Method Article

רכישת נתונים וניתוח בברטומטריה תגובה מעורר בעכברים

DOI:

10.3791/59200

⸱

May 10th, 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Experimental Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices, 2KBRwyle GmbH, 3Cognitive Neurophysiology, Department of Psychiatry and Psychotherapy, Faculty of Medicine, University of Cologne, 4Molecular and Cellular Cognition, German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), 5Institute of Neurophysiology, Faculty of Medicine, University of Cologne, 6Federal Institute for Drugs and Medical Devices (BfArM), 7Thescon GmbH

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

גזע המוח מעורר תגובה audiometry הוא כלי חשוב נוירופיזיולוגיה קלינית. כיום, גזע המוח התגובה עורר מאומטריה הוא גם מיושם במדע הבסיסי מחקרים טרום קלינית מעורבים הן מודלים תרופתי וגנטי בעלי חיים. כאן אנו מספקים תיאור מפורט של איך התגובות שמיעתי גזע המוח ניתן להקליט וניתח בהצלחה בעכברים.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

גזע המוח מעורר תגובת אודיו (בע) היא בעלת רלוונטיות מרכזית בנוירופיזיולוגיה קלינית. כמו הפוטנציאל הגדול ביותר (EP) טכניקות, כגון פוטנציאל מעורר חזותית (veps) או הפוטנציאל מעורר המגע (seps), הפוטנציאלים מעורר השמיעה (aeps) מופעלות על ידי הצגת חוזר של גירויים זהים, ה (EEG) תגובה המתקבלת בממוצע, וכתוצאה מכך מובחנות חיובית (p) ושלילית (n). בבני אדם, הן השרעת והן את ההשהיה של פסגות בודדות ניתן להשתמש כדי לאפיין שינויים מהירות סנכרון והולכה בתוך המהירות העצבית הבסיסית. וחשוב מכך, aeps מיושמים גם במדע בסיסי פרה לזהות ולאפיין את תפקוד השמיעה במודלים תרופתי וגנטי בעלי חיים. עוד יותר, מודלים בעלי חיים בשילוב עם בדיקות תרופתי מנוצלים כדי לחקור את היתרונות הפוטנציאליים לטיפול באובדן שמיעה בלתי מבוקר (למשל, גיל או רעש המושרה שמיעה). כאן אנו מספקים תיאור מפורט ואינטגרטיבי של כיצד להקליט המוח השמיעה מעורר התגובות (ABRs) בעכברים באמצעות לחץ והטון פרץ יישום. מוקד ספציפי של פרוטוקול זה הוא על הדיור טרום ניסיוני בעלי חיים, הרדמה, ABR הקלטה, ABR תהליכים סינון, אוטומטי אדוה מבוסס משרעת פונקציה הצמיחה ניתוח, וזיהוי השהיה.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

היבט מרכזי של פיזיולוגיה המוח היא יכולתה לעבד מידע סביבתי וכתוצאה מכך פלט פנימי או חיצוני שונים, כגון למידה, זיכרון, תגובות רגשיות, או תגובות מוטורי. גישות נסיוניות ואבחון שונות ניתן להשתמש כדי לאפיין את התגובה האלקטרולוגית של סוגי תאים עצביים בודדים או אשכולות/הרכבים של נוירונים בתוך מעגלים עצביים הקשורים גירוי. טכניקות האלקטרופיזיולוגיות הללו מכסות מימדים שונים של מידות על המיקרו-, מזו-ו-macroscale1. רמת מיקרוסקאלה כוללת מתח ומלחציים הנוכחית גישות במצבים שונים מלחציים טלאי באמצעות, למשל, תרבותי או בחריפות מאוד נוירונים1. אלה בטכניקות מחוץ לגופית לאפשר אפיון של ישויות נוכחיות הנוכחי ואפנון תרופתי שלהם2,3. חיסרון חיוני, עם זאת, הוא חוסר מידע מערכתי לגבי אינטגרציה מיקרו המעגלים מידע ועיבוד. ליקוי זה הוא להתגבר חלקית על ידי טכניקות מבחנה של מזוקנה, כגון מערכים רב אלקטרודה אשר מאפשרים הקלטות בו multielectrode בו לא רק הנוירונים בתרבית, אלא גם בפרוסות מוח חריפה4, 5. בעוד מיקרופרטירים ניתן לשמור בפרוסות המוח במידה מסוימת (למשל, בהיפוקמפוס), התקשרויות לטווח ארוך בדרך כלל אבדו6. בסופו של דבר, כדי לחקור את הקשרים הפונקציונליים בתוך מכלולים עצביים, מערכתי בטכניקות vivo electroפיסיולוגיים על סולם המקרו הם השיטה של בחירה7. גישות אלה כוללות, בין היתר, משטח (אפידורל) ועמוק (גרם) הקלטות EEG אשר מתבצעות בשני בני אדם ודגמי בעלי חיים1. אותות EEG מבוססים בעיקר על הקלט הסינפטיות מסונכרן על הנוירונים שיניים בשכבות בקליפת המוח שונים שיכולים להיות מעכבות או מרגש בקרן, למרות הדומיננטיות הכללית של קלט מרגש8. לאחר סינכרון, מרגש הפוטנציאל המבוסס על משמרות מבוסס על שדות חשמל החילוץ מסוכם ליצור אות של כוח מספיק כדי להיות מוקלט על הקרקפת באמצעות אלקטרודות משטח. בעיקר, הקלטה הקרקפת לזיהוי מן האלקטרודה היחידה דורשת את הפעילות של 10000 של הנוירונים באמצע הפירמידה ואת הארמנטריום מורכבים של התקנים טכניים וכלי עיבוד, כולל מגבר, מסנן תהליכים (המסנן נמוכה לעבור, מסנן מעבר גבוה, מסנן חריץ) ואלקטרודות עם מאפייני מנצח ספציפיים.

ברוב המינים בעלי החיים הניסיוניים (כלומר, עכברים וחולדות), הגישה האנושית המבוססת על EEG הקרקפת היא טכנית לא ישים, כמו האות שנוצר על ידי קליפת בסיס הוא חלש מדי בשל מספר מוגבל של נוירונים מסונכרנים הפירמידה9, 10,11. ב מכרסמים, פני השטח (קרקפת) אלקטרודות או אלקטרודות תת עורי הם מזוהמים באופן חמור על ידי אלקטרוג ' ובאופן מיידי הממצאים אלקטרו yoגראם שעושים הקלטות EEG באיכות גבוהה בלתי אפשרי9,11, 12. כאשר משתמשים בעכברים הנעים ללא הגבלה בחופשיות וחולדות, ולכן חובה להקליט ישירות מקליפת המוח באמצעות אלקטרודות אפידורל או ממבני הגרם העמוקים כדי להבטיח את החיבור הפיזי הישיר של קצה החישה של אלקטרודה מובילה/מושתל לאשכולות האותות העצביים של תאים. אלה גישות EEG יכול להתבצע או מרסנת קשורה מערכת ההתקנה או באמצעות שימוש בלתי מרסן שולחן רדיו EEG הגישה לגשת9,10,11. שתי הטכניקות יש את היתרונות והחסרונות שלהם והוא יכול להיות גישה רבת ערך באפיון האיכותי והכמותי של התפיסה רגישות/תפיסה של פעילות, מעגלי קצב, אדריכלות שינה, פעילות מנדנוד, וסנכרון, כולל ניתוח תדר זמן, ניתוח מקור, וכו '9,10,13,14,15,16,17.

הואיל ומערכות קשורות וטלמטריה רדיו מאפשרות הקלטות EEG תחת תנאי הרחקה/הרחקה או שאינם מרסמו, בהתאמה, תנאים ניסיוניים קשורים אינם תואמים את הדרישות עבור הקלטות ABR. הביקוש האחרון לגירויים אקוסטיים המוגדרים שוב ושוב לאורך זמן עם עמדות מוגדרות של רמקול ובעלי חיים ניסיוני ורמות לחץ קול מבוקרת (SPLs). זה יכול להיות מושגת על ידי קיבעון הראש תחת תנאי מרסנת או בעקבות הרדמה18,19. כדי להקטין את הלחץ הניסיוני, בעלי חיים מורדם בדרך כלל במהלך הניסויים abr, אבל יש לראות כי הרדמה יכול להפריע עם19ר',20.

כמאפיין כללי, EEG הוא בנוי על תדרים שונים בטווח מתח של 50-100 μV. תדרי רקע והגברה מאוד תלויים במצב הפיזיולוגי של החיה הניסיונית. במצב ער, ביתא (β) ו גמא (γ) תדרים עם משרעת תחתונה לשלוט מראש. כאשר בעלי חיים הופכים מנומנם או נרדם, אלפא (α), תטא (θ), ו דלתא (δ) תדרים להתעורר, מציג הגביר EEG משרעת21. פעם ערוץ חושי (למשל, מסלול אקוסטי) מגורה, הפצת מידע מתווכת באמצעות פעילות עצבית דרך מערכת העצבים ההיקפית והמרכזית. גירוי חושי כזה (למשל, אקוסטי) מעורר תגובות EPs או מעורר תגובה. בעיקר, פוטנציאל הקשורות לאירועים (ERPs) הם הרבה יותר נמוך משרעת מ EEG (כלומר, כמה מיקרוולטים בלבד). כך, כל מערכת ERP בודדת המבוססת על גירוי אחד יאבדו נגד השרעת הגבוהה יותר EEG הרקע. לכן, הקלטה של מערכת ERP דורשת את היישום החוזר של גירויים זהים (למשל, קליקים בהקלטות ABR) והבאים בממוצע כדי לחסל כל פעילות רקע EEG וחפצים. אם הקלטות ABR מתבצעת באמצעות בעלי חיים מורדם, קל להשתמש באלקטרודות תת עורי כאן.

בעיקר, AEPs כוללים EPs השהיה קצר, אשר בדרך כלל קשורים ABRs או הברה, ועוד, מאוחר יותר פוטנציאל התקדמות כגון השהיה EPs (תגובות השהיה [MLR]) ו-EPs השהיה ארוך22. וחשוב מכך, ההפרעה בעיבוד המידע של מידע השמיעה היא לעתים קרובות תכונה מרכזית של מחלות נוירופסיכיאטריות (מחלות מדיאואזיות, סכיזופרניה וכדומה) ומשויכת ל-aep שינויים23,24 ,25. בעוד חקירות התנהגותיות מסוגלים רק חשיפת ליקוי פונקציונלי, מחקרים aep לאפשר ניתוח זמן מדויק של תפקוד שמיעתי הקשורים מבנים נוירואנטומיים ספציפיים26.

ABRs כמו מוקדם, השהיה קצר באופן מהיר מזוהים בדרך כלל על ידי בינוני עד high-אינטנסיבי יישום לחץ, וייתכנו עד שבע פסגות ABRS (WI-wVII). הגלים החשובים ביותר (WI-wV) קשורים המבנים הנוירואנטומיים הבאים: WI לעצב השמיעה (החלק המרוחק, בתוך האוזן הפנימית); WII אל הגרעין של שבלול (החלק האבובי של עצב השמיעה, הפסקת גזע המוח); WIII לקומפלקס האוליארי העליון (SOC); WIV אל הלגול הצדדי (LL); WV כדי להפסיק את הלמנוס לרוחב (LL) בתוך הקולקולוס הנחותים (IC) על הצד השני צלעות27 (איור משלים 1). יצוין כי WII-wV צפויים להיות יותר ממבנה אנטומי אחד של מסלול השמיעה העולה לתרום להם. בעיקר, הקורלציה המדויקת של הפסגות והמבנים הבסיסיים של דרכי השמיעה עדיין לא הובהר במלואו.

ב audiology, ניתן להשתמש ב-abrs ככלי הקרנה ואבחון עבור ניטור כירורגי28,29. זה החשוב ביותר עבור זיהוי של הדיסקוזיס, הhyp, ו אלזיס (למשל, באובדן שמיעה הקשורות לגיל, אובדן רעש המושרה שמיעה, אובדן שמיעה מטבולית ומולדים, ו הפסד אסימטרי שמיעה ושמיעה כתוצאה מומים או מומים, פציעות ונצורות. ABRs גם רלוונטיים כמבחן הקרנה עבור ילדים לקויי היפראקטיבי, מבחינה אינטלקטואלית או עבור ילדים אחרים שלא יוכלו להגיב לaudiometry קונבנציונאלי (למשל, במחלות נוירולוגיות/פסיכיאטריות כגון ADHD, MS, אוטיזם וכו '29 , 30) ו בפיתוח והתאמה כירורגית של שתלים שבלול28. בסופו של דבר, abrs יכול לספק תובנה רבת ערך לתוך תופעות לוואי פוטנציאליות של נוירופסיכופרמצבטיקה, כגון antiepileptics31,32.

הערך של התרגום של ידע נוירולוגי המתקבל מדגמי עכבר תרופתי או טרנסגניים לבני אדם כבר הפגינו הגדרות רבות, במיוחד ברמה של ERPs בתבניות השמיעה של עכברים וחולדות33, 34,35. תובנה חדשה שונה AEPs מוקדם ושינויים משויכים בעיבוד מידע שמיעתי בעכברים וחולדות יכול ובכך להיות מתורגם לבני אדם והוא בחשיבות מרכזית אפיון והקלדה של שמיעתי, נוירולוגי, ו מחלות נוירופסיכיאטריות בעתיד. כאן אנו מספקים תיאור מפורט של כמה ABRs ניתן להקליט וניתח בהצלחה בעכברים עבור מדעי בסיסי, רעילות, ואת המטרות הפרמקולוגית.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל הליכי החיות בוצעו על פי ההנחיות של המועצה הגרמנית לטיפול בבעלי חיים וכל הפרוטוקולים אושרו על ידי הוועדה המקומית והמוסד הלאומי לטיפול בבעלי חיים (Landesamt ר ' נאטור, האומה, ורראוצ'רשיץ, מדינה משרד צפון ריין-וסטפאליה, המחלקה לטבע, סביבה וצרכנות (LANUV NRW], גרמניה). המחברים מאשרים עוד כי כל הניסויים בבעלי חיים בוצעו בהתאם למכונים הלאומיים למדריך בריאות לטיפול ולשימוש בבעלי חיים מעבדתיים (בפרסומים מס ' 80-23) מתוקן 1996 או בעלי חיים בבריטניה (הליכים מדעיים) 1986 והנחיות משויכות, או הנחיית מועצת הקהילות האירופית ב -24 בנובמבר, 1986 (86/609/EEC) ובספטמבר 22, 2010 (2010/63/האיחוד האירופי). מאמץ ספציפי נעשה כדי למזער את מספר בעלי החיים ששימשו וסבלו (3R [החלפה, הפחתה, ועידון] האסטרטגיה).

1. בעלי חיים ניסיוניים

  1. מבחר בעלי חיים ניסיוניים ומינים
    1. לבצע מחקרים ABR בתוך מכרסמים/דגמי מכרסמים (כלומר עכברים או חולדות) הממלאות את הדרישות של הומולוגיה, איזומורפיזם, וחיזוי הקשורות למחלה אנושית ספציפית. מדובר בחשיבות מסוימת במונחים של היבטים בסיסיים במדעי המוח.
      הערה: שקול כי זמין עכבר שונים וזנים עכברוש יכול להראות הבדלים פיסיולוגיים הבסיסי מאפייני פתופסולוגי36,37,38. אלה העכבר/שורה החולדה הקשורים specificities צריך להילקח בחשבון בתכנון ניסיוני.
    2. לשקול את העכבר-והעכברוש-מאמץ שינויים ספציפיים בפיזיולוגיה ופרמקולוגיה שעלולה להיות השפעה על ניסויים אלקטרופיסיולוגיים (למשל שינוי רגישויות הרדמה, הקצב מעגליות, [אודיוגניים] תפיסת הרגישות, גיל, ורקע גנטי)39,40,41,42.
    3. כלול את הריבוד הספציפיות למגדר בעיצוב הלמידה. זכור כי המחזור האסטרוס יכול להשפיע באופן חמור על הרגישות הרדמה, מרכזי הקצב, תלות אחראי, ואת הפעילות תפיסה (ויהיו שמיעתי) ו חושי (שמיעתי) עיבוד מידע43,44 , 45. לפיכך, בצע ניתוח ספציפי למין.
      הערה: הגבל לעכברים זכרים אם הקיבולת הפיננסית והניסיונית מוגבלת, אם כי פרמטרים נוירולוגיים שונים מנשים המרכיבה על אופניים בדרך כלל לא נראה להציג השתנות מוגברת בהשוואה לזכרים46.
  2. דיור וטיפול בבעלי חיים
    1. עכברי בית או עכברושים בכלובים מאווררים באופן אינדיבידואלי בתוך מתקן בעל חיים.
    2. הזיזו את החיות הנסיוניות ממתקן החי כדי לאוורר ארונות הממוקמים בחדרי מעבדה מיוחדים המיועדים להרדמה, מיקום אלקטרודות ABR והקלטות ABR.
    3. ודא כי בעלי החיים שוכנו בארון מאוורר תחת תנאים סביבתיים סטנדרטיים (כלומר, עם טמפרטורה של 21 ± 2 ° צ', 50%-60% לחות יחסית, ו קונבנציונאלי 12/12 h מחזור אור/כהה). הרשו לבעלי החיים להסתגל ולהתאים לתבנית מעגליות זו לפחות 14 יום לפני הניסויים הבאים.
    4. השתמש בכלובים פוליקרבונט ברור סוג II (26.7 ס מ x 20.7 ס"מ x 14.0 ס"מ, שטח של 410 ס"מ2) עבור עכברים בתים בקבוצות של 3-4 ולהשתמש בכלובים פוליקרבונט ברור סוג III (42.5 ס מ x 26.6 ס"מ x 18.5 ס"מ, שטח של 800 ס"מ2) עבור חולדות. ספק גישה לפרסומות למים לשתייה וכדורי מזון סטנדרטיים.
    5. הימנע הפרדה/בידוד של בעלי חיים ניסיוניים לפני ואחרי הקלטות ABR כמו בידוד יכול להפעיל לחץ חמור המשפיעים על תוצאות הניסוי. כך, למקם את החיות בחזרה לכלוב הבית שלהם לאחר הרדמה, ABR מיקום אלקטרודה, ו ABR הקלטות.
    6. אין להחיל תנאי דיור פתוחים כפי שהם כפופים למגוון של חסרונות ניסיוניים, בעיקר בלימודי שמיעה. ארונות מאוורר, במקום זאת, להגן מפני מתח אקוסטי לפני ובין הליכים שמיעתי ניסיוני אשר יכול אחרת להוביל לאיבוד שמיעה (g., המושרה רעש אובדן שמיעה) ובכך להשפיע על תוצאות.
    7. לנצל את העכבר-ו-עכברוש ספציפי הסניטריים, הרדמה, וציוד טכני כך לא עכברים ולא חולדות יכול לחוש את הנוכחות של השני כמו תפיסה חושית הדדית של מין מתחרה עשוי להצמיח ואצת לבול גורמים במחקרים.

2. הרדמה לעכבר

  1. לבצע הרדמה באמצעות הרדמה להזרקה. הכינו שילוב של קטמין הידרוכלוריד (מינון מכרסמים: 100 מ"ג/ק"ג) ו-xylazine הידרוכלוריד (מינון מכרסמים: 10 מ"ג/ק"ג) ב 0.9% הפתרון או הצלצול של החיה ולהזריק intraperitoneally בעלי החיים מבוסס על משקל הגוף שלה.
    הערה: הרדמה באמצעות isofלינה אינו מומלץ כמו הליך ABR בדרך כלל דורש תא החליש קול וכלוב פאראדיי, וכתוצאה מכך מגבלות מרחבית בתוך הגדרת ההקלטה. למרות מפעל הרדמה רבים על מערכת NMDA וכמובן להשפיע על תוצאות ההקלטה ABR, גישה מרסנת ללא הרדמה בהקלטות ABR אינו מומלץ כמו נוהלי הרחקה תחת התודעה לגרום למתח דרמטי לבעל החיים, עם היווצרות חפץ חמור לאחר מכן ב-ABRs.
  2. להתבונן בעלי החיים בזהירות לעומק ההרדמה על ידי ביצוע צביטה זנב, צביטה ברגל, וניטור קצב הנשימה (עכברים: 150-220 נשימות/דקות). בדוק אם יש צורך בנשימה אפשרי ולנטרל.
    הערה: קווי עכבר שונים או מודלים של עכבר תרופתי יכולים להפגין רגישויות שונות להרדמה. אותו הדבר נכון גם לגבי דגמי העכבר המוטאנטים. צנרור לא מחייב בהגדרה ניסיונית זו ולא מומלץ. כמו צנרור מגביר את הסיכון של טראומה לקנה הנשימה וזיהום, היתרון/הסיכון של צנרור האנדוקנה במהלך ההליך ABR הוא שלילי.

3. היבטים כלליים של הסדרי הרדמה ומכשור

  1. החלת חמימות משלימה במהלך ואחרי הקלטות ABR באמצעות שמיכת הסקה הביתה לשמור על טמפרטורת הגוף של החיה הליבה. שמרו על השני ב-36.5-38.0 ° צ' (98.6-100.4 ° פ').
    הערה: היפותרמיה היא גורם סיכון במכרסמים קטנים בשל היחס הגבוה שלהם של משטח הגוף (הגוף משטח העכבר = 10.5 x (משקל g)2/3; גוף החולדה משטח = 10.5 x (משקל g)2/3) לנפח הגוף.
  2. כסו את עיני בעל החיים עם משחה מלאכותית מבוססת על נפט או 5% דקפאננול במהלך תהליך ההקלטה ABR כולו כדי להימנע מייבוש הקרנית. המשך בהליך זה עד שהרפלקס המהבהב ישוחזר במלואו.
  3. לחטא את המכשירים הניסיוניים (לראות את הטבלה של חומרים) באמצעות חיטוי או חיטוי.
    הערה: מומלץ לעשות שימוש בחיטוי מכשיר כירורגי המבוסס על חום עם חרוזי זכוכית.
  4. למיקום מדויק של האלקטרודה ABR, להשתמש במיקרוסקופ כירורגי להגדלה כירורגית עם מקור אור קר לתאורה אינטנסיבית באמצעות גמיש או תמיכה עצמית מדריכים מטלטלין אור.
  5. השתמש במעיל מעבדה נקי, מסכת פנים, כיסוי ראש וכפפות סטריליות במהלך טיפול בבעלי חיים ניסיוניים וניסויים.
    הערה: כלים ואספקה אופטימליים יכולים להשתנות בין מעבדות ולעמוד בתקנים ספציפיים למעבדה ומוסדיים.

4. הקלטות ABR

הערה: הפרוטוקול המתואר כאן מבוסס על מערכת ABR זמינה מסחרית להקלטות שמיעה ושמיעה. חשוב מכך, השאלה המדעית להיות ממוען חייב לעמוד במפרט הטכני של מערכת ABR בשימוש. ניתוח ABR של הקלטות שמיעה, למשל, ניתן להשתמש כדי לחקור את הקידוד לרוחב של גירויים שמיעתי במסלול השמיעה וללמוד סימטריה לרוחב היקפי מחלות נוירופסיכיאטריות.

  1. בצע כיול של תדרי גירוי בכל יום של הקלטה על-ידי הצבת מיקרופון המחובר למגבר מקדם ולמערכת העיבוד (עיין בטבלת החומרים) בתוך התא החליש את הצליל במיקום הנכון התמצאות שבה האוזן הניסיונית תהיה ממוקמת.
    1. הפעל את מגבר הקדם המחובר למיקרופון לפחות 5 דקות לפני הכיול כדי לאפשר את השפה המועטה של המערכת.
    2. . תדליק את האולוסקופ
    3. הצב את המיקרופון המחובר למגבר מקדים בתוך התא המחליש של הצליל כדי לחקות את האוזן הניסיונית.
    4. פתח את תוכנת העיבוד והרכישה הזמינה מסחרית (עיין בטבלת החומרים).
    5. בחר בקובץ הכיול Cal200K בתוך התוכנה כדי להפעיל את מצב קביעת התצורה של הכיול ובחר פרמטרים בהתאם לתנאים הניסיוניים.
    6. השתמש במערכת המעבד כדי לבצע את פרוצדורת הכיול. ודא כי המפרט הטכני של המיקרופון והרמקול במונחים של מגבלות SPL, טווח תדרים והרמוניה של הפצה.
    7. בחר והפעל את פרוטוקול הגירוי המוגדר מראש ללחיצה.
    8. הפעלת SPL בלחיצה אחת (רצוי, SPL המרבי) כדי לוודא את הספקטרום של גירויים קול כפי שנותחו על ידי מקוון המרה פורייה מהירה (FFT) של מתאים האולוסקופ מתאימה לדרישות (טווח אנרגיה משמעותי).
    9. בחר והפעל את פרוטוקול הגירוי המוגדר מראש של פרץ הטון בטווח הריבית (לדוגמה, 1-42 kHz).
    10. אשר את ספקטרום התדרים של הגירוי האקוסטי המוקלט באמצעות מFFT ומקוונת.
      הערה: הכיול היומי של תדרי המערכת והגירוי הוא הכרחי כדי להבטיח שתדרי הגירוי ו-SPLs נמצאים בטווח העבודה המקובל.
  2. הניחו את העכבר המוקטן בתוך תא מחליש קול מרופד בקצף אקוסטי.
    הערה: החדרון כולו צריך להיות מכוסה על ידי כלוב פאראדיי (מתכת מתוצרת אישית או מסחרית) כדי להגן על הקלטות ABR מהפרעות חשמליות חיצוניות ולהגן עליהם מפני רעש.
  3. עבור ההקלטה של המוח השמיעתי שמיעה פוטנציאל השמיעה מעורר, הכנס העורי נירוסטה אלקטרודות בקודקוד, צירית של pinnae (חיובי [+] אלקטרודה) ו-ונטרופלרוחב של פינה ימין או שמאל (שלילי [-] אלקטרודה) בהתאם ל אוזן למדידה. להקלטות הבינשמיעה, הציבו את האלקטרודות השליליות בפינה הימנית והשמאלית. הצב את האלקטרודה הקרקעית בירך החיה (איור משלים 1).
    1. לפני ההוספה, טופס צורת וו בקצה של האלקטרודה פלדת אל-חלד כך הקיבעון העורי של האלקטרודות מובטחת47.
  4. בצע מדידות עכבה של כל האלקטרודות לפני כל הקלטה כדי לוודא מיצוב האלקטרודה הנכונה/מוליכות. השתמש בלחצן בדיקת עכבה על הבמה ארבעה ערוצים כדי לוודא כל רמת העכבה אלקטרודה.
    הערה: העכבה צריכה להיות פחות מ 5 kΩ.
  5. הקלטת ABRs תחת תנאי שדה חופשי באמצעות רמקול אחד (רוחב פס בתדר, למשל, ב-1-65 kHz) ממוקם 10 ס מ מול הרוסטרום של החיות (הקצה המוביל של הרמקול בניצב אל ציר השמיעה הפנימי של העכבר). ודא שהמיקום של העכבר הראשי/אוזני העכבר הוא זה של מיקרופון הכיול, בהתאם למרחק הספציפי שנבחר בין הרמקול למיקרופון במהלך הכיול.
    הערה: במקום תנאי שדה חופשי, ניתן גם להשתמש בצינורות האוזן. עם זאת, אמצעי זהירות ובדיקות מיוחדים נחוצים לקביעת SPLs בהגדרות אלה.
  6. תכנת את פרוטוקולי הגירוי של הקליקים והטון באמצעות תוכנה מתוכנתת או זמינה מסחרית (עיין בטבלת החומרים). הפרמטרים השונים התמריצים המפורטים להלן צריכים להתווסף לממשק המשתמש הגרפי הקשור.
    1. התחל עם התצורה של ישות הגירוי לחץ (כלומר, המשך הגירוי של 100 μs עם קוטביות מתחלפים [מעבר בין עיבוי לבין ואקום) לבין אנרגיה משמעותית מוגדר. השתמש בישות גירוי זו כדי לנתח ולקבוע ללחוץ על סף, סימטריה ABR של האוזן השמאלית והימנית, ABR W (I-IV) המוני, ו W (I-IV) השהיות מאוחר יותר.
    2. הפעל את התוכנה והשתמש בחלון קביעת התצורה כדי להוסיף את הפרמטרים של הגירוי בלחיצה. לחץ על ביצוע כדי להפעיל את הפרוטוקול.
    3. המשך עם התצורה של הישות הגירוי השני, שהוא פרץ 4.5 ms (sinusoidal הדופק ארעי) של קוטביות לסירוגין עם העלייה המעטפה Hann וזמני הסתיו של 1.5 ms כל אחד (שער/משך זמן המשך). שקול את משך פרץ הטון המינימלי של 3 אלפיות הזאת, במיוחד עבור התפרצויות צליל בתדר נמוך. השתמש בגירוי זה כדי לנתח ולזהות ספי שמיעה ספציפיים לתדר בכל גנוסוגים.
    4. בדומה צעד 4.6.2, השתמש בחלון קביעת התצורה כדי להוסיף הטון פרץ הגירוי פרמטרים ולחץ על הפעל כדי להפעיל את הפרוטוקול (כפי שצוין על-ידי היצרן48).
    5. עבור מחקרים פרץ טון, לתכנת את טווח התדר המתאים להיבדק בהתאם לשאלה המדעית (למשל, מ 1-42 kHz ב 6 kHz שלבים). ודא שטווחי התדרים החלים על היכולות הטכניות של הרמקול (במקרה זה, רמקול מגנטי רב-שכבתי עם רוחב פס בתדר של 1-65 kHz עבור תנאים בחינם או בשדה סגור).
    6. בממוצע, הגדר את מספר הגירויים האקוסטיים (לחיצות או צלילים), לדוגמה, ב-300x עם קצב של 20 Hz.
    7. להגדיל את SPLs ב 5 dB שלבים עבור קליקים ו 10 שלבים dB עבור התפרצויות טון, החל 0 dB עד 90 dB (הגדלת מצב SPLS).
      הערה: גם מצבי SPL הגדלה ופוחתת מתוארים בספרות. גודל השלב SPL עשוי להיות מותאם עקב שאלות מדעיות.
  7. לקבוע את משך רכישת נתונים ABR של 25 ms, החל בתקופה 5 ms הבסיסית לפני התפרצות אקוסטית בודדים (pre-ABR בסיס) ו עולה על 10 ms ABR בסעיף על ידי אחרת 10 ms בסיס (לאחר ABR בסיס) (איור משלימים 1 ).
  8. החל קצב דגימה מתאים לרכישת נתוני ABR (לדוגמה, 24.4 kHz) ומסנן bandpass (מעבר גבוה: 300 Hz, מעבר נמוך: 5 kHz) באמצעות מסנן באטרורת 6-מוט. הפעל את מסנן החריץ במידת הצורך.
    הערה: שיעור דגימה ומאפייני מסנן עשויים להיות מותאמים עקב דרישות נסיוניות.
  9. העבר את האותות הביוחשמליים התוצאות שנרשמו מהאלקטרודות התת-עורי לשלב הראש ועוד קדימה למגבר מקדים עם הגברה מתאימה (למשל, 20-קיפול).
  10. השתמש בתוכנת עיבוד מערכת ABR ספציפית כדי לתאם בקרת רמקולים ורכישת ABR, עיבוד, חישוב ממוצע וניהול נתונים.
  11. נסה לבצע את הפרוטוקולים ABR כולו (ללחוץ-והטון פרץ-שמיעה מעורר סף, משרעת שיא, וניתוח השהיה שיא, וכו ') בתוך כ 45 דקות. זה מתאים לזמן של הרדמה עמוקה באמצעות 100/10 mg קטמין/xylazine intraperitoneally.
  12. ודא כי הכיול, התיכנות/התאמות עבור הצגת גירוי ורכישה, הגדרות מסנן, וכו ' פועלים כמצופה לפני שההרדמה של בעל החיים וביצוע ההקלטה בפועל.

5. ניתוח ABR

  1. לחץ-והטון פרץ-מעורר שמיעה ABR ניתוח הסף
    1. לבצע זיהוי הסף האוטומטי על בסיס פרסומים מוקדמים כדי למנוע חוסר עקביות פוטנציאלי בקביעת הסף abr על ידי בדיקה חזותית/הערכה49,50,51,52.
    2. הגדר שלושה חלונות זמן ברורים (TWs) כדי לחשב את יחס אות לרעש (SNR): TW1 (0-5 ms), tw2 (5-15 MS) ו-tw3 (15-25 ms) (איור משלים 1).
    3. לחשב את סטיית תקן הרעש של הבסיס בתוך שני TWs שונים (כלומר, TW1 ו tw3) שם aeps לא נצפו. ניתן לבצע חישוב זה באמצעות תוכנה מתוכנתת.
    4. חישוב עבור כל מדידה SPL בתוך רשומת ABR הגדרת הן ממוצע ואת סטיית התקן עבור נתונים במאגר של TW1 ו-tw3.
    5. אפס את כל דגימות ההקלטה בנפרד לפי הממוצע המחושב התואם כדי להסיר היסט DC כלשהו.
    6. עבור קביעת הסף שמיעה, לזהות את SPL הנמוך ביותר (dB) שבו לפחות משרעת גל אחד ערך (WI-wIV) בחלון זמן התגובה abr (TW2) חרג מהקיפול של סטיית התקן שחושבה קודם לכן.
      הערה: אם לא התגלתה גל ABR לצורך ניתוח סף לחיצה ותדירות במהלך SPL המרבי, רמת הסף הנומינלית של 100dB מוקצית לאוזן.
  2. משרעת גל ABR וניתוח השהיית גל
    1. התנהלות גישה מבוססת אדוה באמצעות כובע מקסיקני אדוה כדי לקבוע את ההסדר הזמני הרציף של גלי (p) גלים (פסגות) כמו גם גלים שליליים (n) באמצעות ברירת המחדל אדוה על-ידי המרה אדוה רציפה (CWT) מבוסס אלגוריתם התאמת תבנית52 (איור משלים 1).
      1. מבחינה מתמטית, CWT מיוצג כדלקמן53.
        figure-protocol-1
        כאן, s (t) הוא האות, הוא קנה המידה, b הוא התרגום, ענבל(t) היא אדוה האם, ענבלa, b(t) הוא שינוי קנה מידה ומתורגם, ו C הוא מטריצה 2d של מקדמי אדוה.
    2. בתחילה, השתמש במדידה 55-dB של כל לרוץ ABR כדי לזהות את הפרמטרים בקנה מידה הטוב ביותר עבור כל גל להיות מועבר CWT, אשר התוצאות בשלושה כיתות: קשקשים 0.5-4 עבור כל n-גלים, 0.5-6 עבור כל p-גלים, ו 0.5-12 עבור WIV כפי שהוא הרחב נופף בתוך הדגימות
      הערה: 55 dB SPL נבחר כמו גלים הם בדרך כלל בולטים כאן והוא יכול להיות מזוהה באופן אמין.
    3. להוכיח את כל השיעורים כדי לזהות באופן אמין את המיקום הנכון רתים של wI-WIV בתוך כל 55 dB מדידות.
    4. כדי לקבוע ABR WI-WIV בסדר הזמני מדויק בתוך 55 dB מדידה, p-פסגות ו n-פסגות (בורות) מזוהים ברצף קבוע באמצעות מיקומים יחסיים של פסגות שזוהו בעבר כדי להגביל את חלון הזמן של סריקות העוקבות.
    5. לאחר כל תשעת הפסגות מזוהים ב 55 dB, השתמש בערכים קשורים כנקודות ההתחלה עבור מסגרת החיפוש הזמני עבור מדידות לחץ הקול הסמוך (50 dB ו 60 dB) לפני הזיהוי של פסגות 1-9 חוזר על עצמו.
    6. באופן זה, לקבוע p-ו n-פסגות של כל רמות dB (55-0 dB ו 60-90 dB) במידת האפשר. לאחר p-ו-n-שיא כבר לא מזוהה על ידי ניתוח אדוה, ההסדר הזמני שלה נקבע על ידי חישוב ההיסט הזמני של השיא לכל שיא אחר מזוהה ברמת dB הקודם.
    7. החלת ההיסט הזמני לפסגות לכל p-ו-n-שיא אחר בתוך רמת הדציבל הנוכחית מהווה מקסימום שמונה תנוחות זמן קבועות לפסגות לא מוגדרות בדבר הממוצע נלקח כקירוב הקרוב ביותר.
    8. כדי להעריך את פונקציית הצמיחה משרעת ואת השוואת ההשהיה של כל הגלים (WI-wIV), לאפיין את הגברה מקסימלית ומשמעות השהיות של כל אחד p-פסגות בתוך מסגרת הזמן של n-פסגות הקשורים.
    9. לבדוק באופן חזותי את כל התוצאות מבוסס על עצמית מתוכנת אדוה כלי אוטומטי לאחר מכן, ואם יש צורך, להוציא ABR הפרט פועל מתוך הסטטיסטיקה אם הם לא עומדים בקריטריונים הכללה/איכות קפדנית.
      הערה: הן בניתוח אוטומטי והן בבדיקה חזותית של ABRs, מומלץ לגשת כפול עיוור.

6. טיפול שלאחר הניתוח והטיפולים שלאחר-ABR

  1. ברציפות לפקח על בעלי החיים עד שהם חזרו התודעה והוא מסוגל לשמור על שכיבה.
  2. אין להחזיר בעל חיים שעבר הקלטות ABR לחברה של בעלי חיים אחרים עד שהחלים לחלוטין.
  3. הכנס carprofen (עכבר: 1x 5-10 מ"ג/ק"ג, תת-עורי; עכברוש: 1x 2.5-5.0 מ"ג/ק"ג, תת-עורי) לטיפול בכאב שלאחר הניתוח.
    הערה: טיפול בכאבים ארוכי טווח אינו נדרש כאלקטרודות הקלטה ABR מוכנסים תת-עורי.
  4. בשיתוף פעולה, הזנה של כדורי התחלח על מנת להקל על ספיגת המזון. להתבונן בקפידה מזון (~ 15 g/100 גרם של משקל הגוף/יום; ~ 5 g/24 h) ומים (~ 15 מ"ל/100 גרם של משקל הגוף/יום; ~ 5 מ"ל/24 h) צריכת.
  5. עקוב אחר החיות באופן מקרוב להחזרת התנוחות וההתנהגות הנורמליים שלהם.
    הערה: מינהל מערכתי של אנטיביוטיקה כגון enrofloxacin או טרימתאופרים-סולפאמיד אינו מומלץ כאן, כמו הצבת אלקטרודה תת עורי היא של רק באופן פולשני מינימלי. היישום של אנטיביוטיקה צריך להיות מוגבל אלא אם כן סימנים של דלקת מקומית או מוכללת להתרחש.
  6. שחזור מעקב אחרי הקלטות ABR על ידי שליטה במשקל הגוף של בעל החיים.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

לחץ-והטון פרץ הקלטות ABR מעורר ניתן להשתמש כדי להעריך הבדלים הסף שמיעה, משרעת פונקציה הצמיחה, השוואת השהיה. לחץ-עורר ABRs במצב הגדלת SPL מתוארים באיור 1 עבור פקדים ושני שורות העכבר מוטציה למופת אשר לקויה עבור cav3.2 T-סוג מגודרת מתח ca2 + ערוץ (כלומר, cav3.2+/-ו- ca v3.2 מוטציות Null [Cav3.2-/-]). כפי שמתואר לעיל, חקירה ספציפית מגדר מומלצת בדרך כלל, בשל הבדלים ספציפיים למין בפרמטרים ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול זה מספק תיאור מפורט ואינטגרטיבי של איך להקליט את התגובות שמיעתי עורר המוח התגובה בעכברים. זה מציב דגש מיוחד על הטיפול בבעלי חיים, הרדמה, וגורמים מתודולוגיים פוטנציאליים פוטנציאלים. האחרון כולל, בין היתר, מיגדר, קו עכבר, גיל ותנאי דיור. יצוין כי כל הגורמים הללו יכולים להשפיע על אובדן שמיעה sensorineural והיבטים יסודיים של עיבוד מידע שמיעתי. לפיכך, הריבוד המתאימות של מחקרים בפרופיל שמיעתי הוא חובה.

מכשור של הקלטות AEP התפתחו מאוד ב 50-60 שנים האחרונות, וכיום, מערכות מסחריות ABR הקלטה זמ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

. למחברים אין מה לגלות

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים רוצים להודות לד ר כריסטינה קולב (המרכז הגרמני למחלות ניווניות [DZNE]) וד ר רוברט סטארק (DZNE) על עזרתם בגידול בעלי חיים ובטיפול רפואי בעלי חיים. עבודה זו היתה נתמכת מבחינה כספית על ידי המכון הפדרלי לתרופות ומכשור רפואי (Bundesinstitut r Arzne, ומדיזיצידוטה, BfArM, בון, גרמניה).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
תוכנת AEP/OAE עבור RZ6 (תוכנת BioSigRZ)Tucker-Davis Technologies (TDT)BioSigRZ
מיקרוסקופ הגדלה כירורגית דו-עיניתZeiss Stemi 20000000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
כלובים (Macrolon)Techniplast1264C, 1290D
Carprox vet, 50mg/ mlVirbac Tierarzneimittel GmbHPZN 11149509
מקור אור קרSchott KL2500 LCD9.705 202
אפליקטורים קצה כותנה (סטרילי)Carl RothEH12.1
כלוב פאראדיי מתכת מרושת בהתאמה אישית (נירוסטה, עובי 2 מ"מ, גודל רשת 1 ס"מ)בהתאמה אישית
5% Dexpanthenole (קרם עיניים ואף Bepanthen)באייר Vital GmbHPZN: 01578681
אלקטרודות חד פעמיות מנירוסטה תת-עורית
, 27GA, 12 מ"מ		רוצ'סטר אלקטרו-מדיקל, בע"S03366-18
יריעות וילונות כירורגיות (סטריליות)HartmannPZN 0366787
אתנול, 70%קארל רוט9065.5
1/4 אינץ' ערכת מיקרופון כיול מדידת שדה חופשיTucker-Davis Technologies (TDT)PCB-378C0
כפפות (סטריליות)Unigloves1570
מלקחיים מעוקלים, משונניםFST11052-10
תוכנת GraphPad Prism 6, V6.07GraphPad Prism Software, Inc.https://www.graphpad.com/
מעקר מכשירים כירורגיים מבוססי חוםFST18000-50
Homeothermic
חימום		ריק ThermoLux461265 / -67
Ketanest S (קטמין), 25 מ"ג/מ"לפייזרPZN 08707288
Ringer' s solution (סטרילי)B.BraunPZN 01471434
תוכנת MatlabMathWorks, Inc.
מדוזה 4 ערוצים נמוכה מעוכבת. HeadstageTucker-Davis Technologies (TDT)RA4LI
Medusa 4-channel Pre-Amp/DigitizerTucker-Davis Technologies (TDT)RA4PA
מיקרופוןPCB Pieztronics378C01
רמקול רב שדה- StereoTucker-Davis Technologies (TDT)MF1-S
אוסילוסקופTektronixDPO3012
כרטיס אקספרס PC1 אופטי לממשק Optibit)מערכות טאקר-דייוויס (TDT)PO5e
רפידות Askina Braucel (רפידות ספיגת תאית)B.BraunPZN 8473637
PreamplifierPCB Pieztronics480C02
RZ6 Multi I/O מערכת מעבד (BioSigRZ)Tucker-Davis Technologies (TDT)RZ6-A-PI
0.9% מלח (NaCl, סטרילי)B. BraunPZN:8609255
SigGenRZ softwareTucker-Davis Technologies (TDT)https://www.tdt.com/
Software R (גרסה 3.2.1) + Reshape 2 (גרסה 1.4.1) + ggplot 2 (גרסה 1.0.1) + טבלת נתונים (גרסה 1.9.4), + gdata (גרסה 2.13.3), + pastecs (גרסה 1.3.18), + waveslim (גרסה 1.7.5), + MassSpecWavelet (גרסה 1.30.0)R, R Core Team תוכנת קוד פתוח 2015(ניתנת להפצה חופשית)
תא הנחתת קולMed Associates Inc.ENV-018V
מלקחיים דפוס סטנדרטי, אורך 12 ס"מ ו-14.5 ס"מFST11000-12, 11000-14
סרט LeukosilkBSN medical GmbH & Co. KGPZN 00397109
מלקחיים לרקמות- 1x2 שיניים 12 ס"מFST11021-12
ארון מאוורר Uniprotect ארון מאווררBioscapeTHF3378
Tecniplast9AV125P
קסילזין (רומפון), 2%Bayer Vital GmbHPZN 1320422
מhttps://de.mathworks.com/products/matlab.htmlקרן

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sporns, O., Tononi, G., Kotter, R. The human connectome: A structural description of the human brain. PLOS Computational Biology. 1 (4), e42(2005).
  2. Bebarova, M. Advances in patch clamp technique: towards higher quality and quantity. General Physiology and Biophysics. 31 (2), 131-140 (2012).
  3. Kornreich, B. G. The patch clamp technique: principles and technical considerations. Journal of Veterinary Cardiology. 9 (1), 25-37 (2007).
  4. Spira, M. E., Hai, A. Multi-electrode array technologies for neuroscience and cardiology. Nature Nanotechnology. 8 (2), 83-94 (2013).
  5. Obien, M. E., Deligkaris, K., Bullmann, T., Bakkum, D. J., Frey, U. Revealing neuronal function through microelectrode array recordings. Frontiers in Neuroscience. 8, 423(2014).
  6. Heuschkel, M. O., Fejtl, M., Raggenbass, M., Bertrand, D., Renaud, P. A three-dimensional multi-electrode array for multi-site stimulation and recording in acute brain slices. Journal of Neuroscience Methods. 114 (2), 135-148 (2002).
  7. Kimiskidis, V. K. Transcranial magnetic stimulation (TMS) coupled with electroencephalography (EEG): Biomarker of the future. Reviews in Neurology. 172 (2), 123-126 (2016).
  8. Nunez, P. L. Toward a quantitative description of large-scale neocortical dynamic function and EEG. Behavioral Brain Science. 23 (3), 371-437 (2000).
  9. Lundt, A., et al. EEG Radiotelemetry in Small Laboratory Rodents: A Powerful State-of-the Art Approach in Neuropsychiatric, Neurodegenerative, and Epilepsy Research. Neural Plasticity. 2016, 8213878(2016).
  10. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement. Journal of Visualized Experiments. 112 (112), e54216(2016).
  11. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Research Brain Research Protocols. 14 (3), 154-164 (2005).
  12. Kallstrand, J., Nehlstedt, S. F., Skold, M. L., Nielzen, S. Lateral asymmetry and reduced forward masking effect in early brainstem auditory evoked responses in schizophrenia. Psychiatry Research. 196 (2-3), 188-193 (2012).
  13. Muller, R., et al. Automatic Detection of Highly Organized Theta Oscillations in the Murine EEG. Journal of Visualized Experiments. (121), e55089(2017).
  14. Papazoglou, A., et al. Gender specific hippocampal whole genome transcriptome data from mice lacking the Cav2.3 R-type or Cav3.2 T-type voltage-gated calcium channel. Data in Brief. 12, 81-86 (2017).
  15. Papazoglou, A., et al. Gender-Specific Hippocampal Dysrhythmia and Aberrant Hippocampal and Cortical Excitability in the APPswePS1dE9 Model of Alzheimer's Disease. Neural Plasticity. 2016, 7167358(2016).
  16. Papazoglou, A., et al. Motor Cortex Theta and Gamma Architecture in Young Adult APPswePS1dE9 Alzheimer Mice. PLOS ONE. 12 (1), e0169654(2017).
  17. Siwek, M. E., et al. Altered theta oscillations and aberrant cortical excitatory activity in the 5XFAD model of Alzheimer's disease. Neural Plasticity. , 781731(2015).
  18. Welch, T. M., Church, M. W., Shucard, D. W. A method for chronically recording brain-stem and cortical auditory evoked potentials from unanesthetized mice. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 60 (1), 78-83 (1985).
  19. Church, M. W., Gritzke, R. Effects of ketamine anesthesia on the rat brain-stem auditory evoked potential as a function of dose and stimulus intensity. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 67 (6), 570-583 (1987).
  20. van Looij, M. A., et al. Impact of conventional anesthesia on auditory brainstem responses in mice. Hearing Research. 193 (1-2), 75-82 (2004).
  21. Schomer, D. L., da Silva, F. L. Niedermeyer's Electroencephalography: Basic Principles, Clinical Applications, and Related Fields. , Lippincott Williams & Wilkins. (2011).
  22. De Cosmo, G., Aceto, P., Clemente, A., Congedo, E. Auditory evoked potentials. Minerva Anestesiology. 70 (5), 293-297 (2004).
  23. Rosburg, T. Auditory N100 gating in patients with schizophrenia: A systematic meta-analysis. Clinical Neurophysiology. 129 (10), 2099-2111 (2018).
  24. DiLalla, L. F., McCrary, M., Diaz, E. A review of endophenotypes in schizophrenia and autism: The next phase for understanding genetic etiologies. American Journal of Medical Genetics Part C Seminar in Medical Genetics. 175 (3), 354-361 (2017).
  25. Walsh, P., Kane, N., Butler, S. The clinical role of evoked potentials. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 76 Suppl 2, ii16-ii22 (2005).
  26. Opgen-Rhein, C., Neuhaus, A., Urbanek, C., Dettling, M. New strategies in schizophrenia: impact of endophentotypes. Psychiatrische Praxis. 31 Suppl 2, S194-S199 (2004).
  27. Knipper, M., Van Dijk, P., Nunes, I., Ruttiger, L., Zimmermann, U. Advances in the neurobiology of hearing disorders: recent developments regarding the basis of tinnitus and hyperacusis. Progress in Neurobiology. 111, 17-33 (2013).
  28. Miller, C. A., Brown, C. J., Abbas, P. J., Chi, S. L. The clinical application of potentials evoked from the peripheral auditory system. Hearing Research. 242 (1-2), 184-197 (2008).
  29. Manouilenko, I., Humble, M. B., Georgieva, J., Bejerot, S. Brainstem Auditory Evoked Potentials for diagnosing Autism Spectrum Disorder, ADHD and Schizophrenia Spectrum Disorders in adults. A blinded study. Psychiatry Research. 257, 21-26 (2017).
  30. Talge, N. M., Tudor, B. M., Kileny, P. R. Click-evoked auditory brainstem responses and autism spectrum disorder: A meta-analytic review. Autism Research. 11 (6), 916-927 (2018).
  31. Hamed, S. A. The auditory and vestibular toxicities induced by antiepileptic drugs. Expert Opinion in Drug Safety. 16 (11), 1281-1294 (2017).
  32. Ismi, O., et al. The Effect of Methylphenidate on the Hearing of Children with Attention Deficit Hyperactivity Disorder. International Archive in Otorhinolaryngology. 22 (3), 220-224 (2018).
  33. Michna, M., et al. Cav1.3 (alpha1D) Ca2+ currents in neonatal outer hair cells of mice. Journal of Physiology. 553 (Pt 3), 747-758 (2003).
  34. Platzer, J., et al. Congenital deafness and sinoatrial node dysfunction in mice lacking class D L-type Ca2+ channels. Cell. 102 (1), 89-97 (2000).
  35. Willaredt, M. A., Ebbers, L., Nothwang, H. G. Central auditory function of deafness genes. Hearing Research. 312, 9-20 (2014).
  36. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Research. 354 (1), 221-246 (2013).
  37. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mammalian Genome. 24 (3-4), 89-94 (2013).
  38. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Progress in Neurobiology. 96 (2), 220-241 (2012).
  39. Turner, J. G., Parrish, J. L., Hughes, L. F., Toth, L. A., Caspary, D. M. Hearing in laboratory animals: strain differences and nonauditory effects of noise. Computational Medicine. 55 (1), 12-23 (2005).
  40. Neumann, P. E., Collins, R. L. Genetic dissection of susceptibility to audiogenic seizures in inbred mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (12), 5408-5412 (1991).
  41. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. European Journal of Anaesthesiology. 25 (2), 113-117 (2008).
  42. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Dependence. 92 (1-3), 217-227 (2008).
  43. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Frontiers in Neuroendocrinology. 31 (3), 341-358 (2010).
  44. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).
  45. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 28 (8), 811-825 (2005).
  46. Prendergast, B. J., Onishi, K. G., Zucker, I. Female mice liberated for inclusion in neuroscience and biomedical research. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 40, 1-5 (2014).
  47. Ingham, N. J., Pearson, S., Steel, K. P. Using the Auditory Brainstem Response (ABR) to Determine Sensitivity of Hearing in Mutant Mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (2), 279-287 (2011).
  48. Tucker-Davis Technologies. SigGenRZ Manual. , Available from: https://www.tdt.com/files/manuals/SigGenRZ_Manual.pdf (2012).
  49. Bogaerts, S., Clements, J. D., Sullivan, J. M., Oleskevich, S. Automated threshold detection for auditory brainstem responses: comparison with visual estimation in a stem cell transplantation study. BMC Neuroscience. 10, 104(2009).
  50. Probst, F. J., et al. A point mutation in the gene for asparagine-linked glycosylation 10B (Alg10b) causes nonsyndromic hearing impairment in mice (Mus musculus). PLOS ONE. 8 (11), e80408(2013).
  51. Alvarado, J. C., Fuentes-Santamaria, V., Gabaldon-Ull, M. C., Blanco, J. L., Juiz, J. M. Wistar rats: a forgotten model of age-related hearing loss. Frontiers in Aging Neuroscience. 6, 29(2014).
  52. Du, P., Kibbe, W. A., Lin, S. M. Improved peak detection in mass spectrum by incorporating continuous wavelet transform-based pattern matching. Bioinformatics. 22 (17), 2059-2065 (2006).
  53. Daubechies, I. Ten lectures on wavelets. , Society for Industrial and Applied Mathematics. Philadelphia, PA. (1992).
  54. Pearson, J. D., et al. Gender differences in a longitudinal study of age-associated hearing loss. Journal of the Acoustical Society of America. 97 (2), 1196-1205 (1995).
  55. Murphy, M. P., Gates, G. A. Hearing Loss: Does Gender Play a Role? Medscape Womens Health. 2 (10), 2(1997).
  56. Henry, K. R. Males lose hearing earlier in mouse models of late-onset age-related hearing loss; females lose hearing earlier in mouse models of early-onset hearing loss. Hearing Research. 190 (1-2), 141-148 (2004).
  57. Ison, J. R., Allen, P. D., O’Neill, W. E. Age-related hearing loss in C57BL/6J mice has both frequency-specific and non-frequency-specific components that produce a hyperacusis-like exaggeration of the acoustic startle reflex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 8 (4), 539-550 (2007).
  58. Zheng, Q. Y., Johnson, K. R., Erway, L. C. Assessment of hearing in 80 inbred strains of mice by ABR threshold analyses. Hearing Research. 130 (1-2), 94-107 (1999).
  59. Zhou, X., Jen, P. H., Seburn, K. L., Frankel, W. N., Zheng, Q. Y. Auditory brainstem responses in 10 inbred strains of mice. Brain Research. 1091 (1), 16-26 (2006).
  60. Lundt, A., et al. Cav3.2 T-Type Calcium Channels Are Physiologically Mandatory For The Auditory System. Neuroscience. , In Press (2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Auditory Brainstem ResponseBrainstem Evoked Response AudiometryClick Tone Burst StimulationAutomated Wavelet AnalysisABR Threshold DetectionABR Latency AnalysisMouse Auditory ProfilingSound Attenuating CubicleSubdermal Electrode PlacementPre amplifier Calibration

Related Articles