosynaptic קשרים בין נוירונים היעד. השיטה מסתמכת על ביטוי משותף activator הטרנסגניים עם הערוץ עמידים טטרודוטוקסין נתרן, NaChBac, ב presynaptic נוירון מסוים. קשרים עם שותפים הפוסט-סינפטית בשם נקבעים לפי כל-תא הקלטות בנוכחות TTX, אשר חוסם פעילות חשמלית בנוירונים המבטאים לא NaChBac. גישה זו יכול להיות שונה כדי לעבוד עם activator או סידן הדמיה ככתב של חיבורים. TERPS מוסיף ערכת הכלים הזמינים עבור קביעת קישוריות בתוך רשתות הולך וגדל. עם זאת, TERPS הוא ייחודי בכך שהוא גם אמין ידווח בצובר או אמצעי שידור ושידור והתאמת.

מבוא

יעד מרכזי של מדעי המוח הוא למפות את הקשרים בין הנוירונים כדי להבין כיצד מידע זורם דרך מעגלים. גישות ומשאבים רבים הפכו להיות זמין לבדוק את תפקודי קישוריות בין הנוירונים בטווח של דגם מערכות1,2. כדי להפיק את תרשימים בחיווט המדויקות ביותר באמצעות אלקטרופיזיולוגיה, חשוב לפתור אם חיבורים שנצפה בין שני תאים הם monosynaptic לעומת עקיף ו polysynaptic הישירים. תקן הזהב להכנת הבחנה זו בנוירונים יונקים זה מודדים ההשהיה בין יחיד action potentials בתאים presynaptic תחילתה של זרמי postsynaptic מעוררים (EPSCs) בתוך הנוירון השני. חיבורים monosynaptic צריך השהיות ארוכות יותר קצר של כמה אלפיות השניה, השתנות נמוכה3. גישה זו יכולה להיות מסובכת בנוירונים הגעה מכיוון הסינפסות עלולה להתרחש שלהם דנדריטים רחוק באתר הקלטה הסומטית, גרימת עיכובים בזיהוי בשל המרחקים זמן electrotonic בין postsynaptic conductances את ההקלטה אלקטרודה. עיכובים כאלה יכולים להציג את עמימות בנוגע פולי-לעומת תרומות monosynaptic. בנוסף, אירועים קטנים סינפטית ייתכן ריקבון לפני שמגיעים לאתר הקלטות הסומטית, נהיגה פעילות presynaptic חזק יותר, סביר להניח לגייס אירועים polysynaptic.

טכניקות שונות פותחו כדי לבדוק חיבורים monosynaptic חסרי חוליות. גישה אחת משתמשת הקטיון כלט גבוהה פתרונות (Hi-Di) המכילים עודף מ ג++ ו- Ca++. פתרון זה חוסמת חיבורים polysynaptic על-ידי הפחתת שחרור ההסתברות הסף הגדלת פוטנציאל הפעולה לטובת גילוי של קלט monosynaptic4,5. קביעת היחס המדויק של מ ג++ ל Ca++ הנדרשים, עם זאת, לא טריוויאלי, תרומות polysynaptic עלול להימשך אפילו צנוע גירוי6. גישה חלופית בשם GFP שיחזור על פני סינפטית שותפים (תפיסה) מנצל הקירבה בין ממברנות קדם ו postsynaptic ב הסינפסות להסיק חיבור monosynaptic 7. . הנה, רכיב של חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP), מתבטאת נוירון אחד, הרסיס משלימים של המולקולה מתבטאת שותף postsynaptic בשם. הנוכחות של קרינה פלואורסצנטית מציין כי שני הנוירונים נמצאים מספיק קרוב מאוד להתיר הכינון של מולקולת ה-GFP, מרמז על קיום סינפסה. תפיסתו יכולים לדווח הסינפסות זכריה, אם שני תאים יש קשר הדוק אני בטוחה ממברנות, כמו עצב או fascicle. וריאציות של תפיסתו לחסל תוצאות חיוביות שגויות כאלה על ידי קשירה של שבר presynaptic של GFP ישירות אל synaptobrevin, ובכך מאפשר שיחזור רק ב הסינפסות פעיל8. בעוד תפיסתו והווריאנטים שלה היה תפקיד חשוב בקביעת פונקציונלי קישוריות דרוזופילה CNS, קשרים לא עשויים להיות גלויים לפי תפיסתו אם המרחקים בין שותפים קדם ו postsynaptic גדול יחסית. זה רלוונטי במיוחד על פי הערכות של העברת אמצעי האחסון המשויך neuromodulation9 או עיכוב GABAergic10.

כאן, טכניקה משלימה ואת הרומן הוא הפגין לבדיקה חיבורים ישירים monosynaptic דרוזופילה CNS. שיטה זו, הנקראת טטרודוטוקסין מהונדסים ההתנגדות על חיטוט Synapses (TERPS), פועלת על-ידי ביטוי משותף טטרודוקסין (TTX)-ערוץ נתרן עמידים NaChBac, של optogenetic activator בתא presynaptic תוך כדי הקלטה מ בשם שותפים postsynaptic9. בנוכחות TTX, מדוכא כל פעילות בתיווך פוטנציאל הפעולה בתאים שאינם לבטא NaChBac. ערוץ NaChBac משחזר באופן סלקטיבי דעתנית ב יישוב presynaptic תא (ים), המתיר הסינאפסית עורר-אור. שיטה זו מאפשרת הפעלה חזקה של הנוירונים presynaptic, כך חיבורים יכולים להיפתר postsynaptically על ידי הקלטה סומאטית תוך צמצום ההסתברות של גיוס מעגלים polysynaptic. חשוב, טכניקה זו מאפשרת לימוד אמצעי שידור, חושף את התפשטות המשדר שוחררו נוירון בודד לאורך כל מעגל. בנוסף, TERPS יכול לחשוף הטבע כימי של החיבור באמצעות פרמקולוגיה קונבנציונלי. TERPS מתאים לשימוש בכל מערכת מודל המאפשר את הביטוי הטרנסגניים של תעלות נתרן TTX-רגישות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

1. מכינים זבובים וקווים יזם לזהות GAL4

  1. בחר קו יזם GAL4 וחצו אותה עם זבובים נושאת את transgene UAS-NaChBac והן של transgene optogenetic עבור הפעלה.
    הערה: UAS-CsChrimson11 נבחרה בשל מוליכות גבוהה שלה ואת הקלות שבה היא מפעילה בתיווך NaChBac פוטנציאל פעולה. UAS-NaChBac והן UAS-CsChrimson זמינים מהמאגר מניות בבלומינגטון.
  2. להכין כל טרנס רשתית כפתרון מניות אתנול (35 מ מ) ולאחסן את הפתרון במקפיא ב-20 ° C.
  3. מיקס 28 µL של המניה הזו אל תוך כ- 5 מ של תפוחי אדמה ולמיומנות אגיע מזון ומוסיפים תערובת זו העליון של הבקבוקון של מדיום דרוזופילה קונבנציונלי.
  4. להעלות את הזבוב הבוגר לבטא csChrimson על מזון המכיל 0.2 מ מ כל-טרנס-רשתית 1 – 3 ימים11.

2. מכינים TTX מניות

  1. ליצור פתרון מניות של 1 מ מ TTX במים מזוקקים או יונים. לאחסן פתרון זה מקרר מעבדה במשך מספר חודשים. בדוק את מדיניות מוסדות לגבי האחסון של TTX כמו מוסדות רבים לסווג TTX בתור חומר מסוכן או מבוקר.

3. מכינים את הזבובים עבור אלקטרופיזיולוגיה

  1. לאסוף יום 1 – 3 זבובים מבוגר בן מגודלים על האוכל עם כל-טרנס-רשתית.
    הערה: עיין Murthy ואת טרנר בשנת 2013 לתיאור מפורט של תיקון מחבר חובק למעקה דרוזופילה נוירונים12,13.
  2. הכניסו את הזבובים בקבוקון זכוכית נצנוץ. מקם את המבחנה לתוך קרח 1 דקות לשתק את הזבובים.
  3. להשתמש מלקחיים גס להוסיף לעוף לתוך חדר הקלטה בהזמנה אישית. התא מורכב 3 ½" מעגל לייזר לחתוך מ" 1/16" אקריליק. לחתוך חור ¾" היא המרכז שבו תשובה מכשילה מותאמת אישית מצורפת באפוקסי בשני חלקים. מסכל מכיל של משולש בצורת תקווה כי הזבוב מוכנס לתוך.
  4. החל שעווה או UV לריפוי אפוקסי סביב החיה לאבטח אותו בחוזקה בתוך תא הקלטה.
  5. יאיר ההכנה עם סיב אופטי מתכווננת ויזואליזציה תחת stereomicroscope. הגדר את הסיבים מתכווננת לתאורת עקיפה על ידי התאמת אותם כך מאירים לטוס ישירות מן הצד.
  6. להתאים את רמת האור הנמוך ביותר להגדרת אפשרי זה עדיין מאפשר הדמיה ברורה של הזבוב. עוצמת האור הזה ישתנו לאורך ניסויים בודדים.
    הערה: פרוטוקול זה ניתן להתאים באמצעות בתוך המוח באתרו explant השיטה14.
  7. אחזר הקלטה חיצוני תמיסת מלח. תמיסת המלח מכיל במ מ: 103 NaCl, 3 אשלגן כלורי, חומצה מתיל-2-aminoethane-sulfonic 5 N-טריס (hydroxymethyl), טרהלוז 8, גלוקוז 10, 26 NaHCO3,2פו ' NaH 1 '4, 1.5 CaCl2ו- 4 MgCl2 (מותאם mΩ 270-275). תמיסת המלח הוא מבעבע עם 95% או2/5% CO2 (carbogen), הסתגל pH 7.315.
  8. מקום 4-6 טיפות של תמיסת מלח הקלטה חוץ-תאית על הכנת לעוף. בשלב זה, להגביר את רמת האור-המיקרוסקופ לנתיחה עבור ניראות טובה יותר.
  9. בצעו חידוד חוט טונגסטן באמצעות אלקטרוליזה. כדי להפוך את החוט, להכין תמיסה רוויה של יודע3 ולהחיל כ 20 V של AC זרם בעודכם טובלים את קצה החוט בתוך תמיסת 20 פעמים למשך 100 אלפיות השניה עד קצהו הוא מחודד. להשתמש את החוט טונגסטן מחודדים כדי להסיר את הקוטיקולה על ראשו של הזבוב, ובכך חושף את המוח.
  10. בהמשך חושפים את המוח על-ידי הסרת קנה הנשימה וגופים שומן המקיפים אותו. אם ניגש האונות antennal, השתמש כפופות טונגסטן תילים או כלי דומה להכניס בעדינות אנטנות מתחת רדיד האלומיניום הקלטה קאמרית כדי להגדיל את הנראות. להשתמש מלקחיים חדה בעדינות תקרע מעליך את לנדן גליה המכסים את שטח עניין שבו יבוצעו הקלטות.
  11. העברה לחדר ההקלטה המתקן אלקטרופיזיולוגיה. מיד להתחיל זלוף בתמיסת הקלטה חיצוני מבעבע עם carbogen כדי לשמר את המוח. המאגר תמיסת ממוקמת מעל הבמה מיקרוסקופ, כוח המשיכה-מוזן ההכנה. השתמש קו ואקום, בקבוקון 2 ל' Erlenmeyer כדי לאסוף את תמיסת המלח פסולת.

4. להשיג את הקלטת כולה-תא

  1. משוך תיקון פיפטות פולר פיפטה מסחרי. עיין במדריך של הגדרות להגיע עם פיפטה המתאים עם התנגדות עצה ליד 7 mΩ.
  2. להוסיף 4 µL של פתרון הקלטה פנימית פיפטה תיקון. תמיסת המלח פנימי מורכב אספרטט אשלגן 140, 10 HEPES, 4 MgATP, 0.5 נה3GTP, 1 EGTA ו- 1 אשלגן כלורי במ מ.
  3. להגדיר את תיקון מגבר המלחציים עבור הקלטת כל תא. אפס היסט של המגבר ולהגדיר המגבר להעביר מבחן פולסים. . הנה, משמש מגבר מלחציים תיקון מערכות 2,400 AM.
  4. החל בלחץ חיובי פיפטה, מתקרבים התא. השתמש micromanipulator כדי לכוון את פיפטה ולפנות אל התא. שחרור הלחץ. ערכת הפוטנציאל החזקה של הקרום ל-60 mV. פיפטה יוצרות גושפנקה ג'יגה אוהם עם הממברנה של התא כפי שמעידים נמוך sub-picoamp מחזיק הנוכחי.
    הערה: אם באמצעות ה-GFP מודרכת תא מיקוד, לנסות לצמצם השימוש אור פלורסנטי כדי למנוע הפעלת ChR2 ודיכאון סינפטית פוטנציאליים. בנוסף להמתין כמה דקות לפני יישום שלב 5.
  5. להגדיר את מגבר להעברת פולסים מבחן מ-50 mV ל-60 mV. הגדרה זו היא תקן על תיקון-קלאמפ מגברים. מבחן פולסים תחשוף גדול capacitative הציעה שתושב זמני המייצג את הצורך הנוכחי כדי לחייב את פיפטה תיקון. הסר שנחשולי capacitative על-ידי התאמת בידית פיצוי קיבולת על אני 2400 או מגבר דומה.
  6. החל פולסים קצרים של לחץ שלילי לקרע קרום התא ולקבל כל-תא תצורה.
    הערה: תצורה התא כולו הוא ציין כאשר יש עלייה גדולה תופעות מעבר capacitative מציג את קיבול של הנוירון. עלייה קטנה במעצר הנוכחי (בסיסית) גם סביר להניח יתקיימו. הגדרת המגבר למצב הנוכחי של קלאמפ ולהתאים את הפוטנציאל של התא-50 עד-60 mV.

5. בדיקת קישוריות סינפטית

  1. תצורת המערכת רכישה (DAQ) נתונים כדי להפעיל התקן LED כדי להפיק להבזקי האור. כאן, מערכת DAQ מכשירים הלאומית משמשת עם Matlab להעביר אות אנלוגי נהג LED. עוצמת LED מותאמת באמצעות האות האנלוגי לנהג. ה-LED הוא 620-630 ננומטר אורך גל LED.
  2. מקם את עוצמה אדום LED ישירות מתחת ההכנה. להתאים את עוצמת האור כך mW/מ מ 0.2382 מגיע הזבוב.
  3. להפעיל את הנוירונים presynaptic תוך כדי הקלטה מהתא postsynaptic עניין. להשיג תא הפעלה optogenetically, pharmacogentically, או באמצעות גירוי עצבי. כאן, csChrimson, פולסים קצרים של אור אדום מוחלים.
    הערה: קשרים סינפטיים ניתן לנטר קלאמפ הנוכחי כמו EPSPs או מתח קלאמפ כמו EPSCs. חיבור סינפטית צריכים להיות גלויים לפני החלת TTX בתגובה פולס אור של 40 אלפיות. אם אין קשר הוא ציין, אין זה סביר כי הנוירונים synaptically מחוברים או מונו - או polysynaptically. החזקת פוטנציאלי עשוי להיות מותאם כדי להדגיש את חיבורי סינאפסות או מעכבות בהתאם.
  4. אם חיבור נצפית בתמיסת מלח, להוסיף TTX למערכת זלוף להשגת ריכוז סופי של 1 מיקרומטר. השתמש משאבה recirculating ללכוד ולהשתמש את תמיסת המלח כדי לחסוך טטרודוטוקסין. משאבת סחרור לצייר את תמיסת מהאמבטיה ולהחזיר אותה למאגר המים מלוחים.
  5. להתאים את מהירות המשאבה לספק ואקום קבוע חזק שאינו מאפשר את רמת מלוחים באמבטיה עם תוכי.
    הערה: היישום של TTX צריך לגרום הפסקת spiking פעילות הנוירון המנוטר בתא-שלם. זה מאשר כי מספיק TTX נוספה מלוחים...
  6. החל פולסים קצרים של אור אדום (40 ms לכל פעימה) שוב. בשלב זה, כל קשר סינפטית הנשאר סביר monosynaptic. להוסיף היריבים תרופתי מלוחים recirculating לבחון את האופי הכימי של קשרים סינפטיים שנותרו ב טטרודוטוקסין.
    הערה: כאשר שילוב של optogenetics ומיקוד פלורסנט של נוירונים, זה עשוי להיות חשוב לא לבצע את הפעלת בהתמדה את האוכלוסייה presynaptic של הנוירונים ניסה להשיג הקלטה. זה יכול להוביל לדיכאון סינפטית והופכת אותו קשה לראות את החיבורים. מכיוון csChrimson יש להקה עירור ארוכות המרחיבה בהרחבה לתוך הטווח של חלבון פלואורסצנטי ירוק, fluorophore אדום יכול לשמש כדי להמחיש נוירונים ו- channel2rhodopsin (Ch2R) יכול לשמש כדי לרגש אוכלוסיות תאים. כך דורש גנטיקה מסוימת קוביה מסנן מותאם אישית. כדי ליצור זבובים מתאימים, להפוך זבובים המבטאים את fluorophore אדום (RFP או mCherry) תחת מערכת בינארית ביטוי מערכת לקסה או Q. אלה יצטרכו חצה עם זבובים לבטא מקדם Gal4 וגם הגנים אפקטור UAS-Ch2R ו- UAS-NaChBac. הקוביה מסנן אופטימלי עבור epifluorescence יהיה מגוון עירור צר כדי לרגש את fluorophore אדום, אבל לא לרגש את Ch2R. בנוסף, ערכת מסנן צריכה לכלול מסנן פליטה מסירה ארוכה כדי לאסוף כמה שיותר האור הנפלט. השתמשנו מסנן מותאם אישית של Chroma שכלל חלק מספרי et580/25 x ו- t600lpxr (מקבוצת 49306), אבל עם מסנן פליטה/מכשול et610lp.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

TERPS משמש להבחנה בין מונו - polysynaptic סיועה של קשרים סינפטיים בין נוירונים. בזמן גירוי חלשים של תא עשוי לשמש כדי לבדוק חיבורים ישירים, נהיגה יותר פעילות presynaptic לעיתים קרובות מגייס חיבורים polysynaptic (איור 1 א'). TERPS עובד על-ידי שיתוף לבטא תעלת נתרן TTX-רגישות NaChBac ו- activator optogenetic ולאחר בדיקת חיבורי בנוכחות TTX לחסל את חיבורי polysynaptic (איור 1B). TTX חוסם ביעילות פוטנציאל פעולה במוח דרוזופילה ,...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

ניתוח TERPS מחמאות הנוכחי טכניקות המשמשות עבור מעגל פיצוח על-ידי הפיכת זיהוי הסינפסות בין נוירונים שזוהה. באופן ספציפי, הגישה חושף קשרים monosynaptic על ידי בהרחבה להשתיק פוטנציאל פעולה עם TTX בעת שיחזור דעתנית אוכלוסיה בחירה של נוירונים עם תעלת נתרן TTX-רגישות NaChBac. שחרור סינפטית היא שהפיק optogenetic גירוי בזמן אירועים postsynaptic מנוטרים עם תאים כל הקלטות. TERPS מבדיל עצמו לבין גישות אחרות כגון תפיסתו על ידי רגיש בכמות גדולה או אמצעי שידור elicited למרחקים ארוכים, היכולת לבצע מניפולציות תרופתי. הטכניקה פשוטה יחסית...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים אין לחשוף.

תודות

ברצוננו להודות יהושע זינגר, ג'ונתן שנק, כמו גם מתחשב בודקים עבור הערות על כתב היד. כן נרצה להודות לבן בן, הרולד אשות לדיונים על הטכניקה. ג'ונתן שנק סיפקה את הנתונים עבור איור 3A. עבודה זו נתמכה על ידי מענק קרן וייטהול, R21 של NIH על QG.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
UAS-csChrimsonBloomington Drosophila Stock Center55135משמש כמפעיל עצבי
UAS-NaChBacBloomington Drosophila Stock Center9466Resotores ריגוש בתאים ב-TTX
TetrodotoxinTochris1078ייתכן שיהיה צורך באישור מיוחד לרכישת TTX מכיוון שמדובר בחומר מבוקר
שכולו טרנס-רשתיתSigma-Aldrichall טרנס-רשתיתR2500דורש קו-פקטור עבור channelrhodopsin
Weldable 321 נירוסטה  גיליון,  0.002"  עבה,  10 אינץ'  מקמאסטר קאררחב 3254K7משמש לייצור מחזיק זבובים בהתאמה אישית. ניתן לחתוך נייר כסף מותאם אישית בלייזר ב-pololu.com מקובץ ה-PDF המצורף
דיסקציה מיקרוסקופZeissStemi 2000-Cמשמש לדיסקציה של הכנה
WaxerAlmoreEectra Waxer 66000משמש במהלך הדיסקציה כדי לאבטח את זבוב בנייר כסף
שעוות פרפיןJoann4917217בשימוש עם מלקחיים
מספר 5Fine Science Tools#5COמשמש לדיסקציה והסרת
מספרייםכלי מדע עדינים15001-08משמש להסרת חלקים מהציפורן במהלך דיסקציה
חוט טונגסטןמערכות A-M797500השתמש עם אלקטרוליזה לייצור מחטים מחודדות לדיסקציה
משאבה פריסטלטית מחזירהפשוט משאבות (אמזון)PM200Sלמחזור
בקר מהירות TTX עבור משאבה פריסטלטיתZitrades (אמזון)N/APWM בקר עמעום לנורות LED או סרט, 12 וולט 8 אמפר, מתג אור בהירות מתכוונן בקר דימר DC12V 8A 96W לאור רצועת לד B
Versa-Mount  ווסת אוויר דחוס מדויקMcMaster Carr1804T1להפעלת לחץ חיובי במהלך תיקון
מכלי זכוכיתמכשירי דיוק עולמייםTW150F-3עבור פיפטות תיקון
מד רב תכליתיMcMaster Carr3846K431מד לווסת לחץ
אלקטרופיזיולוגיה מצלמהDage MTI IR-1000כל מצלמה שעובדת בטווח ה-IR (850 ננומטר) תעבוד. אינך רוצה להשתמש בתאורה אדומה מכיוון שהדבר יכול להפעיל csChrimson
IR LEDThorlabs M850F2עבור סיב אופטי תאורה אלכסונית
עבור IR LEDThorlabsM89L01זוגות לעדשת אובייקטיבית LED IR
nbsp;אולימפוס 40XLUMPlanFLNזה יכול לשמש ברוב המיקרוסקיפים ועובד היטב להדמיית נוירונים של זבובים.
ענבר LEDThorlabsM590L3dלהמחשת RFP ו-mCherry
כחול LEDThorlabsM470L3dלהמחשת סט
מסנניGFP Chroma49011להדמיה של GFP או גירוי ערוץ2rhodopsin
סט מסנן mCherry מותאם אישיתChroma  et580/25x ו-t600LPXR (מהסט 49306) אך עם et610LP מחסום/אופטיקה פליטההשתמש רק אם ברצונך לתקן נוירונים מזוהים עם channel2rhodopsin
Dichroic כדי לשלב תאורת LED ענבר וכחולDMLP550Rהשתמש רק בתיקון מתחת ל-mCherry ולעורר את channel2rhodopsin עם אור כחול.
LEDאדוםSupplyCree XPE 620 - 630 ננומטרמשמש להנעת csChrimson
LED DriverLEDSupply3021-D-E-1000משמש להנעת נוריות LED לגירוי אופטוגנטי
מניפולטורSutter InstrumentsMP-225משמש למיקום פיפטה במהלך הקלטות
מגבר PatchclampA-M Systemsדגם 2400מגבר
בסל פילטרוורנר אינסטרומנטס LPF 202Aמסנן עזר המשמש לסינון עקבות זרם לאוסילוסקופ במהלך התיקון.
מערכת איסוף מידע נשיונל אינסטרומנטסNI PCIe-6321            781044-01משמש להקלטת נתונים ממגבר למחשב
בלוק מחברים - מסוף BNC BNC-2090ANational Instruments779556-01משמש לחיבור מגבר לכרטיס DAQ.
רדיד פלדה McMaster Carr3254K7רדיד פלדה לתא הקלטה מותאם אישית
מגנטיםK& J MagneticsD42כדי לאבטח את תא ההקלטה למעמד הטבעת
1/16 אינץ' תא יצוק אקריליקשקוף פולולומשמש לייצור תא הקלטה מותאם אישית. ניתן לחתוך אקריליק בלייזר pololu.com מקובץ ה-PDF המצורף
דיסקציה & GFP שווה ערך מתאים

מקורות

  1. Petreanu, L., Huber, D., Sobczyk, A., Svoboda, K. Channelrhodopsin-2-assisted circuit mapping of long-range callosal projections. Nat Neurosci. 10, 663-668 (2007).
  2. Yao, Z., Macara, A. M., Lelito, K. R., Minosyan, T. Y., Shafer, O. T. Analysis of functional neuronal connectivity in the Drosophila brain. J Neurophysiol. , 684-696 (2012).
  3. Doyle, M. W., Andresen, M. C. Reliability of monosynaptic sensory transmission in brain stem neurons in vitro. J Neurophysiol. 85, 2213-2223 (2001).
  4. Nicholls, J. G., Purves, D. Monosynaptic chemical and electrical connexions between sensory and motor cells in the central nervous system of the leech. J Physiol-London. 209, 647-667 (1970).
  5. Byrne, J. H., Castellucci, V. F., Kandel, E. R. Contribution of individual mechanoreceptor sensory neurons to defensive gill-withdrawal reflex in Aplysia. J Neurophysiol. 41, 418-431 (1978).
  6. Liao, X., Walters, E. T. The use of elevated divalent cation solutions to isolate monosynaptic components of sensorimotor connections in Aplysia. J Neurosci Meth. 120, 45-54 (2002).
  7. Feinberg, E. H., et al. GFP Reconstitution Across Synaptic Partners (GRASP) Defines Cell Contacts and Synapses in Living Nervous Systems. Neuron. 57, 353-363 (2008).
  8. Macpherson, L. J., et al. Dynamic labelling of neural connections in multiple colours by trans-synaptic fluorescence complementation. Nat Commun. 6, 10024-10029 (2015).
  9. Zhang, X., Gaudry, Q. Functional integration of a serotonergic neuron in the Drosophila antennal lobe. Elife. 5, (2016).
  10. Wilson, R. I. Early olfactory processing in Drosophila: mechanisms and principles. Annu Rev Neurosci. 36, 217-241 (2013).
  11. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nat Methods. 11, 338-346 (2014).
  12. Murthy, M., Turner, G. C. Whole-cell in vivo patch-clamp recordings in the Drosophila brain. Cold Spring Harb Protoc. , 140-148 (2013).
  13. Murthy, M., Turner, G. C. Dissection of the head cuticle and sheath of living flies for whole-cell patch-clamp recordings in the brain. Cold Spring Harb Protoc. 2013, 134-139 (2013).
  14. Gu, H., O'Dowd, D. K. Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila. J Vis Exp. , (2007).
  15. Wilson, R. I., Turner, G. C., Laurent, G. Transformation of olfactory representations in the Drosophila antennal lobe. Science. 303, 366-370 (2004).
  16. Kazama, H., Wilson, R. I. Homeostatic Matching and Nonlinear Amplification at Identified Central Synapses. Neuron. 58, 401-413 (2008).
  17. Becnel, J., et al. DREADDs in Drosophila: a pharmacogenetic approach for controlling behavior, neuronal signaling, and physiology in the fly. Cell Reports. 4, 1049-1059 (2013).
  18. Armbruster, B. N., Li, X., Pausch, M. H., Herlitze, S., Roth, B. L. Evolving the lock to fit the key to create a family of G protein-coupled receptors potently activated by an inert ligand. P Natl Acad Sci USA. 104, 5163-5168 (2007).
  19. Sun, Q. Q., Wang, X., Yang, W. Laserspritzer: A Simple Method for Optogenetic Investigation with Subcellular Resolutions. PLoS One. 9, e101600-e101608 (2014).
  20. Holloway, B. B., et al. Monosynaptic Glutamatergic Activation of Locus Coeruleus and Other Lower Brainstem Noradrenergic Neurons by the C1 Cells in Mice. J Neurosci. 33, 18792-18805 (2013).
  21. Petreanu, L., Mao, T., Sternson, S. M., Svoboda, K. The subcellular organization of neocortical excitatory connections. Nature. 457, 1142-1145 (2009).
  22. Kloppenburg, P., Ferns, D., Mercer, A. R. Serotonin enhances central olfactory neuron responses to female sex pheromone in the male sphinx moth manduca sexta. J Neurosci. 19, 8172-8181 (1999).
  23. Suster, M. L., Seugnet, L., Bate, M., Sokolowski, M. B. Refining GAL4-driven transgene expression in Drosophila with a GAL80 enhancer-trap. Genesis. 39, 240-245 (2004).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים