מאמר שיטה

הכריחו ריור כשיטה לנתח מיומנות וקטור של יתושים

DOI:

10.3791/57980

⸱

7 באוגוסט 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Bernhard Nocht Institute for Tropical Medicine, 2German Centre for Infection Research (DZIF)

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבור שליטה יעילה של יתוש נישאים וירוס שידור, הידע של פוטנציאל וקטורי של יתושים בהתאמה הוא עניין מיוחד. אנו מתארים ריור בכפייה כשיטה לנתח מיומנות וקטור של אדס , שלושה taxa כולכית שונים להעברת Zika וירוס.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

וקטור כשירות מוגדר את הפוטנציאל של זן יתושים לשדר בעקיצות יתוש וירוס (mobovirus) למחשב מארח חוליות. חלקיקי וירוס קיימא מועברים במהלך ארוחה דם דרך הרוק של יתוש נגוע מספיקה. ריור בכפייה מבחני לאפשר קביעת פוטנציאל וקטורי על בסיס יחיד היתושים, הימנעות השימוש של ניסויים בבעלי חיים. השיטה מתאימה לנתח מספר גדול של יתושים בניסוי אחד בתוך תקופה קצרה של זמן. ריור בכפייה מבחני שימשו כדי לנתח 856 יתושים בודדים לכוד בתוך גרמניה, כולל שני שונים כולכית מצויה מצויה biotypes, כולכית torrentium , כמו גם אדס, אשר נדבקו ניסיוניים בווירוס Zika (ZIKV), מודגרות 18 ° C או 27 ° C שניים או שלושה שבועות. התוצאות הצביעו על חוסר כשירות וקטור של taxa שונים כולכית עבור ZIKV. לעומת זאת, אדס היה רגישים ZIKV, אבל רק ב 27 ° C, עם קצב שידור דומה המושבה מעבדה Aedes aegypti נבדקו במקביל.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בשנת 2015, Zika וירוס (ZIKV), הקשורים בעקיצות יתוש וירוס (mobovirus) השייך למשפחת Flaviviridae, יצא ב קולומביה וברזיל והתפשטה במהירות ברחבי אמריקה והאיים הקריביים, לגרום מגיפה עם מספרים הבולטים מקרים קליניים של microcephaly, תסמונת גיליאן-ברה1. היתושים של המין Aedes aegypti ו אדס נחשבים הווקטורים הראשיים והמשניים של ZIKV2, אבל גם הוכיחו מינים אחרים של הסוג אאדס יש וקטור ניסיוני מיומנות3 . בניגוד מינים אאדס , לרוב המינים כולכית נבדקו עד כה אינם מסוגלים להעביר את הוירוס4. בסך הכל, הנתונים עבור כולכית quinquefasciatus סיפק תוצאות חד משמעיות3. בזמן הנוכחי, מידע חסר על כשירות וקטור יתוש ZIKV בתנאים הטמפרטורה מתונה (< 20 ° C). עם זאת, מידע זה הוא משמעותי עבור הערכות סיכונים אפשריים כפולות באזורים בעלי אקלים ממוזג כגון מרכז אירופה.

וקטור המוסמכים עבור ZIKV הוא מסוגל לרכוש, לתחזק, להגביר, לבסוף לשדר את הוירוס. לכן, בדיקה של יתוש גופות או חלקי הגופות, כולל הרגליים, פיתול, ראש או בלוטות הרוק, ZIKV אינה מספיקה לקבוע וקטור מיומנות. זה הכרחי לבדיקת חלקיקי וירוס זיהומיות בתוך הרוק שפורסמו כדי להעריך את היכולות וקטור, שיעור הזיהום (אינפרא-אדום, מספר הגופות יתוש ZIKV-חיובית לכל מספר של יתושים הנפוחים) וגם קצב השידור (TR, מספר יתושים עם הרוק ZIKV-חיובית לכל מספר הגופות יתוש ZIKV-חיוביים), חייב להיות נחושה. מס הכנסה של יתושים ניתן לנתח בקלות על ידי יתושים פשוט homogenizing ואחריו תגובת שרשרת של פולימראז בזמן אמת-טרנסקריפטאז (RT-qPCR) מיקוד ZIKV. יתר על כן, הזיהום ניתן לאפיין עוד יותר על-ידי קביעת המספרים ויראלי עותק לכל יתושים. לעומת זאת, הניתוח של קצב שידור מסתמך על הגילוי של חלקיקי וירוס קיימא על ידי יתושים בודדים. זו יכולה להיות מושגת על ידי האכלה של יתושים נגועים על חיות מארח רגישים, ואחריו הניתוח של viremia מארח5. עם זאת, שיטה זו מתבססת על מודל מתאים אורגניזמים, מוגבלים על ידי תקנות רווחת בעלי החיים ולא יקר. כדי למנוע השימוש של חיות מעבדה לניתוח קצב שידור כדי להפחית עלויות, מלאכותי מחדש האכלה מערכות דם טיפות היו תיאר6. אולם, בדיקה בסולם בודדים בשילוב עם מספר גבוה של אנשים היא וממושכת. התיאור הראשון של וזמינותו ריור בסולם בודדים פורסם בשנת 19667 , במהלך השנים האחרונות, ריור בכפייה ניסויים הפכו שיטת הבחירה כדי להעריך בדונו וקטור של יתושים3,8 .

בהתבסס על המחקר את היכולות שלנו וקטור של מרכז אירופיות יתושים שפורסם לאחרונה9, נתאר ריור בכפייה כפי שדווח על ידי אנדרסון ואח. 8 עם מספר שינויים. שיטה זו מאפשרת תפוקה גבוהה סטנדרטית ניסויים בתנאים רמת אבטחה גבוהה (BSL-3), כולל זיהוי וירוס פעיל על ידי מבחני תרבות המבוססת התא. הניסויים המתוארים כאן כוללים יתושים 856. הם היו נגועים ZIKV על ידי ארוחת דם מלאכותי, לאחר מכן נותחו לנוכחות של חלקיקי וירוס מדבק ברוק. היתושים מוחדרים ניסויים כללה שתי האוכלוסיות מעבדה ותיקה של Ae. aegypti , כולכית מצויה מצויה biotype molestus (Cx. פ molestus), כמו גם שדה נתפס כולכית מצויה מצויה biotype מצויה (עמ' מצויה Cx.), כולכית torrentium (Cx-torrentium), שתי האוכלוסיות Ae. albopictus . למעט אחד של Ae. albopictus שתי האוכלוסיות, אשר נאסף באיטליה, כל היתושים היו שנאספו בגרמניה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. מכינים יתושים הנשי

  1. לאסוף יתושים כלוב גדול על-ידי שימוש של העצמות (כ- 400 יתושים לכל כלוב גדול).
  2. עזים ומתנגד היתושים עם פחמן דו-חמצני (CO2) עבור 7 s.
  3. למיין נקבות 20 לכל בקבוקון פלסטיק (Ø 50 מ"מ × 100 מ"מ).
    הערה: אם היתושים מתעורר, השתמש עוד 3 s של CO2-
  4. להרעיב את היתושים בן לילה.

2. ארוחת דם מלאכותי

הערה: כל הפעולות מבוצעות בתנאים BSL-3.

  1. להכין את הארוחה דם זיהומיות.
    1. לדלל את המניה וירוס לריכוז פלאק עונה 1 פרק 108 יחידות (PFU) ויוצרים / mL.
      הערה: ריכוז מניות היה נקבע על-ידי ביצוע פעולת שירות במינון 50 זיהום תרביות רקמה (TCID50), המחושב על-ידי ספירמן & Kärber אלגוריתם10,11.
    2. מיקס שפג תוקפו (שימור דם) דם אנושי מבנק הדם (אינו מתאים אנושיים יותר, אבל שימושי עבור יתושים) עם פרוקטוז (8% פתרון), בפילטר סרום שור (FBS) ואת הפתרון עובד של המניה וירוס (פג האנושי דם: פרוקטוז: FBS: הפתרון עובד = 5:3:1:1).
      הערה: בחרנו דם אדם, כי זה המארח יונק טבעי הידוע של ZIKV.
  2. להקפיא µL 140 של שילוב ארוחת דם לצורך ניתוח נוסף באמצעות TCID50.
  3. לבצע הזנה מלאכותית באמצעות שיטות האכלה שונים, בהתאם למין:
    1. Aedes aegypti: להשתמש קרום האכלה המערכת במשך 30 דקות (1 מ"ל לכל מזין).
    2. כולכית spp.: לספק את הדם זיהומיות באמצעות מקל צמר גפן בין לילה, לא לחמם את הדם (300 µL לכל מבחנה).
    3. אדס מפוספס: שתי טיפות (50 µL כל) של המיקס ארוחת דם לתוך הבקבוקון פלסטיק וניתן היתושים להאכיל במשך שעתיים. לא לחמם את הדם.
      הערה: יתושים אאכיל הראשון באינטרקום. זמן הדגירה ממושך נחוץ מסיבות בטיחות. טיפות דם מנוקזות לאחר 2 h, שובכך את הסיכון לזיהום מצטמצם במהלך המיון של האכלת יתושים.
  4. עזים ומתנגד היתושים עם CO2 עבור 7 s.
    הערה: אם היתושים מתעורר, השתמש עוד 3 s של CO2.
  5. מיון וספירה צבה מלא יתושים לתוך בקבוקון חדש.
  6. להוסיף כרית כותנה, רווי פרוקטוז (8% פתרון) בין המבחנה פקק.
  7. לשמור היתושים בטמפרטורה המיועד של 18 ° C או 27 ° C בלחות של 80% 14-21 ימים.
  8. להאכיל את הזבובים עם ריפוד כותנה רווי פרוקטוז. לחדש כל 72 h עם 1.5 מ של פרוקטוז (8% פתרון) לכל מבחנה (עד 20 היתושים, בהתאם ההזנה לדרג, ראה שלב 2.5).

3. הכריחו ריור Assay ביום 14 או 21

הערה: כל הפעולות מבוצעות בתנאים BSL-3.

  1. 2 x 104 Vero תאי זרע / לכל טוב ב- 96 ובכן צלחת עם 200 µL של מדיום הגידול (Dulbecco´s שונה נשר בינוני (DMEM) בתוספת 3% FBS, פניצילין U/mL 100, 100 מ"ג/מ"ל סטרפטומיצין, 5 µg/mL המפוטריצין, 2 מ מגלוטמין חומצות אמינו שאינן הכרחיות 1% (NEAA), 1% נתרן פירובט).
  2. הכן את התקן ריור:
    1. מניחים צלחת זכוכית בריבוע (20 × 20 ס מ) על הספסל ב זווית של 30 מעלות.
      הערה: זה נחוץ בשל תראי במעבדה בטיחות. אם הצלחת אופקי או אנכי, נוזל ידלוף.
    2. במקום פעמיים דבק צדדית על גבי לוח הזכוכית.
    3. תפקיד החימר דוגמנות עד שהוא מגיע בקוטר של 0.5 ס מ ולחבר אותו אופקית 1 ס מ מן הקלטת דבק דו צדדי.
    4. חתוך את 0.3 ס מ הראשון של הקצה של קצה מסנן 10 µL.
      הערה: מומלץ להכין את זה לפני תחילת הניסוי מחוץ למעבדה אבטחה.
    5. למלא את הטיפים מסנן 10 µL של פוספט buffered תמיסת מלח (PBS, pH 7.4).
    6. מניחים את הטיפים מסנן על החימר דוגמנות עם הקצה לקראת הקלטת דביק.
    7. אבטח את הטיפים מסנן עם לחץ עדין.
  3. הכן את היתושים:
    1. עזים ומתנגד היתושים עם CO2.
    2. הסר את הרגליים ואת כנפיים כדי לשתק את היתושים.
    3. לתקן את היתוש חי גופות בקלטת דביק מעל טיפ מסנן.
    4. הנח את חוטם בעדינות לתוך קצה מסנן.
    5. הפעל וזמינותו ריור למשך 30 דקות.
    6. הסר את הטיפים מסנן ולמחוק את קליי ואת הסרט.

4. עיבוד של רוק

הערה: השלבים 4.1 – 4.6.2 מבוצעות בתנאים BSL-3.

  1. לגרש את התוכן לתוך הצינורות התגובה המכיל 10 µL ל- PBS.
  2. לערבב בעדינות, להעביר את התוכן לתוך הבארות של הלוח מוכן היטב 96 באמצעות באר אחת עבור דגימה.
  3. תקופת דגירה לצלחת של 7 ימים ב 37 ° C עם 5% CO2.
  4. השתמש התאום כדי לבדוק את התאים לנוכחות של אפקט ציטופתי (CPE).
  5. אם גם הוא חיובי עבור CPE, לקצור את תגובת שיקוע על-ידי pipetting 140 µL לתוך צינור התגובה לחילוץ RNA.
  6. לטהר את הרנ א באמצעות ערכת חילוץ RNA.
    1. µL 140 מיקס של תגובת שיקוע עם µL 560 של AVL מאגר (פירוק ויראלי מאגר), תקופת דגירה של 10 דקות בטמפרטורת החדר.
    2. הוסף µL 560 של אתנול (96%) ו מערבולת המדגם.
      הערה: הדוגמאות הן לא פעיל לאחר שלב זה, יכול להיות משוחרר מחוץ למעבדה BSL-3.
    3. Pipet 630 µL של המדגם על עמודה בעלת צנטריפוגה עם 6,000 x g עבור 1 דקות.
    4. למחוק את פילטרט של, pipet µL 630 הנותרים על העמודה וחזור על צנטריפוגה.
    5. לשטוף את הרנ א, חייב הקרום של העמודה, על-ידי הוספת µL 500 לרחוץ את מאגר 1 עמודה, צנטריפוגה ב 6,000 x g עבור 1 דקות.
    6. למחוק את הצינור אוסף ולמקם את העמודה לתוך צינור אוסף חדש. להוסיף 500 µL כביסה מאגר 2 ו צנטריפוגה ב x 12,500 g למשך 3 דקות.
    7. למחוק את הצינור אוסף ולמקם את העמודה לתוך צינור התגובה 1.5 mL.
    8. הוסף µL 50 • תנאי מאגר ' תקופת דגירה של 1 דקות בטמפרטורת החדר.
    9. צנטריפוגה ב x 6,000 g עבור 1 דקות ולאחר מכן למחוק את העמודה.
  7. לנתח את הדגימות עבור ZIKV RNA באמצעות RT-qPCR.

5. עיבוד של גופים יתוש

הערה: השלבים 5.1 – 5.5 מבוצעות בתנאים BSL-3.

  1. הסר את הגופות של היתוש ומניחים כל גוף לתוך צינור התגובה.
    הערה: זה אפשרי להשהות את הניסוי בשלב זה ולאחסן את הדגימות ב-80 מעלות צלזיוס.
  2. להוסיף 500 µL של התקשורת המגון (DMEM ללא כל supplementals) לתוך הצינור התגובה.
  3. Homogenize על הגוף באמצעות מנוע במיקסר ולהשתמש פיסטיל חדש עבור כל דגימה.
  4. להוסיף 200 µL של homogenate 96-ובכן-צלחת לטיהור.
    הערה: זה אפשרי להשהות את הניסוי בשלב זה ולאחסן את הדגימות ב-80 מעלות צלזיוס.
  5. בטל את הצלחת על ידי הדגירה למשך 60 דקות ב 60 מעלות צלזיוס.
  6. לטהר את הרנ א על ידי טיהור חומצת גרעין אוטומטית.
    הערה: זה אפשרי להשהות את הניסוי בשלב זה ולאחסן את הדגימות ב-80 מעלות צלזיוס.

6. ניתוח

  1. לכמת את העותקים RNA נגיפי באמצעות RT-qPCR.
    הערה: העותקים RNA היו בממוצע על כל הגופים יתוש ZIKV-חיוביים וללא כולל את היתושים ZIKV-שלילי.
  2. חישוב IR, כהגדרתו מספר הגופות יתוש ZIKV-חיובית לכל מספר נקבות נמאס.
  3. לחשב את TR, הגדיר את המספר של יתושים עם הרוק ZIKV-חיובית לכל מספר חיובי ZIKV יתושים הגופות. לא ניתן לחשב קצב השידור עבור שילובי מינים-הטמפרטורה ללא גוף ZIKV-חיוביות.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aedes aegypti ידועה כמו וקטור המוסמכת ZIKV לפחות תחת תנאי אקלים טרופי12. לכן, אנחנו משתמשים Ae. aegypti כפקד חיובי להקים וזמינותו לנתח מס הכנסה, כמו גם TRs-בטמפרטורת דגירה של 27 ° C ולחות של 80%. IR ו TR הוגדרו תיאר כאמור מאת פורטונה ואח. 13. תיגר Ae. aegypti הראה IR של 50% ו 72% ו TR של 42% ו- 31%-14 ל-21 יום פוסט זיהום (dpi), בהתאמה (איור 1A ו 1B). לאחר מכן, יתושים האירופית נבדקו עבור זיהום ZIKV ושידור באמצעות תנאי אקלים טרופי, כמו גם ממוזג.

בטמפרטורת דגירה 27 ° C, מינים יתושים כל הראו זיהום ZIKV 14 dpi, כמו גם dpi 21, למעט יחידים Cx. עמ' מצויה ו- Cx-torrentium , אשר היו חיוביות ב- 14 dpi בלבד. כל המינים אאדס הראה מס הכנסה גבוה יותר (בין 50% ל- 72%) כמו גם ריכוז גבוה יותר של RNA נגיפי (106 עד 10 דגימות עותקים/יתוש9 RNA) בהשוואה taxa שונים כולכית , שחשף מס הכנסה הנעים בין 0 % ו-32% והמון ויראלי של 103 -104 RNA עותקים/יתוש דגימות. כל המינים אאדס מוצג ZIKV-חיוביות רוק (TR 13 – 42%), בעוד אף אחד דגימות רוק מן taxa כולכית הכילה ZIKV (איור 1A ו 1B). מעניין, קצב שידור ב- 21 dpi היו דומים ב Ae. aegypti ו Ae. albopictus מגרמניה (30%), אך היו נמוכות משמעותית ב- Ae. albopictus מאיטליה (13%).

דגירה של יתושים מאותגר בטמפרטורה מתונה של 18 ° C נחשף בדרך כלל וירוס התחתון טוען המין Aedes (104–106 RNA עותקים/יתושים) וכן את taxa כולכית שונים (102 –104 RNA עותקים/יתושים). עם זאת, בטמפרטורת דגירה 18 ° C, שידור של ZIKV נצפתה לא עבור כל המינים יתושים חקר.

figure-results-1
איור 1: קצב שידור של יתושים נגועים השפעול ZIKV. תוצאות של מחקרים כשירות וקטור עם ZIKV במינים שונים נגד יתושים. 6 taxa יתושים שונים היו נגועים ZIKV, מודגרות עד 27 ° C או 18 ° C 14 (א) או 21 ימים (B). TR מוגדר כמספר של יתושים עם הרוק ZIKV-חיובית לכל מספר חיובי ZIKV יתושים הגופות. המספר הכולל של יתושים חקר היה 856, עם מינימום של 30 אנשים בגין taxa נקודה/טמפרטורה/יתושים כל הזמן. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

בעבר הוכח כי התוצאות המתקבלות עם ריור בכפייה עולים בקנה אחד עם קלאסית ניסויים מחדש האכלה6. עם זאת, מחדש האכלה ניסויים והן בשיטה שלנו הציג ריור בכפייה, זה בלתי אפשרי ישירות הוכחה פעילות ריור או לפקח על שחרורו של הרוק. כדי להוכיח פעילות ריור, דגימות נבדק עבור רכיבים אחרים להציג הרוק (למשל., חלבונים, פחמימות, וכו '.). יתר על כן, qPCRs נוספים תאפשר איתור נגיפי RNA עותקים. זאת, לעומת זאת, דורשת פיצול של דגימות רוק עבור ניתוחים שונים, אשר עשוי להגביל רגישות בשן וזמינותו תרבות תא במקרה של מספרי החלקיקים נמוך מאוד. בתורו, זה עלול להוביל underestimation של קצב שידור נחוש.

לתוצאות לשחזור, זה הכרחי להבטיח כי כל היתושים להישאר בחיים עד סוף הניסוי. זה נשלטת על ידי חזותית ניטור פעילות תנועת הגוף של היתושים. בנוסף, השימוש בעיקרון וזמינותו ריור עבור זן יתושים נתון יש להיבדק על ידי האכלה לשלוט וירוסים, אשר ידועים להיות מועבר על ידי מינים יתושים הספציפי הזה. ולהיפך, כל וירוס מוחדרים ניסוי צריך להיבחן. יתוש רגישים.

מבחני ריור בכפייה יש יתרונות רבים. מספר גבוה של יתושים יכול להיבדק בו זמנית על להצטננות הבסיס בתנאים מתוקננים מבוקרים מבלי לגרום להתנגשויות עם תקנות רווחת בעלי חיים9.

השיטה משמשת מספר מעבדות. עם זאת, כיוונוני המדויק עשויים להיות שונים, אשר יכול להוביל הבדלים בתוצאות בין מעבדות. מרכיב קריטי אחד הוא נימי כדי לאסוף את הרוק, אשר יכול להיות עשוי זכוכית14 או פלסטיק15. עמידה בהוראות הבטיחות גבוהה של insectary רמה 3 אבטחה, השתמשנו טיפים מסנן מפלסטיק במקום נימי זכוכית, ובכך להקטין את הסיכון לפציעות. יתר על כן, מסנן טיפים יש יתרון כי הנוזל נאסף ניתן בקלות להעביר באמצעות פיפטה.

ההתקנה של וזמינותו ריור בכפייה המובאת כאן מבוסס על שני החוקרים עובדים ביחד ושיתוף חובות. Demobilizing של היתוש מבוצעת על ידי אדם אחד, בעוד השני בו זמנית מכין את הכיוונון ריור בכפייה. זו מפחיתה את זמן הטיפול, ממזער את הסיכון באופן משמעותי מדגם מיתוג כמו שינוי בין שהשתחררתי-העבודה ריור-הצלחת אינה נחוצה. יתר על כן, היא מאפשרת הצבת היתושים על המכשיר ריור בכפייה מיד אחרי שהשתחררתי. יתוש הקצרים זה טיפול זמן חיוני מוצלחת ריור בכפייה. לבסוף, היתושים ניתן לנטר באופן ישיר על תנועתיות לאורך כל הניסוי כולו.

וזמינותו ריור המובאת כאן משמש כדי לקבל תובנות לגבי הפוטנציאל וקטור של מינים יתושים. עם זאת, כדי לענות על שאלות ספציפיות אחרות (למשל., המספרים של עקיצות יתושים הדרושות כדי להדביק בעלי חוליות), חיה ניסויים עדיין ייתכן שיהיה צורך.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים אין לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מודים אלה Weinert, מישל הלמס, Marlis Badusche לסיוע טכני מעולה, ג'סיקה Börstler עבור ניתוחים של יתושים כולכית , נורברט בקר, ביורן Pluskota לאספקת ביצים אדס , אולי Vapalahti עבור מתן המניה וירוס. ML נתמכה על ידי האגודה לייבניץ; הענק מספר המסור-2014-SGN-3.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
הזרקה + הזרקת שינהמתמטית + כלוב
Bugdorm-1חנות Dorm צינורות
גידול דרוזופילהקארל רוטPK11.2בקבוקון פלסטיק ליתושים
תקע לצינורות גידול דרוזופילהקארל רוטPK15.1
קלסר תא אקלים קבועKBF-240
דם אנושי בנק, פג תוקפו, לא שמיש ליישום רפואי
Dumont-Pincette אלקטרוני SSDumontB40c
תאי VeroBNITM
שואב אור פלאשBioquip2809
סרטללא ספק ספציפי
כפפות ללא אבקה של Gammex עם AMTAnsellמטעמי בטיחות הדרושים במהלך העבודה עם דקירות במעבדת BSL3
RealStar Zika Virus RT-PCR-Kitaltona אבחון591013
MagMax Pathogen RNA / DNA ערכתThermo fisher 4462359 מדעיRNA של גופי יתושים
Qiamp viral RNA Mini KitQiagen52906RNA-בידוד של
מסנן סופרנטנט טיפים (20 ומיקרו; L)Sarstedt701,116,210חתוך את 3 מ"מ הראשונים של מערבל
המנוע הידקארל רוטנמכר מיקרו
עליים למיקסר מנוע ידקארל רוטCXH8.1
DMEMP0403550
L גלוטמין פניצילין / סטרפטומיציןPANP0819100
אמפוטריצין BPANP06-0110
פרוקטוזקארל רוט4981.5
פוספט חוצץ מלחPANP04-36500
FBSPAN
נתרן PyruvatPANP0443100
MEM NAAPAN
Hemotek מזיןHemotekPS6
Light CyclerRoche480 II
Light Cycler SoftwareRoche480 SW 1.5.1
חימרללא ספק ספציפי
King Fisher Flex Purification SystemThermoFisher scientific
Aedes albopictusביצים נאספו בפרייבורג, גרמניה
משקפתMOTICSMZ-168
אור דו-עיניMOTIC MLC-150C
CO2-Incubatorתרמו מדעיMIDI 40
גידול חרקים דבק דו צדדי P0832100 דוגמנות

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Musso, D., Gubler, D. J. Zika Virus. Clinical Microbiology Reviews. (3), 487-524 (2016).
  2. World Health Organization Regional Office for Europpe (WHO/Europe). No Title. , Available from: http://www.euro.who.int/en/health-topics/emergencies/zika-virus/technical-reports-and-guidelines-on-zika-virus/zika-virus-technical-report.-interim-risk-assessment-for-who-european-region (2016).
  3. Epelboin, Y., Talaga, S., Epelboin, L., Dusfour, I. Zika virus: An updated review of competent or naturally infected mosquitoes. PLOS Neglected Tropical Diseases. 11 (11), e0005933(2017).
  4. Aliota, M. T., Peinado, S. A., Osorio, J. E., Bartholomay, L. C. Culex pipiens and Aedes triseriatus Mosquito Susceptibility to Zika Virus. Emerging Infectious Diseases. (10), 1857-1859 (2016).
  5. Turell, M. J., Linthicum, K. J., Patrican, L. A., Davies, F. G., Kairo, A., Bailey, C. L. Vector competence of selected African mosquito (Diptera: Culicidae) species for Rift Valley fever virus. Journal of Medical Entomology. 45 (1), 102-108 (2008).
  6. Cornel, A. J., Jupp, P. G. Comparison of three methods for determining transmission rates in vector competence studies with Culex univittatus and West Nile and Sindbis viruses. Journal of the American Mosquito Control Association. 5 (1), 70-72 (1989).
  7. Hurlbut, H. S. Mosquito salivation and virus transmission. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 15 (6), 989-993 (1966).
  8. Anderson, S. L., Richards, S. L., Smartt, C. T. A simple method for determining arbovirus transmission in mosquitoes. Journal of the American Mosquito Control Association. 26 (1), 108-111 (2010).
  9. Heitmann, A., Jansen, S., Lühken, R., Leggewie, M., Badusche, M., Pluskota, B., et al. Experimental transmission of Zika virus by mosquitoes from central Europe. Eurovsurveillance. 22 (2), (2017).
  10. Hierholzer, J. C., Killington, R. A. Virus Isolation and Quantitation - Virology methods manual. , (1996).
  11. Horzinek, R. W., Marian, C. Kompendium der allgemeinen Virologie. Zentralblatt für Veterinärmedizin R A. 32 (1-10), 480(2010).
  12. Richard, V., Paoaafaite, T., Cao-Lormeau, V. -M. Vector Competence of French Polynesian Aedes aegypti and Aedes polynesiensis for Zika Virus. PLOS Neglected Tropical Diseases. 10 (9), (2016).
  13. Fortuna, C., Remoli, M. E., Di Luca, M., Severini, F., Toma, L., Benedetti, E., et al. Experimental studies on comparison of the vector competence of four Italian Culex pipiens populations for West Nile virus. Parasites & Vectors. 8, 463(2015).
  14. Weger-Lucarelli, J., Rückert, C., Chotiwan, N., Nguyen, C., Garcia Luna, S. M., et al. Vector Competence of American Mosquitoes for Three Strains of Zika Virus. PLOS Neglected Tropical Diseases. Turell, M. J. 10 (10), (2016).
  15. Dubrulle, M., Mousson, L., Moutailler, S., Vazeille, M., Failloux, A. -B. Chikungunya virus and Aedes mosquitoes: saliva is infectious as soon as two days after oral infection. PLOS ONE. 4 (6), e5895(2009).

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Forced SalivationVector CompetenceMosquito SalivaZika VirusMosquito FeedingCytopathic EffectVero CellsTCID50 AssaySaliva CollectionMosquito Incubation

מאמרים קשורים