הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

Optogenetic Entrainment התנודות תטא בהיפוקמפוס ב מתנהג עכברים

11.7K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/57349

⸱

29 ביוני 2018

 ,  , 
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty, Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group, Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group, Max Planck Institute for Metabolism Research

במאמר זה

סיכום

אנו מתארים את השימוש optogenetics והקלטות אלקטרופיזיולוגיות עבור מניפולציות סלקטיבי התנודות תטא בהיפוקמפוס (5-10 Hz) בעכברים להתנהג. היעילות של entrainment הקצב נעשה באמצעות שדה מקומי פוטנציאל. שילוב של באופטו - וניגוד pharmacogenetic מטפל מדידה efferent הסינכרון בהיפוקמפוס.

תקציר

נתונים מקיף על מערכות יחסים של רשת עצבית תנודות להתנהגות וארגון של הפרשות העצבית על פני אזורים במוח התקשרו לקבלת כלים חדשים לתמרן באופן סלקטיבי מחזורי גלי המוח. כאן נתאר גישה המשלבת הקרנה ספציפית optogenetics עם אלקטרופיזיולוגיה חוץ-תאית לשליטה אמינות גבוהה של תנודות תטא בהיפוקמפוס (5-10 Hz) בעכברים להתנהג. יחודיות של entrainment optogenetic זו מושגת על ידי מיקוד channelrhodopsin-2 (ChR2) באוכלוסייה GABAergic של תאים במחיצה הבין-פרוזדורית המדיאלי, מעורב בצורה מכרעת הדור של תנודות תטא בהיפוקמפוס, ומסונכרן מקומי הפעלה של קבוצת משנה של afferents במחיצה הבין-פרוזדורית מעכבות בהיפוקמפוס. היעילות של הפקד קצב optogenetic מאומתת על ידי ניטור בו זמנית בתחום המקומי פוטנציאליים (LFP) על פני פרופריה של האזור CA1 ו/או של הפרשות עצביים. שימוש בתכשיר implementable בקלות אנו מראים את היעילות של תקנות גירוי שונות optogenetic עבור אינדוקציה התנודות תטא, המניפולציה של התדר שלהם, סדירות. לבסוף, שילוב של הפקד תטא קצב עם הקרנה ספציפיים עיכוב מטפל את המדידה של היבטים מסוימים הסינכרון בהיפוקמפוס לפי אזורים efferent.

מבוא

פעילות. עצבית ביונקים מתואמת על ידי תנודות רשת, אשר מסייעים להעברת מידע בתוך ובין המוח אזורים1,2,3,4. מחזורי גלי המוח כוללות תנודות החל איטי מאוד (< 0.8 Hz) עד מרביים תדרים (> 200 Hz). גוף גדול של הראיות תומכת במעורבות ברשת תנודות בפונקציות המוח מגוונים, כולל הכרה5,6,7,8,9,10 , התנהגויות מולדת11,12 , כמו גם מנוטלי הפרעות כמו מחלת פרקינסון, אפילפסיה13,14,15. שיטות סלקטיבי ומדויק חנותם מניפולציה ניסויית התנודות הרשת ולכן הם חיוניים עבור פיתוח מודלים מתקבל על הדעת מבחינה פיזיולוגית של סינכרון, הקמת קשר סיבתי עם התנהגות.

סינכרון לרשת מתווך על ידי מצעים מגוון ביולוגי ותהליכים, החל הזהות מולקולרית של תעלות יונים וקינטיקה שלהם neuromodulation דעתנית, קישוריות רשת. העיצוב הביולוגי של קצב גנרטורים16 כבר חשף עבור רבים המוח מקצבים, היבטים ברורים של אשר (למשל, תדר, משרעת) לעיתים הביא על ידי דינמיקה של סוגי תאים שונים ורשתות. למשל, interneurons מעכבות מיקוד את somata של התאים העיקריים הם השחקנים החשובים ביותר בכל תדר להקות ואת המוח אזורים17,18, כולל19,תטא20, גמא20 , 21, אדווה (140-200 Hz)22 תנודות. בתורו, שלב סינכרון של תאים מרוחקים מובטחת על ידי חזקים הזנה-קדימה איתות של תאים כפירמידה, המגדיר בירי של interneurons. פרמטר קריטי של תנודות, גודל האוכלוסייה עצביים מסונכרן, קשורה קשר הדוק משרעת של תנודה LFP נמדד ו, לפחות עבור תנודות מהר, תלוי הכונן סינאפסות אל interneurons2. לעומת זאת, תנודות איטית יותר, כמו דלתא ומקצבים תטא, מופקים על ידי לולאות reentrant ארוכי טווח, שהוקמה על ידי דפנות התלמוס cortico23,24 תחזיות במחיצה הבין-פרוזדורית בהיפוקמפוס המדיאלי25, 26,27, בהתאמה. תנודות של מעגלים כאלה הם הביא על ידי אינטראקציות של האות הפצת עיכובים, טמפרמנט תגובות שלהם להעדיף תדירות המשתתפים תאים28,29,30, 31 , 32. תחזיות המעכבת של GABAergic parvalbumin (PV)-חיוביים הם תאים של מחצה המדיאלי (MS) כדי interneurons ההיפוקמפוס25,33, אזורים parahippocampal, קליפת entorhinal26 חיוני עבור הדור התנודות תטא באונה הרקתית המדיאלי. לפיכך, המנגנונים הפיזיולוגיים של רשת תנודות וסינכרון עצביים ניתן לטפל באמצעות optogenetics עם דיוק בזמן אמת.

תא optogenetic ייחודיים לסוג מניפולציות הוחלו ללימודים של תנודות בהיפוקמפוס ואת קורטיקלית במבחנה34,35,36,37,38 , אין ויוו30,39,40,41,42,43,44,45, כולל תפקודי חקירות של גמא5,12,36,46,47,48,49,50, 51,52 ואדווה תנודות40,53,54 ולישון הצירים55,56. לאחרונה אנחנו הביע וירוס ChR2 תלויי-Cre ב- MS, אזור מפתח לדור של הקצב תטא בהיפוקמפוס, של עכברים PV-Cre. שימוש בתכשיר, תכונות של תנודות תטא בהיפוקמפוס (תדירות ויציבות טמפורלית) היו בשליטת גירוי optogenetic של הקרנות המעכבת של MS ההיפוקמפוס11. יתר על כן, בתדר תטא גירוי optogenetic של הקרנות septo-בהיפוקמפוס מעכבות עורר תטא קצב במהלך נייחות ער. Optogenetically entrained קצב תטא מוצגים מאפייני התנודות תטא ספונטנית העכבר LFP ואת רמות פעילות. עצבית.

תכונות עיקריות של פרוטוקול זה: (1) ניצול מסלול מעכבות שהוא קריטי מבחינה פיזיולוגית על תנודות תטא ספונטנית תוך הימנעות השפעות לא ספציפי על דעתנית בהיפוקמפוס; (2) עצב, קרי, המרצה הקרנה ספציפיים כדי למזער השפעה ישירה על efferents הלא-בהיפוקמפוס MS; (3) המקומי גירוי אור תטא-אומנותית, המבטיח של התערבות ישירה מינימלי עם דינמיקה septo-בהיפוקמפוס תטא-אומנותית, entrainment דו צדדיים הכללית של התנודות תטא; (4) שליטה פרמטרית של תדר תטא תנודות סדירות; (5) כימות אמינות entrainment עם רזולוציה טמפורלית גבוהה באמצעות LFP כדי לאפשר ניתוח כמותי סיבתיות בחיות מתנהגות. מאז בתכשיר הופך לרישית בעיקרו על תפקיד ידועים של העכבה septo-בהיפוקמפוס תטא דור25,30, היא מאפשרת שליטה חזקה על מספר פרמטרים התנודות תטא בעכברים להתנהג. מחקרים איפה השני פחות ובדוקים משעולים, סוגי תאים של המעגלים septo-בהיפוקמפוס היו מניפולציות38,39,47,49,50,51 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 חושפים עוד מנגנונים של הקצב תטא.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

. טוק-אין זכר עכברים PV-Cre59, בן, 10-25 שבועות שימשו. עכברים היו תחת תנאים סטנדרטיים במתקן של בעלי חיים, שמרה על מחזור/כהה 12 שעות. כל ההליכים בוצעו על פי הנחיות לאומיות ובינלאומיות, אושרו על ידי רשויות הבריאות המקומי (Landesamt לדנציג נטור, Umwelt und Verbraucherschutz, Nordrhein-Westfalen).

1. נגיפי הזרקה

  1. במהלך ההליך כולו, לעקוב אחר הנחיות בטיחות ביולוגית60. ללבוש חלוק מעבדה, המצחיקה, רשת לשיער, שני זוגות של כפפות.
  2. צינורות עם האזמל סטרילי או מספריים לחתוך כ- 1 מ' אורך, הכנס אותו הבלוק מחזיק מזרק של המשאבה, לתקן את זה.
    1. למלא את הצנרור לחלוטין עם שמן סיליקון באמצעות המזרק.
    2. בדוק אם בועות אוויר יופיעו בהצנרת. אם בועות אוויר הם נצפו, מילוי מחדש את הצנרור שוב עם שמן.
    3. לתקן את הבוכנה כדי לחסום את דוחס.
    4. באיטיות הסוחר לעבר הבלוק מחזיק מזרק, עד קצה המזרק נוגעת הצנרת.
    5. להכניס את קצה המזרק הצנרת, באופן אוטומטי להעביר את דחפן גוש קדימה במהירות איטית על-ידי בחירה "להשרות" חלון הפקודה ועל שיעור אינפוזיה נמוך (למשל, nL 500/min) עד שהוא מגיע לשכונה מחזיק מזרק.
  3. הכינו את המחט הזרקה (34 גר').
    1. הסר את הרכזת מחט עם חתך נקי באמצעות דיוק מקדחה/מטחנה מחובר דיסק חיתוך. אם יש צורך, להשתמש מחט כדי להסיר שאריות מתכת מהמשטח טריים חתוכים.
    2. שרשור צינורות קפילר (3-4 ס מ אורך) דרך המחט.
    3. הדבק המחט אל הצנרת עם דבק.
    4. לחבר את המחט הזרקת לסופו של הצנרת, המקשר אל המשאבה microsyringe.
  4. לצרף את המחט בעל stereotaxic.
  5. תיסוג אוויר עד בועת אוויר בצינור שקוף מעל המחט יהיה גלוי.
  6. עזים ומתנגד את העכבר עם איזופלוריין 1.5-3% חמצן. להמתין כ- 2-3 דקות, ולאחר מכן לאשר העכבר הוא מורדם לחלוטין על-ידי הערכת את תגובתה קמצוץ הבוהן. במהלך הניתוח לעקוב הנשימה של החיה איזופלוריין ריכוז ולהתאים אותו במידת הצורך.
  7. מקם את העכבר במסגרת סטיאוטטי בעזרת האוזן שאינו טראומטי מחזיקי.
  8. להגן על העיניים של העכבר עם ג'ל השומנים.
  9. להזריק לידוקאין 0.1 מ"ל intradermally מתחת לעור הראש באמצעות 0.01-1 mL מזרק, בצינורית הזרקה של 26 גרם.
  10. לגלח ולחטא את הראש של העכבר באמצעות פתרון אתנול. לאחר מכן לסירוגין chlorhexidine 2% שלוש פעמים עם אתנול לחטא באתר כירורגית.
  11. לבצע חתך קו האמצע באמצעות מספריים בסדר וחד הולך מבין מאחורי האוזניים לרמה של העיניים כך bregma ואת למדא גלויים.
  12. הגולגולת על-ידי החלת כ 50 µL של NaCl באמצעות מזרק יבש ונקי עם ממחטת נייר, נשיפה של אוויר.
  13. מקם את הראש העכבר על-ידי התאמת רמת dorso-הגחוני / המלחציים האף כך bregma ואת למבדה הם באותה רמה dorso-הגחוני / (± 0.3 מ מ).
  14. לקדוח חור מעל MS (AP 0.98 ו- L 0.5 מ מ בהקשר bregma).
  15. בשלב זה, מפשירים aliquot של הנגיף (צריך להכיל לפחות 2 µL של AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato.WPRESV40) במשך כ- 5 דקות בטמפרטורת החדר (RT).
  16. Centrifuge את aliquot-g x כ 4,000-RT עבור 1 דקות.
  17. פיפטה µL 2 של הוירוס על חתיכת מצלמות-מיקרוסקופים; השתמש בצד המוגן בעבר.
  18. להטביע את קצה המחט הזרקת בנוזל ולסגת בקפידה ב nL בערך 500/דקה תוך התבוננות על הרמה של הנוזל. כדי למנוע אוויר suctioning, לעצור נסיגה לפני הווירוס לחלוטין המנוצל. להתאים את קצב להחלפה לפי צמיגות פתרון; קצב מהיר יכול להקל על נסיגה של וירוס עם צמיגות גבוהה יותר.
  19. לנקות את המחט עם ממחטת נייר.
  20. בדוק כי הווירוס נכלל בצינור וירוס ושמן מופרדים על-ידי בועת אוויר. סמן את הרמה של הנגיף ברכבת התחתית על מנת לשלוט אם וירוס בהצלחה מותך במהלך ההזרקה.
  21. מקם את המחט מעל הניתוח, לאט לאט להכניס אותו לתוך המוח בנקודת ההזרקה הראשונה (AP 0.98, L 0.5, V.-5.2, 5.5 מעלות לרוחב).
  22. להזריק 450 nL של הנגיף בקצב של 100-150 nL לדקה להמתין 10 דקות בזהירות להזיז את המחט עד 0.1 מ מ ולא לחכות עוד 5 דקות.
    1. להזיז את המחט אל נקודת הזריקה השנייה (AP 0.98, L 0.5, V-4.6) ולהזריק עוד 450 nL ב- 100-150 nL/דקה.
    2. לחכות שוב 10 דקות לפני הזזת המחט עד 0.1 מ מ. חכה עוד 5 דקות לפני הסרת את המחט.
  23. תפר את החתך בתפר משי שחור קלוע באמצעות קשר מרובע. חממו את החיה עם מנורה אדומה כדי להאיץ את ההחלמה. לנהל אנטיביוטיקה (0.3 מ ל Erycinum (1:4 ב NaCl סטרילי)), carprofen i.p. יומי 2-3 ימים לאחר הניתוח.
  24. לחתוך את הצינור מעל לסימון שציינה את הרמה של הנגיף. ניתן להשתמש ברכבת התחתית לזריקות עוד יותר. מכינים מחט ההזרקה טריים לפני כל זריקה.
    הערה: ניתוח זה אורך כ- 1-1.5 שעות. החיה מתעוררת בדרך כלל תוך 5 דקות לאחר הניתוח. לחכות מינימום זמן של 6 שבועות לביטוי עצב מספיק אך לא יותר מ 5 חודשים לפני ביצוע השתלות סטיאוטטי, רמות הביטוי מתחילים להפחית כ- 6 חודשים לאחר הזרקת וירוס.

2. הכנת סיבים אופטיים (איור 1 א')

  1. השתמש כינוייהם סיבים אופטיים (מיקרומטר 105 הליבה, זכוכית בלבוש ונטיל סיליקה, נה 0.22). רצועת 125 µm חיפוי של ליבת סיבים באמצעות מיקרו-חשפנית בזמן הסיבים עדיין מחובר סליל סיבים.
  2. לחתוך הסיבים באורך של 2-3 ס מ בעזרת סכין יהלום.
  3. להוסיף הסיבים ferrule קרמיקה מקל זרקוניה (ID: 126 מיקרומטר). כ 0.5-1 מ מ של סיבים אופטיים יש בולטות מן הצד הקמור של ferrule.
  4. באמצעות מחט, חל בשני הקצוות של ferrule אבל לא על צדי ferrule טיפה אחת של דבק אפוקסי. לחלופין, השתמש דבק סופר.
  5. לאפשר הדבק להתייבש במשך לפחות 30 דקות.
  6. פולנית הצד הקמור של ferrule באמצעות יהלום משכשכים סיבים ליטוש הסרט (גריסים מיקרומטר 3).
  7. לבדוק את הנאמנות של העברת האור באמצעות של מד הכוח האופטי.
    1. הגדר אורך הגל במד חשמל כדי באותם אורכי גל כמו הלייזר בשימוש.
    2. מקם את תיקון כבל עם קצה מול המרכז של החיישן. כוח על הלייזר ולקרוא את פלט אור מד הכוח. להקליט את הערך.
    3. להתחבר סיבים אופטיים תיקון כבל באמצעות שרוול ההזדווגות ומקמו אותו עם הקצה של סיבים מול המרכז של החיישן. כוח על הלייזר ולקרוא את פלט אור מד הכוח. להקליט את הערך.
    4. לחשב את קצב השידור: לחלק את הערך השני על-ידי הערך הראשון. אם קצב השידור מתחת 0.5, למחוק הסיבים, אחרת להשתמש בו עבור ההשתלה.
    5. בדיקת קצב השידור עבור כל סיב לפני ההשתלה.
    6. לניסויים מאוחר יותר, להתאים את עוצמת אור הפלט של הלייזר קצב השידור של סיבים אופטיים: הגדר את פלט אור מהקצה תיקון כבל 5-15 מחולק על ידי קצב השידור כדי להשיג עם פלט אור הסופי מהקצה סיבים של 5-15 מגוואט.
      הערה: ראה גם הפניה למעורר 61 עבור הכנת סיבים אופטיים.

3. הכנת טונגסטן תילים מערכים עבור LFP הקלטות (איור 1B)

  1. דבק מספר (למשל 6) 100 מיקרומטר, סיליקה צינור מדריכים במקביל לצד דביק של נייר-דבק. חותכים חתיכה אחת, כ 4-6 מ מ, להרכבה מערך חוט אחד.
  2. שרשור בידודי formvar 45 מיקרומטר טונגסטן החוטים דרך הצינורות מדריך באמצעות מלקחיים.
  3. רצועת 6 בידודי אמייל בסדר נחושת מליטה חוטים (כ 5 מ מ אורך) של חוט הארקה (כ 2-3 ס"מ) באמצעות אזמל לגרד את הבידוד בשני הקצוות. לכל אותם כדי הפינים nanoconnector.
  4. להתחבר לכל חוט מליטה תיל טונגסטן אחד באמצעות טיפה אחת של צבע מוליך כסף, בהתאמה. בוא יבש במשך לפחות 30 דקות.
  5. למרוח כמות מינימלית של מלט כדי לכסות את החוטים. אל תחיל מלט עם החוטים טונגסטן, אשר יתווסף על רקמת המוח או על החלק העליון של nanoconnector. תן הבטון להתייבש במשך לפחות 30 דקות.
  6. ביצוע של החתך זוויתי (5-20°) החוטים טונגסטן באמצעות מספריים מפלדת בוטה כדי לאפשר אמין השרשה של חוטים מתחת או מעל האזור הסמוך ventrally pyramidale הרובד, איפה תטא משרעת נמוכה מדי עבור הערכת של נאמנות entrainment.
  7. Deinsulate העצה (כ 2 מ מ) של החוט הקרקע באמצעות אזמל לגרד משם הבידוד. להתייחס אליו עם שטף, presolder.
  8. בדיקת פוטנציאל קרוס-שיחות בין אלקטרודות באמצעות דיגיטלי multimeter. כדי לעשות זאת, להתחבר סיכות מחבר multimeter, אשר חייב להיות מוגדר מצב מדידת התנגדות. בדוק pairwise שילובים של ערוצי; קריאה על multimeter מתחת 5 MΩ מציין משמעותי צולבות לדבר.
  9. בדוק את אימפדנס של כל אלקטרודות מלוחים באמצעות מד עכבת. ערכי עכבה אופיינית הן מתחת 100 kΩ.
  10. כדי להקל על ההשתלה, דבק סיבים אופטיים אחד למערך חוט כך הקצה של סיבי הוא ברמה של החוט הקצר הטיפ סיבים הוא קרוב, אבל לא נוגע את החוטים טונגסטן. לשמור על הזווית של סיבי קטן ככל האפשר על מנת למנוע נזק לרקמות במהלך ההשתלה.
    הערה: ראה גם הפניה למעורר 62 להרכבת מערכים תיל טונגסטן.

4. השתלות stereotaxic

  1. ביצוע הכנות כמתואר בצעדים 1.6-1.13.
  2. להסיר את רקמת החיבור מהחלק העליון של הגולגולת, לדחוף למטה שרירי הצוואר ביסודיות על ידי כ 2 מ מ כדי למנוע חפצים השריר במהלך ההקלטה.
  3. לנקות את הגולגולת באמצעות צמר גפן-טיפ המוליך תמיסת מלח, קודחים חורים 4 (2 בחזית) ו- 2 לעיל המוח הקטן, בקוטר 0.8 מ מ למקם ברגים מפלדת עצם (00-96 x 1/16) עבור קרקע וייצוב של השתל (איור 1D). מקם את הבורג הקרקע, מחובר חוט הנחושת אחד (כ 2-3 ס מ אורך) מעל המוח הקטן.
  4. לכסות את הקרקע-בורג לחלוטין עם מלט כדי למנוע חפצים השריר במהלך ההקלטות אלקטרופיזיולוגיות. לבנות טבעת מלט חיבור כל הברגים (איור 1E).
  5. בצע ניתוח של פתיחת גולגולת מעל הצד השרשה (היפוקמפוס, AP-1.94, L 1.4, V 1.4 בהקשר bregma). החל כ 5 µL של NaCl סטרילי על פני השטח של רקמת המוח.
  6. הורידו לאט את המערך תיל באמצעות stereotaxis הניתוח. להקלטות אוניטרי, שתל סיליקון החללית במקום מערך תיל63; על מנת למנוע optoelectric חפצים קלים, שתל סיבים אופטיים בנפרד בהיפוקמפוס עם קצה סיבים לא ישירות מול המכשיר (איור 1C -אני). לחקירה של התיאום של entrainment בין ההמיספרות, שתל של סיבים אופטיים נוספים באזור contralateral hippocampal CA1.
  7. החל כ 5 µL של שמן חם שעווה/שמן פראפין, טרופה-70 ° C, עם מזרק מעל אתר ההשתלה כדי להגן על רקמת המוח.
  8. החל הבטון סביב המערך תיל, לכסות את הגולגולת עם מלט.
  9. חלות טיפה אחת של השטף הקרקע presoldered/הפניה מכשיר. ההאזנה ועל החוט presoldered מחובר הבורג הקרקע למשל באמצעות מחט, הפתיל את הרשת בעזרת מכונת הלחמה.
  10. מכסה את כל פני הקרקע החוט עם מלט.
  11. לנהל mL 0.3 Erycinum (1:4 בתוך סטרילי NaCl), carprofen (5 מ"ג/מ"ל) i.p. אחרי ניתוח לפחות שני הימים הבאים. העכבר בדרך כלל מתעורר בתוך 15 דקות לאחר ניתוח. חממו את החיה עם מנורה אדומה כדי להאיץ את ההחלמה.
  12. לפקח על המשקל של העכבר מדי יום במשך השבוע הראשון שלאחר הניתוח, או עד המשקל יציב. אובדן משקל לא יעלה על 10% ממשקל העכבר הוקלט לפני הניתוח. כדי להאיץ ייצוב של משקל, לספק את העכבר עם מזון רטוב ולא החלב המרוכז בימים הראשונים שאחרי הניתוח.
  13. כדי להקליט את פעילות תאית בהיפוקמפוס במהלך entrainment, שתל מכשיר בדיקה סיליקון בהיפוקמפוס (AP-1.94, L 1.4, V 1, עם הפחתת עוקבות) כפי שמתואר הפניה למעורר 62 (איור 1C -אני). שתל סיבים אופטיים בהיפוקמפוס מוקשי-3, L 1.4, V 1.6, סימטרית-rostral 39 °. שתל של סיבים אופטיים נוספים ב- MS (AP +0.98, L 1, V 3.9, לרוחב 15 °) אם גירוי של תא somata רצוי.

5. Optogenetic גירוי ורכישה נתונים אלקטרופיזיולוגיות

  1. Habituate בעכבר כדי הגדרת הקלטה (למשל, הפעלות 15 דקות, 1-2 הפעלות ליום למשך 3 ימים). לבחון התנהגות החיה לפני תחילת הניסויים הראשונים. אם העכבר זז בבית הבליעה, לחקור את הסביבה, מרחרח, ביצוע rearings, וכדומה, להתחיל את ההפעלה הניסיונית הראשונה.
  2. מקם את העכבר תא מוכר בהיעדרו של בעלי חיים אחרים באותו חדר.
  3. צרף LED אל הבמה-הראש באמצעות דבק קלטת כדי לעקוב אחר המיקום של החיה. ודא כי נורית ה-LED הוא נלכד על ידי המצלמה לאורך כל תקופת כי החיה בוחנת את התא הקלטה לפני תחילת הניסויים. שיא בחושך כדי לעקוב אחר נורית ה-LED. הצב מצלמה מעל לחדר ההקלטה.
  4. בדוק את פלט אור מן החוט תיקון. מעריכים את פלט אור מהקצה סיבים לאחר חיבור בהתאם קצב השידור של סיבי מושתל. ודא כי תפוקת האור מהקצה של הסיבים בין 5-15 מגוואט, כדי לאפשר entrainment אמין.
  5. חבר את מגבר קדם headstage למחבר מושתל באופן כרוני. לחבר את כבל תיקון סיב אופטי סיבים בהיפוקמפוס כרוני מושתל לניסויים גירוי optogenetic. בניסויים גירוי אור שליטה, לחבר סיבים אופטיים ferrule דמה מחובר האוזנייה.
  6. הנח את העכבר בתא ההקלטה.
  7. פתח את התוכנה כדי לשלוט הגנרטור גירוי ליצירת פרוטוקול גירוי.
  8. בחרו בערוץ השולט הלייזר 473 DPSS ננומטר. בשורה הראשונה הזן 3,000 mV (עמודה ראשונה), זמן 30 ms (עמודה שנייה), הערך 0 mV (בעמודה השלישית), זמן 112 ms (עמודה רביעית), שורה 840. אני חוזר, קבוצה 1. אני חוזר, כדי ליצור פרוטוקול למשך 2 דקות של 7 הרץ גירוי עם פולסים ארוך 30 ms. התאם את משך זמן בעמודה הרביעית, מספר החזרות שורה אם הגירוי בתדר אחר או משך שונה נדרשת. ב- mW בחר 0 השורה השנייה (עמודה ראשונה), הגיע הזמן 500 h (עמודה שנייה), שורה חוזר 1 וקבוצה חוזר 1, על מנת להבטיח כי הלייזר להיות כבוי לאחר פרוטוקול גירוי הסתיים.
  9. לחץ על "קובץ > שמירה בשם" ולשמור את הקובץ בשם הרצוי.
  10. להבטיח כי אחד האביזרים המקובלים לגירוי TTL פלט מפעילה את הלייזר מחובר ללוח לינקס דיגיטלי אנלוגי קלט כדי לסנכרן את רכישת אלקטרופיזיולוגיות ונתונים optogenetic.
  11. לחלופין, כדי פרמטרית להסדיר ההשתנות של תדר תנודה תטא, החל רכבות של להבזקי האור שונים במרווחים הבין-דופק, עם התפלגות Gaussian חוורמה. לשנות את הפיזור של מרווחי זמן בין הדופק עבור פרוטוקולים שונים, למשל, משלב 3.2 עד 15.1 ms2. החל פרוטוקולים אלה כדי ליצור תטא שהשרתים עם השתנות שונים של תדר תטא (איור 6).
  12. פתח את התוכנה של מערכת הקלטה. לחץ על "ACQ" לרכוש ולגני שעשועים "" כדי להקליט. רגע לפני תחילתן של גירוי קל לתעד את ההתנהגות הבסיסית (למשל, 2 דקות כדי לאחזר מהירות בסיסית או 30 דקות כדי לחלץ את השדות המקום בסיסית).
  13. פתח את התוכנה כדי לשלוט הגנרטור הגירוי. לחץ על 'קובץ > פתח' ובחרו קובץ פרוטוקול של הבחירה. לחץ על הורד, התחל"ליזום את גירוי האור.
    הערה: יבדקו את הניסוי, והתחלתי הגירוי בעזרת שלט רחוק; מספר זה אינו כולל את השפעת נוכחותו של הנסיין על ההתנהגות של החיה. בהתאם המטרה של המחקר, גירוי יכול להיות יזם, הסתיים במהלך התנהגויות ספציפיות.

6. בגישה משולבת עבור Optogenetic Entrainment וניגוד הקרנה ספציפיים של הפלט בהיפוקמפוס

  1. אקספרס ChR2 בתאים MS GABAergic של PV-Cre עכברים, כמתואר בסעיף 1.
  2. בנוסף, להזריק סך של 2.4 µL של CamKIIα תלויה halorhodopsin (eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH) בשתי ההמיספרות בהיפוקמפוס הגבי (AP-1.7; L ± 1.05; V-2.05 ו- 1.4 מ"מ; AP-1.7; L ± 1.7; V-2.05 ו- 1.55 מ מ; AP-2.3; L ± 1.5; V-2.2 ו- 1.3 מ מ; AP-2.3; L ± 2.2; V-1.65 ו- 2.45 מ מ).
  3. לאפשר 6 שבועות של ביטוי זמן.
  4. שתל מערך תיל טונגסטן עם סיבים אופטיים באזור hippocampal CA1, כמתואר בסעיף 4. בנוסף, שתל דו צדדיים למרחקי מחצה לרוחב (LS, AP 0.1, L 0.25, V-2.25 מ מ ו- AP 0.5, L.-0.3, V-2.7 מ"מ).
  5. ביצוע ניסויים תטא optogenetic של entrainment כמתואר בצעדים 5.4-5.5.
    1. עבור עיכוב סימולטני של פלט בהיפוקמפוס LS, ליצור דור גירוי פרוטוקול: לדוגמה, המפעיל התחלתה של ערוץ הפלט מחובר ה s 593 של 15 הלייזר DPSS ננומטר עם דופק רציף מתמשך סה כ 45 s, לפני מפעילה פלט פעימות הלייזר 473 DPSS ננומטר.
    2. לחבר שני סיבי? האם דרך מיתרי תיקון באמצעות מצמד כינוייהם סיבים אופטיים ללייזר DPSS ננומטר 593.
    3. להתחיל את ההקלטה להוריד, להפעיל את פרוטוקול כדי לשלוט הדור הגירוי.

7. עיבוד נתונים

  1. להמיר את האותות אלקטרופיזיולוגיות ומקם את מידע המעקב עם נתונים Neurophysiological (ND) למנהל תבניות. dat ו- .pos, בהתאמה64.
  2. להשיג את LFP נמוך לעבור סינון, ולמטה דגימה של אותות פס רחב עד 1,250 הרץ באמצעות מנהל ND66.
  3. כל הקלטה, בחר את הערוץ עם משרעת מקסימלי של תטא תנודות (באמצעות Neuroscope)19.
  4. לאתר חותמות הזמן של פעימות לייזר ושל שהשרתים של גירוי עם סף גילוי אלגוריתם (באמצעות MATLAB פונקציה findpeaks.m או דומה)11.
  5. כדי לייבא את הקובץ. dat תוכנת ניתוח נתונים רב ערוצית, לחץ על "קובץ > יבא", בחר "קבצים בינאריים" כסוג הנתונים ולאחר בחר את הקובץ. dat. בתיבת הדו-שיח ' תצורה ', הזן את המספר הנכון של ערוצים, קצב הדגימה של 1,250 הרץ, לחץ על "ok" ולאחר לשמור כקובץ .smr. מגרש ספקטרה כוח על-ידי בחירה "ניתוח > חדש תוצאה תצוגה > PowerSpectrum". הגדרות, בחר את הערוץ את משרעת תטה הגבוהים וגודל FFT 16,384, לחץ על "חדש", מגדירים "שעת ההתחלה" תחילתה של התקופה גירוי וכן "אחרית הימים" הסוף של גירוי אפוק, ולחץ "תהליך".
  6. לחשב את הנאמנות entrainment כיחס של צריכת החשמל המצטברת ספקטרלי צפיפות (PSD) בטווח תדר גירוי optogenetic (גירוי תדירות ± 0.5 הרץ) PSD המצטבר בלהקה תטא (5-12 Hz) בשיטה multitaper (NW = 3, גודל חלון 8,192) בשביל שהשרתים s 10 (לדוגמה, ערכת הכלים < http://chronux.org/>).
  7. אל תכלול שהשרתים הקלטה איפה הפסגה PSD דומיננטי ≤ 5 הרץ מניתוח (שהשרתים-תטה, באמצעות MATLAB פונקציה find.m).
  8. על מגרש על הרסטר הספקטרום כוח LFP כל שהשרתים מוקלט על פי נאמנות מחושבים entrainment (באמצעות MATLAB פונקציות sortrows.m pcolor.m). לטעון את הכוח ספקטרה ואת entrainment נאמנות על-ידי לחיצה על 'קובץ > פתח', המאוחסנים הכוח סוג המשתנה in. = sortrows(In,1); pcolor(Power(:,2:end)).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

פילוח של ChR2 לתאים GABAergic MS כמתואר בסעיף 1 מודגם באיור2 א. Optogenetic גירוי של אקסונים של MS GABAergic תאים בהיפוקמפוס הגבי באמצעות סיבים אופטיים אשר הוא מושתל מעל אזור CA1 entrains תטא תנודות בתדר של הגירוי, חולשת (איור 2B) כמו גם contralateral האונה (איור 2C). תטא תנודות יכול entrained יותר או פחות ביעילות על ידי גירוי optogenetic (איור 3 א), היעילות של אשר היה ש...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

כאן, הצגנו מתודולוגיה נגישים נרחב entrain וירתקו את תנודות תטא בהיפוקמפוס לחיה להתנהג. גישה זו יכולה להיות שימושית עבור מחקרים של הפונקציות של תטא קצב עיבוד מידע והתנהגות. היבטים קריטיים של שיטה זו כוללים: (1) מבחר אופסין והיעדים של ChR2 כדי אקסונים של MS תאים בהיפוקמפוס, תכונות חזקות (2) אופטי וחשמליים של תיל-סיבים אופטיים מושתל מערך הרכבות כדי להבטיח גירוי מתמשך LFP הקלטה מתנהג עכברים, (3) יישום של כמות אופטימלית של אור בתדרים תטא, כימות פוסט הוק (4) על נאמנות entrainment ושליטה (5) של חפצים optoelectrical.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים אין לחשוף.

תודות

ברצוננו להודות מריה Gorbati לעזרה מומחה עם ניתוח נתונים, ג'ניפר קופפרמן להערות על כתב היד. עבודה זו נתמכה על ידי פתוח (DFG; סיפורה ה 257 NeuroCure, TK ו- AP; תוכנית הקדימות 1665, 1799/1-1(2), הייזנברג תוכנית, 1799/2-1, AP), קרן גרמניה-ישראל למחקר מדעי ופיתוח (GIF; אני-1326-421.13/2015, TK) לבין התוכנית המדע האנושי הגבול (HFSP; RGY0076/2012, TK).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
עכברי PV-Creמעבדת ג'קסוןB6; 129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J
Name<strong>CompanyCatalogComments
Surgery
StereotaxisDavid Kopf Instruments, Tujunga, CA, USAדגם 963מכשיר סטריאוטקסי מדויק במיוחד לבעלי חיים קטנים
מקדחים, 0.8 מ"מBijoutil, Allschwil, שוויץ49080HM
מזרק 0.01-1 מ"לבראון, Melsungen, גרמניה9161406V
צינוריות סטריקניותבראון26 גרם, 0.45x25 מ"מ BL/LB
מספריים עדינים וחדיםFine Science Tools Inc., ונקובר, קנדה14060-09
מלקחייםFine Science Tools Inc.11210-10Dumont AA - מלקחיים מצופים אפוקסי
מספריים נירוסטה קהיםFine Science Tools Inc.14018-14
תחנת הלחמהWeller Tools GmbH, Besigheim, גרמניהWSD 81
ErythromycinRotexmedica GmbH, Trittau, גרמניהPZN: אבקת 108239321 גרם לתמיסה לעירוי
שםחברהמספר קטלוגיתגובות
Optogenetics
משאבת המילטוןPHD Ultra, מכשיר הרווארד, הוליסטון, MA, ארה"בדגם 703008משאבת מזרק PHD Ultra עם מנגנון דחיפה/משיכה
המילטון 5 ומיקרו; מזרק L, מד 26PHD Ultra, מכשיר הרווארדדגם 75 RN SYR
המילטון 5 ומיקרו; L בוכנהPHD Ultra, מכשיר הרווארדדגם 75 RN SYR
צינורותפישר סיינטיפיק, פיטסבורג, ארה"בPE 20קוטר פנימי 0.38 מ"מ (0.015 אינצ'), קוטר חיצוני 1.09 מ"מ (0.043 אינץ')
צינוריות סטריקניותבראון, מלסונגן, גרמניה27 גרם, 25x0.40 מ"מ, בוטה
מקדחה/מטחנה מדויקתProxxon, וקר, לוקסמבורגfbs 240/e
חיתוך דיסקיםProxxonNO 28812
Cre Dependent channelrhodopsinPenn Vector Core, פילדלפיה, פנסילבניה, ארה"בAV-1-18917Pשם הבנייה: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdעגבנייה, טיטר: 1.42x1013 vg/ml
מצלמת קינאז תלויה בהלורודופסיןPenn Vector CoreAV-1-26971Pשם מבנה: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, טיטר: 2.08_1012 vg/ml
סיבים אופטיים מולטימודיםThorLabs, Dachau, GermanyFG105LCA0.22 NA, Low-OH ו-Oslash; 105 ומיקרו; m ליבה, 400 - 2400 ננומטר
טבעת מקל קרמיקה מוצריסיבים מדויקים, מילפיטאס, קליפורניה, ארה"בCFLC126קרמיקה LC MM טבעת, מזהה 126um
נייר ליטושThorlabsLF3D6 אינץ' x 6 אינץ' יהלום חיפוי (ליטוש) גיליון
מד כוחThorlabsPM100Dקונסולת מד כוח ואנרגיה קומפקטית,
מצמד סיבים אופטייםThorlabsמצמד FCMM50-50A-FC1x2 מ"מ, יחס פיצול 50:50, 50 ומיקרו; m GI סיבים, FC / PC
כבל תיקון פיבראופטיThorlabsFG105LCA CUSTOM-MUCבהתאמה אישית, באורך 3 מ ', עם צינורות מגן, צינורות: FT030, מחבר 1: FC / PC, מחבר 2: 1.25 מ"מ (LC) שרוול טבעת
קרמי מוצרי סיבים מדויקים, Milpitas, CA, ארה"בADAL1שרוול הזדווגות מפוצל קרמי עבור Ø 1.25 מ"מ (LC/PC) טבעות
473 ננומטר DPSS לייזרלייזר טכנולוגיות לייזר, טורונטו, אונטריו, קנדהR471005FXLRS-0473 סדרה
593 ננומטר DPSS לייזרטכנולוגיות לייזר זוהרR591005FXLRS-0594 סדרה
MC_Stimulus IIמערכות רב-ערוציות, רויטלינגן, גרמניהSTG 4004
מודול מיזוג עכבהמיקרו-מיקוד עצבי ברחבי העולם, בודוין, ארה"בICM
NameCompanyCatalog NumberComments
Electrophysiology
TungstenWires California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USACFW001095440 µ m, 99.95%
צינורות נימייםOptronics1068150020ID: 100.4 ומיקרו; m
Omnetics ננו-מחבריםOmnetics Connector Corporation, מיניאפוליס, ארה"בA79038-001
ברגיםBilaney, Dü סלדורף, גרמניה00-96x1/16
בדיקת סיליקוןNeuroNexus Technologies, אן ארבור, מישיגן, ארה"בB32
HeadstageNeuralynx, בוזמן, מונטנה ארה"בHS-8מיניאטורי מגברי רווח אחדות ראש הבמה צבע
מוליך כסףקונרד אלקטרוניקה, גרמניה530042
שטף נוזליFelder GMBH Lö ttechnik, Oberhausen, גרמניהLö tö l STDIN EN 29454.1, 3.2.2.A (f-SW 11)
LEDNeuralynxHS-LED-Red-omni-10V
NameCompanyCatalog NumberComments
>Software
MATLABMathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus תוכנהרב ערוצית, מנהל
NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
תוכנת ניתוח נתונים רב-ערוציתCambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GBSpike2
דיגיטלי LCD 4 אינץ' נירוסטה נתונים נוירופיזיולוגי של מערכות Klusters http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006 תוכנה של מערכת ההקלטה Neuralynx Cheetah https://neuralynx.com/software/cheetah

מקורות

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521(2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson's disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson's disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563(2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159(2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568(2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49(2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , Springer Science. Series Neuromethods (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, American Journal of Physics. (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

Channelrhodopsin 2
Optogenetic Entrainment התנודות תטא בהיפוקמפוס ב מתנהג עכברים
צור קשר
המלצה לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

2026 © זכויות יוצרים MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.