הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

מערכת Microdrive היברידית עם בדיקה ההשבה Opto-סיליקון ו Tetrode עבור הקלטה כפול בצפיפות גבוהה בחופשיות העברת עכברים

10.9K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/60028

⸱

10 באוגוסט 2019

 ,  , 
1Department of Psychiatry, University of Texas Southwestern Medical Center, 2Department of Neuroscience, University of Texas Southwestern Medical Center

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר את הבנייה של מערך microdrive היברידית המאפשר השרשה של תשעה באופן עצמאי tetrodes מתכווננת ובדיקה אחת opto-סיליקון מתכווננת בשני אזורי המוח בעכברים נעים בחופשיות. כמו כן הפגינו היא שיטה לשחזור בבטחה ושימוש חוזר במחקר opto-סיליקון למטרות מרובות.

תקציר

הקלטות עצביות מרובות-אזוריות יכולות לספק מידע חיוני להבנת אינטראקציות בציר הזמן העדין בין אזורי מוח מרובים. עם זאת, עיצובים מיקרו-כונן קונבנציונלי לעתים קרובות רק לאפשר שימוש בסוג אחד של אלקטרודה להקליט מאזורים בודדים או מרובים, הגבלת התשואה של יחידה אחת או פרופיל עומק הקלטות. זה גם לעתים קרובות מגביל את היכולת לשלב הקלטות אלקטרודה עם כלים אלקטרואופטיקה למטרה מסלול ו/או תא סוג פעילות מסוימת. מוצג כאן הוא מערך מיקרו-כונן היברידית עבור עכברים נע בחופשיות כדי למטב את התשואה ותיאור של הייצור שלה ושימוש חוזר של מערך microdrive. העיצוב הנוכחי מעסיקה תשעה tetrodes ובדיקה אחת opto-סיליקון מושתל בשני אזורי מוח שונים במקביל עכברים נע בחופשיות. The tetrodes ו opto-סיליקון בדיקה מתכווננת באופן עצמאי לאורך הציר הגזובנמי במוח כדי למקסם את התשואה של היחידה ופעילויות מנופדות. מערך זה של המיקרו-כונן משלב גם הגדרת מניפולציה של אור, מניפולציות אלקטרואופטיקה מדיה כדי לחקור את סוג האזור המקומי או התאים הספציפיים הפונקציות של מעגלים עצביים ארוכת טווח. בנוסף, בדיקה opto-סיליקון ניתן לשחזר בבטחה ושימוש חוזר לאחר כל ניסוי. מכיוון שמערך המיקרו-כונן מורכב מחלקים מודפסים תלת-ממדיים, ניתן לשנות בקלות את העיצוב של המיקרו-כוננים כדי להתאים להגדרות שונות. תיאר לראשונה הוא העיצוב של מערך microdrive וכיצד לחבר את הסיבים האופטיים כדי בדיקה סיליקון עבור ניסויים אלקטרואופטיקה, ואחריו הייצור של הצרור tetrode והשרשה של המערך לתוך מוח העכבר. ההקלטה של פוטנציאל השדה המקומי ויחידה העולה בשילוב עם גירוי אלקטרואופטיקה גם להפגין היתכנות של מערכת מערך microdrive בעכברים נעים בחופשיות.

מבוא

חשוב להבין כיצד הפעילות העצבית תומכת בתהליך קוגניטיבי, כגון למידה וזיכרון, על-ידי חקירת מאזורי מוח שונים הפועלים באופן דינאמי זה עם זה. כדי להבהיר דינמיקה של הפעילות העצבית הבסיסית משימות קוגניטיביות, בקנה מידה גדול אלקטרופיזיולוגיה לחילוץ כבר נערך באופן חופשי בעלי חיים בעזרת מערכים microdrive1,2,3, ד. בשני העשורים האחרונים, מספר סוגים של מערך microdrive פותחו כדי השתל אלקטרודות לאזורים המוח מרובים עבור חולדות5,6,7,8 ועכברים9, מיכל עשור , מיכל בן 11 , 12. עם זאת, עיצובים מיקרו כונן הנוכחי בדרך כלל לא מאפשרים שימוש בסוגי בדיקה מרובים, לאלץ חוקרים לבחור סוג אלקטרודה אחת עם הטבות ומגבלות ספציפיות. לדוגמה, מערכי tetrode פועלים היטב עבור אזורי מוח מאוכלסים בצפיפות כגון ההיפוקמפוס הCA11,13, בעוד שבדיקות סיליקון נותנות פרופיל גיאומטרי טוב יותר ללמידה של חיבורים אנטומיים14 , . חמש עשרה

Tetrodes ובדיקה סיליקון משמשים לעתים קרובות בהקלטה vivo כרונית, ולכל אחד יש יתרונות וחסרונות משלו. Tetrodes הוכחו יש יתרונות משמעותיים בבידוד יחידה אחת טובה יותר מאשר אלקטרודות יחיד16,17, בנוסף האפקטיביות עלות קשיחות מכנית. הם גם מספקים תשואות גבוהות יותר של פעילות יחידה בודדת בשילוב עם microdrives8,18,19,20. חיוני להגדיל את מספר הנוירונים הנרשמים בו זמנית להבנת התפקוד של מעגלים עצביים21. לדוגמה, מספר גדול של תאים נחוצים כדי לחקור אוכלוסיות קטנות של סוגי תאים הטרוגנית פונקציונלית כגון זמן הקשור22 או תגמול קידוד23 תאים. מספרי תאים גבוהים הרבה יותר נדרשים כדי לשפר את איכות פענוח רצפי ספייק13,24,25.

Tetrodes, עם זאת, יש חיסרון בהקלטת תאים מבוזרים מרחב, כמו בקליפת המוח או תלמוס. בניגוד tetrodes, סיליקון בבדיקות יכול לספק הפצה מרחבית ואינטראקציה של פוטנציאל השדה המקומי (lfps) ופעילויות העולה בתוך מבנה מקומי14,26. Multi-shank בבדיקות סיליקון להגדיל עוד יותר את מספר אתרי ההקלטה ולאפשר הקלטה על פני מבנים יחיד או שכנים27. עם זאת, מערכים כאלה הם גמישים פחות במיקום של אתרי האלקטרודה לעומת tetrodes. בנוסף, אלגוריתמים מורכבים של מיון דקר נדרשים בבדיקות בצפיפות גבוהה כדי לחלץ מידע על הפוטנציאל הפעולה של ערוצים שכנים כדי לשקף את הנתונים שנרכשו על ידי tetrodes28,29,30. מכאן, התשואה הכוללת של יחידות יחיד היא לעתים קרובות פחות מאשר tetrodes. יתר על כן, בדיקה סיליקון הם חוסר יתרון בשל בסדר שלהם ועלות גבוהה. כך, הבחירה של tetrodes vs. סיליקון בדיקה תלוי במטרה של ההקלטה, שהיא שאלה אם קבלת תשואה גבוהה של יחידות יחיד או פרופיל מרחבי באתרי ההקלטה הוא העדיפות.

בנוסף הקלטת פעילות עצבית, מניפולציה אלקטרואופטיקה הפך לאחד כלים חזקים יותר במדעי המוח כדי לבחון כיצד סוגי תאים ספציפיים ו/או מסלולים תורמים פונקציות המעגל העצבי13,31, 32,33. עם זאת, ניסויים אלקטרואופטיקה דורשים שיקול נוסף בעיצוב מערך microdrive כדי לחבר את מחבר סיבים גירוי מקורות אור34,35,36. לעתים קרובות, חיבור סיבים אופטיים דורש כוח גדול יחסית, אשר עשוי להוביל לשינוי מכני של הגשוש במוח. לכן, זו אינה משימה טריוויאלית לשלב סיבים אופטיים מוהשתלות למערכים מיקרו-כוננים קונבנציונליים.

מהסיבות הנ ל, החוקרים נדרשים כדי למטב את הבחירה של סוג של האלקטרודה או להשתיל סיבים אופטיים בהתאם למטרה של ההקלטה. לדוגמה tetrodes משמשים כדי להשיג תשואה יחידה גבוהה יותר ההיפוקמפוס1,13, בעוד הסיליקון בדיקה משמשים כדי לחקור את פרופיל עומק למינארי של אזורים קליפת המוח, כגון קליפת entorhinal המדיאלי (MEC)37. כיום, מיקרו כוננים עבור השרשה בו של tetrodes ובבדיקות סיליקון דווחו עבור חולדות5,11. עם זאת, זה מאוד מאתגר להשתיל tetrodes מרובים ובדיקות סיליקון בעכברים בגלל המשקל של מיקרו-כוננים, שטח מוגבל על ראש העכבר, ודרישות מרחבית לעיצוב microdrives להעסיק בדיקות שונות. למרות שניתן להשתיל בדיקה סיליקון ללא microdrive, הליך זה אינו מאפשר התאמה של החללית ומפחית את שיעור ההצלחה של סיליקון-בדיקה התאוששות12,38. יתר על כן, ניסויים אלקטרואופטיקה דורשים שיקולים נוספים בעיצוב מערך microdrive. פרוטוקול זה מדגים כיצד לבנות ולשתול מערך microdrive עבור הקלטה כרונית בעכברים נעים בחופשיות, אשר מאפשר השרשה של תשעה באופן עצמאי tetrodes מתכוונן אחד opto-סיליקון לבדוק. מערך זה מיקרודרייב מקלה גם על ניסויים אלקטרואופטיקה והתאוששות של לווין הסיליקון.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל השיטות המתוארות כאן אושרו על ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים מוסדיים (IACUC) של המרכז הרפואי הדרום-מערבי של אוניברסיטת טקסס.

1. ההכנות של חלקי מערך מיקרו-כוננים

  1. הדפס את החלקים של מערך המיקרו-כונן במדפסת תלת-ממדית באמצעות שרף מודל דנטלי (איור 1A, B). ודא כי העובי של שכבות מודפסות בודדות תלת-ממד קטן מ-50 יקרומטר כדי לשמור על החורים הקטנים על החלקים המודפסים ברורים ומעשי.
    הערה: מערך המיקרו-כונן מורכב מחמישה חלקים (איור 1C): (1) הגוף העיקרי של מערך microdrive, הכולל תשעה מיקרודרייב-ברגים עבור tetrodes ובורג אחד עבור הסיליקון-לווין (איור 1c-d). התיאום של צרור החבילה והחור של המקדח opto-סיליקון בתחתית תלוי בקואורדינטות של אזור המוח היעד (איור 1Cd); (2) מעבורת לצרף סיליקון-בדיקה או optrode (איור 1Ce); (3) המכשיר החשמלי בחללית הר להחזיק את החיבור בדיקה סיליקון (איור 1Cf); (4) מחזיק סיבים בכלל כי התפסים לחלק המרכזי של הגוף כדי למנוע תנועות בלתי רצויות של בדיקה opto מושתל-סיליקון בעת חיבור/ניתוק מחבר סיבים אופטיים (איור 1Cg); (5) קונוס מגן המספק מיגון פיסי וחשמלי למערך המיקרו-כונן להקלטה יציבה (איור 1Ch). המשקל הכולל של מערך המיקרו-כונן הוא 5.9 g, כולל חרוט המגן (שולחן 1). אם החורים סתומים בחלקים המודפסים, לקדוח את החורים באמצעות חתיכות מקדחה: #76 עבור החורים הפנימיים ו#68 עבור החורים החיצוניים עבור ברגים tetrode-microdrive, #71 עבור מיקרודרייב מיקרו-כונן-בורג תומך החור, ו #77 עבור חורים עבור המדריך-הודעות בחלק התחתון של את הגופה
  2. החדרת הודעות מדריך לגוף מערך המיקרו-כונן.
    1. גזור 2 16 מילימטר אורך של כבל נירוסטה 26-Ga. לחדד בעדינות את הטיפים בחוט באמצעות מטחנת רוטרי.
    2. הכניסו את החוטים לחורים התחתונים של הגוף (איור 2 א). החל כמות קטנה של דבק ציאנואקרילי בתחתית הגוף כדי לאבטח את הודעות המדריך.

2. הכנה לבדיקה באמצעות סיליקון

  1. הכן את בורג המיקרו-כונן. לבדיקה של סיליקון
    הערה: בורג microdrive עבור בדיקה סיליקון מורכב בורג מותאם אישית (300 יקרומטר גובה), תמיכה צינור תמיכה, ו צינור L-צורה (איור 2b).
    1. הכן את העובש לראש המיקרו-כונן (איור 2C). כדי לבנות את העובש, הכינו את תבנית הפלסטיק המודפסת בתלת-ממד של המיקרו-כונן (איור 2Ca). ואז, יוצקים ג'ל סיליקון נוזלי לאחר יצירת קיר זמני על ידי הצבת קלטות סביב התבנית. להסיר בועות אוויר על ידי טלטול בעדינות, לחכות עד שהוא נרפא, ולאחר מכן להסיר את העובש ג'ל סיליקון מהתבנית (איור 2Cb).
    2. גזור 18 מ"מ ו 9.5 מילימטר לאורך של 23 גרם נירוסטה באמצעות מטחנת רוטרי. קשוחים העליון 2 – 3 מ"מ של החוטים עם מטחנת רוטרי כדי לשפר את הדבקה של אקריליק שיניים.
    3. קח בורג מותאם אישית אחד להחיל כמות קטנה של שמן סיליקון כדי להפחית את החיכוך עם אקריליק שיניים. הגדר את החוטים ובורג מותאם אישית לתבנית.
    4. יוצקים אקריליק שיניים לתוך העובש באמצעות מזרק לחסל בועות אוויר סביב החוטים ואת הברגים. זיהום בועות האוויר יגרום. למיקרו-כונן להיות שברירי המתן עד אקריליק שיניים הוא נרפא לחלוטין, ואז להוריד את הברגים microdrive מן העובש. לכופף 6 מ"מ של קצה חוט ארוך יותר זווית 60 מעלות באמצעות צבת.
    5. בדוק את האיכות של בורגי המיקרו-כונן (לדוגמה, סדקים, בועות אוויר וחיכוך) כדי לסובב את הבורג. אם יש חיכוך גבוה, לסובב את הבורג עד שהם הופכים להחליק באמצעות מנהל התקן בורג חשמלי עם קצה הנהג מותאם אישית, אשר זוגות עם בורג המיקרו-כונן.
    6. התקן את בורג המיקרו-כונן לתוך גוף המערך של המיקרו-כונן כדי לבדוק אם הוא נע בצורה חלקה למעלה ולמטה על-ידי הפיכת הבורג. האשכולות עבור הבורג נוצרים באופן אוטומטי בעת הכנסת הבורג לתוך חור הגוף.
  2. הכן את המעבורת (איור 3Aa).
    1. גזור שני אורכים 5 מ"מ של polyetheretherketone (להציץ) אבובים באמצעות מספריים חדים. ליישר את הצינורות בשני צידי המעבורת. הדבק את הצינורות והמעבורת באמצעות אפוקסי.
    2. החלת כמות קטנה של שמן סיליקון בהצבות המדריך. בדוק את האיכות של המעבורת על ידי הוספת על הודעות מדריך של גוף מערך microdrive. ודא שהמעבורת זזה בצורה חלקה ללא חיכוך מוגזם.
  3. הכן optorode (איור 3Ab). ניתן לדלג על שלב זה אם ניסוי אלקטרואופטיקה אינו נדרש.
    1. קליב סיבים אופטיים עד 21 מ"מ באורך באמצעות חותך אודם. לטחון את העצה סיבים כדי להפוך את הקצה שטוח ומבריק.
    2. בעדינות למקם את הסיבים האופטיים בצד הקדמי של לווין הסיליקון. טיפ סיבים ממוקם 200 – 300 יקרומטר מעל החלק העליון של אתרי האלקטרודה. החזק את הסיבים באופן זמני באמצעות סרט שקוף.
    3. הדבק את סיבים אופטיים לבסיס של סיליקון-בדיקה באמצעות כמות קטנה של אפוקסי. המתן לפחות 5 שעות עד שהאפוקסי נרפא לחלוטין.
      הערה: מומלץ לחבר את הסיבים האופטיים באותו צד כמו אתרי האלקטרודה. חיבור הסיבים בישבן עלול למנוע מהאור להאיר כראוי את אתרי ההקלטה.
  4. לצרף את המעבורת לבדוק את הסיליקון (איור 3Ac): להחיל כמות קטנה של אפוקסי בחלק האחורי של הבסיס של הסיליקון-לווין. הצמד את החלק התחתון של המעבורת אל הבסיס של הסיליקון-בדיקה, ולהחזיק בעדינות במיקום עבור 2 – 3 דקות כדי למנוע היווצרות פער בין המעבורת סיליקון-בסיס בדיקה במהלך התרופה הראשונית של אפוקסי. המתן לפחות 5 שעות עד שהאפוקסי נרפא לחלוטין.
  5. הכנס בזהירות את שפופרות ההסעות אל הודעות המדריך של הגוף העיקרי תחת המיקרוסקופ (איור 3B). במהלך הליך זה, להחזיק את החריץ של המעבורת עם פינצטה בסדר.
  6. הכנס את בורג המיקרו-כונן לתוך חור הברגים על-ידי הפיכת הבורג. לעסוק בדיקה סיליקון ו microdrive-בורג על ידי הוספת קצה חוט L-צורה לתוך החריץ של ראש המעבורת (איור 3C).
  7. חבר את מחזיק החיבור החשמלי המכשיר לגוף מערך microdrive (איור 3D).
    1. גזור שני ברגים #0 לאורך חוט 3.5 מ"מ. לטחון את הטיפים כדי להסיר burrs.
    2. הצב את מחזיק החיבור של המכשיר על הגוף. הניחו את המחבר החשמלי במכשיר הסיליקון למחזיק.
    3. אבטח את מחבר בדיקה סיליקון במחזיק באמצעות אפוקסי, והקפד לא להדביק אותו לגוף מערך microdrive כדי לאפשר את תהליך ההחלמה של הבדיקה סיליקון. הכנס את הברגים כדי להחזיק את מחזיק החיבור של המכשיר.
  8. לצרף את מחזיק ferrule הבדיקה opto-סיליקון הגוף מערך microdrive (איור 3D).
    1. גזור שני ברגים #0 לאורך חוט 6 מ"מ. לטחון את הטיפים כדי להסיר burrs.
    2. לטחון את החלק החיצוני של שני #0 מכונת בורג אגוזים לעשות אגוזים hex קטן עם 2.5 – 3.0 מילימטר בקוטר החיצוני כדי להפחית את משקל וחלל.
    3. הכנס את הברגים לרכיב A של המחזיק. הדבק את ראשי הברגים באמצעות אפוקסי.
    4. החלת כמות קטנה של משחה סיליקון לרכיב A ו-B כדי להפחית את החיכוך עם הגוף. הוסף רכיב A לתוך הגוף ולאחר מכן החזק באופן זמני את השימוש בפינצטה הפיכה.
    5. הצב את הרכיב B אל רכיב ברגים. הפתיל אגוזים המותאם אישית לתוך הברגים. להשתמש צבת כדי להדק את האגוזים כדי לאבטח את מחזיק חזיות על הגוף.
    6. הכנס את כלל הסיבים לתוך החריץ של בעל כללי הסיבים (רכיב B). ודא כי הסיבים בכלל נדבקת 4 – 5 מ"מ מבעל.
    7. החלת כמות קטנה של אפוקסי בין הסרגל לבין חריץ המחזיק. המתן עד שאפוקסי נרפא לחלוטין ובדוק כי הכלל אינו זז. בדוק את המעבורת ואת מחזיק חזיות עבור תנועה חלקה על ידי התרופפות אגוזים לפני הפיכת microdrive-בורג.
    8. בדוק את מרחק העבודה של הגשוש. ודא כי הטיפ בדיקה לחלוטין מופרע הזה בו לתוך הגוף כאשר מחזיק ferrule הוא בעמדה העליונה בעוד הצינורות המעבורת עדיין משויך המדריך-פוסטים. מרחק העבודה המקסימלי נקבע לפי אורך בדיקת הסיליקון ואזור המוח היעד.
    9. אם המיקרו-כונן-בורג רופף, להחיל כמות קטנה של אקריליק שיניים סביב הבורג כדי להוסיף יותר הליכי תמיכה. כאשר הוא נרפא, לסובב את הבורג כדי לבדוק את האטימות והיציבות.

3. הכנה לטטרגדה

הערה: הליך זה דומה למאמרים שפורסמו קודם לכן8,19,20,39.

  1. הכן את בורגי המיקרו-כונן עבור הטטרוידה. המיקרו-כונן עבור tetrode מורכב בורג המכונה מנהג 23 G (איור 2B). הליך זה דומה לסעיף 2.1.
  2. הפוך צרור של 30 צינור פלדה אל חלד כי יש 5.5 מיליון תיל בתוך. במקרה זה, סך של 9 30 G אבובים (שמונה tetrodes הקלטה אחד התייחסות אלקטרודה) שימשו.
  3. הפתיל צרור של 30 גרם מהחלק התחתון של הגוף הכונן, ולאבטח אותם עם 20 G-החומה דק צינורות לגוף הראשי. חתוך את החלק התחתון של צרור עם מטחנת רוטרי כדי להפוך את הקצה אפילו וסומק. לקצץ בחלק העליון של 30 צינורות G עם מטחנת סיבוביים כך 30 G צינור מקלות החוצה על 0.5 מ"מ מהגוף הראשי.
  4. טען 5.5 מיל פוליאימיד בידוד צינורות לתוך הצינורות 30 G. להכין חוטים tetrode ולטעון אותם לתוך לוח 32 ערוץ חשמלי ממשק (EIB). בדוק את החיבור החשמלי עם הבוחן עכבה לפני חיתוך דיוק סופי.
  5. התנגדות התחתון עצה העכבה ל 250 – 350 kΩ עם פתרון ציפוי זהב. . תתקן את כל הטטרודס עם דבק-על
  6. מילוי פער מוגזם בין צינור פוליאימיד לבין tetrode עם שמן מינרלי לאיטום ושימון. הובל את התיל הקרקעי אל EIB.
    הערה: במקרה הצורך, ניתן לשלב את הסיבים האופטיים לאורך חוטי הטיק12.

4. חיבור חרוט המגן

  1. צבע מגינים מוליכי כסף על החלק הפנימי של החרוט המודפס. הצב את מערך המיקרו-כונן בתוך החרוט (איור 3E).
  2. גזור שני ברגים #0 לאורך חוט 3.5 מ"מ. הדק את הברגים מחוץ לחרוט כדי להחזיק את מערך המיקרו-כונן במקומו.
  3. החלת צבע כסף סביב ראש הבורג כדי לחבר את קונוס המגן עם הקרקע החשמלית. תבדקו את הקישוריות החשמלית. בין חוט הקרקע לקונוס החל כמות קטנה של אפוקסי בין גוף מערך המיקרו-כונן לבין חרוט המגן כדי לחבר את הגוף בצורה מאובטחת.
    הערה: דרך נוספת להכין את קונוס המגן היא להשתמש בסרט אלומיניום40 (איור 3f). ראשית, הכן את נייר הדפוס לקונוס המגן לאחר שנדבק ברדיד אלומיניום לנייר (איור 3Fa). ואז, לגלגל את הנייר ולצרף אותו לגוף microdrive באמצעות כמות קטנה של דבק ציאנואקרילי (איור 3Fb). המשקל של חרוט זה הוא 0.72 g והמשקל הכולל של מערך microdrive מופחת ל 4.7 g (שולחן 1).

5. ניתוח שתל

הערה: הליך זה משתנה ממאמרים שפורסמו קודם לכן18,39,41 עבור השרשה באתר כפול. ודא כי המשקל של בעל החיים הוא מעל 25 g עבור השתל microdrive להתאוששות מהירה יותר לאחר הניתוח.

  1. כנה
    1. כדי להכין בורג הקרקע, לצרף את חוט הכסף לבורג הגולגולת להחיל צבע כסף. ואז, לצרף סיכת זהב לצד השני של החוט באמצעות צבע כסף.
    2. הכן את מתאם החזקת הכונן כך שיחזיק את מערך המיקרו-כונן להתקן סטריאוטקטיקה. חברו חיבור גברי לידית אל חלד באמצעות אפוקסי. ודא כי יישור של החיבור והידית אל חלד הוא ישר.
    3. במקרה כי האימות היסטולוגית נדרש לאחר ההקלטה, להחיל Di-I כדי tetrodes או הישבן של הסיליקון-בדיקה38.
    4. הנמך את הסיליקון-בדיקה למטה כדי להיות בעומק הרצוי. לשחרר את האגוזים של מחזיק חזיות באמצעות צבת, להוריד את הסיליקון-בדיקה (opto-סיליקון בדיקה) על ידי הפעלת המיקרו-בורג סיליקון של בדיקה, לאחר מכן להדק את האגוזים כדי לאבטח את המחזיק חזיות. כאשר השתילה tetrodes באזור CA1 היפוקמאל ו סיליקון-בדיקה ב-MEC, המרחק בין הצינורית tetrodes ו סיליקון-בדיקה של הטיפ הוא 3 – 4 מ"מ.
  2. הגדר את העכבר הורדם (0.8% – 1.5% isofלוריאן) במכשיר סטריאוטקאית. מצב ההרדמה של העכבר הוא אישר על ידי העדר רפלקס צביטה הבוהן. החלת משחה ברורה על העיניים כדי למנוע ייבוש. לכסות את העיניים עם פיסת נייר כסף כדי להגן מפני חשיפה חזקה באור כירורגי.
  3. חטא את הקרקפת של העכבר עם יוד ו איזופנול לאחר גילוח הפרווה. הפוך את החתך 1.5 – 2.0 ס מ על הקרקפת באמצעות מספריים כירורגי רגיל, ולהסיר את הרקמה מעל הגולגולת באמצעות מטליות כותנה לאחר תת-עורי החלת לידוקאין.
  4. יישר את ראש העכבר עם הכלי הסטריאוטקאית. ודא שהפרש הגובה בין ברסגמה לבין למדא קטן מ-100 μm. לקבוע את המיקום בפתיחת הגולגולת באמצעות אטלס ולסמן מיקומים אלה עם עיפרון מעוקר.
  5. עגן את בורגי הגולגולת (0.8 מ"מ בקוטר, 0.200 מ"מ הפתיל המגרש) על ידי סיבוב אותם 1.5 פונה (0.3 מ"מ) על הגולגולת, באמצעות מלקחיים כירורגי מברג לאחר קידוח 8 – 11 חורים בגולגולת באמצעות מקדחה בגודל של 0.5 mm.
    הערה: 2 – 4 חורים בגולגולת הקדמית, 2 – 3 חורים בכל צד של הגולגולת הקודקודית, ו 1 – 2 חורים בגולגולת הבין-קודקודית מוצעים.
  6. הצמד את בורג הקרקע אל החור על ידי סיבוב אחד להפוך (0.2 מ"מ) לאחר קידוח חור בעצם הדופן הפנימי. ודא כי החור הזה לא חודר דרך העצם לתוך המוח מקרה; אחרת, אותות המוח יזהם את ההקלטה. בדוק כי העכבה היא פחות מ 20 kΩ ב 1 kHz בין בורג הקרקע ברגים הגולגולת באמצעות מד עכבה.
    הערה: עכבה גדולה יותר תגרום למבוא של חפצי תנועה במהלך ההקלטה.
  7. בצעו את פתיחת הגולגולת. במקומות המסומנים ניתן להשאיר את הדורא ללא פגע בעכברים.
  8. חברו את הסיכה הגברית של בורג הקרקע ואת מחבר הקרקע של מערך המיקרו-כונן. בדוק את הקישוריות באמצעות מד העכבה על ידי מדידת בין בורג הקרקע לבין הגנה.
  9. הגדר את מערך המיקרו-כונן למתאם, הגדר אותו למכשיר הסטריאוטקאלי, והנמך באיטיות את לווין הסיליקון עד לעומק הרצוי. ודא כי צרורות tetrode ממוקמים מעל פני השטח המוח אבל עדיין בתוך מערך microdrive כאשר בדיקה סיליקון מוכנס למוח (איור 4A).
  10. בזהירות להחיל את משחה סיליקון כדי לאטום את האזור של לווין הסיליקון ואת הצרור tetrode (איור 4B). לשים כמות קטנה של משחה סיליקון בקצה המחט 20 G ולהחיל את גריז סביב הגששים באמצעות המחט. חזור עד שגריז סיליקון מכסה לחלוטין את האזור סביב החללית כך אקריליק שיניים אינו זורם אל או מתחת אלקטרודות/בדיקה. להיזהר לא לתת את הגריז לגעת באתרי האלקטרודה, אחרת זה יהיה באופן דרמטי להגדיל את העכבה של אתרי ההקלטה.
  11. החלת אקריליק שיניים כדי לתקן את מערך microdrive כדי ברגים עיגון בגולגולת.
    הערה: מומלץ להחיל אקריליק שיניים בשלוש שכבות כדי למנוע את החום מוגזמת המיוצר במהלך הריפוי של אקריליק.
  12. הסר את המתאם ממערך המיקרו-כונן בזהירות. הכנס 1 mL של PBS תת-עורי כדי למנוע התייבשות. הכנס 5 מ"ג/ק"ג מלוקסיאם תת-עורי כטיפול כאבים.
  13. לכסות את המחבר סיליקון-בדיקה על ידי פיסת קלטת כדי למנוע כל לכלוך להיכנס פנימה של חיבורי חשמל. כסו את מערך המיקרו-כונן באמצעות סרט פרפין פלסטי והדבק אותו במקומו.
  14. ניהול טיפול כאבים המתאים 3 ימים (למשל, זריקות תת עורית של 2 מ"ג/ק"ג מלוקסיאם פעם ביום). אפשר 3 – 5 ימים להתאוששות לפני תחילת התאמת tetrode. העכבר מושתל לאחר תקופת ההחלמה מוצג באיור 4C.

6. שחזור סיליקון-בדיקה (איור 4D)

  1. הכנס קטמין (75 מ"ג/ק"ג) ו דקדמדטומדין (1 מ"ג/ק"ג) הרדמה intraperitoneally והעדר אישור של רפלקס הבוהן. לתקן את העכבר מורדם על ידי מימוש ישיר 4% פאראמפורמלדהיד דרך הלב באמצעות ברדס. שיטות כירורגיות למכרסמים מתוארות בעבר42.
  2. שחרר את האגוזים של בעל חזיות באמצעות plier. אז, בזהירות להעביר אותו לחלק העליון של הגוף על ידי הפיכת בורג הכוונון כדי למשוך באופן מלא את הסיליקון-בדיקה לכיוון בתוך הגוף מערך microdrive. להדק את האגוזים להחזיק את הגשוש בעמדה העליונה.
  3. להוציא את המוח העכבר מלמטה על ידי פיצוח הגולגולת מהצד. מערך המיקרו-כונן מופרד כעת מהחיה.
  4. להסיר לחלוטין את בצורת המיקרו-כונן-בורג המניע את בדיקת סיליקון. לשחרר ולהוציא את האגוזים של המחזיק חזיות באמצעות צבת. תוציא את הרכיב. ממחזיק הפרשול
  5. להתיר את המחבר מחבר הגשוש וניתוק מגוף הכונן. בדוק כי מחבר הגשוש יכול לרדת מגוף מערך המיקרו-כונן.
  6. החזיקו את החלק העליון של המעבורת עם מספריים, ולאחר מכן החלק בזהירות את ההרכבה הסיליקון-בדיקה מתוך מערך microdrive.
  7. נקה את העצה בדיקה עם מנקה עדשות מגע (הראשון עם אנזים, ואז 3% חמצן מימן) עבור יום אחד לפחות. נגב בזהירות את העצה האלקטרודה באמצעות רפידות איזופנול מתחת למיקרוסקופ. שמור את הגשוש בתיבת אחסון ללא סטטי.
    הערה: המעבורת ואת הרכב בדיקה המחבר להישאר מחובר הבדיקה סיליקון ניתן להשתמש חוזר בהשתלה הבאה.
    הערה: חלק מבדיקות הסיליקון לא נסבלים עם מי חמצן מימן. במקרה זה, להשתמש בפתרון עדשות מגע המכיל אנזים פרוטנוגד חרדה בלבד.
  8. כדי לעשות שימוש חוזר בגוף מערך microdrive עבור הניתוח הבא, להסיר אקריליק שיניים באמצעות שילוב של מקדחים טיפים עדינים מצבתים. לאחר מכן, לשחזר את בורגי הגולגולת על ידי הסרת אקריליק שיניים הוסרו לאצטון. שימו לב כי אצטון ימוסס חלקי פלסטיק של מערך microdrive.
  9. הסירו את האפוקסי בין גוף המיקרו-כונן לבין חרוט המגן בעזרת אזמל.
    הערה: אין צורך להדפיס חלקים נוספים לניתוח הבא אם המיקרו-כונן אינו מקולקל.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מערך המיקרו-כונן נבנה בתוך 5 ימים. ציר הזמן של הכנת המיקרו-כונן מתואר בטבלה 2. באמצעות מיקרו-כונן זה, תשעה tetrodes ואחד בדיקה סיליקון היו מושתלים לתוך היפוקמאל CA1 ו-MEC של העכבר [21 שבוע/29 משקל גוף האדם pOxr1-המין הגברי (C57BL/6 רקע)], בהתאמה. זה עכבר הטרנסגניים מבטא את היצור ב-MEC שכבה III הנוירונים באמצע. העכבר הוזרק עם 200 nL של AAV5-DIO-ChR2-YFP (titer: 7.7 x 1012 Gc/mL) לתוך MEC 10 שבועות לפני השתל אלקטרודה. LFPs נרשמו באמצעות מסנן עם מעבר נמוך (1-500 Hz), ויחידות העולה זוהו באמצעות מס...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

הפרוטוקול מדגים כיצד לבנות ולשתול מערך microdrive היברידית המאפשר הקלטה של פעילויות עצביות משני אזורים המוח באמצעות tetrodes עצמאית מתכווננת ו סיליקון-בדיקה בעכברים מתנהגים בחופשיות. זה גם מדגים הניסויים אלקטרואופטיקה והתאוששות של בדיקה סיליקון לאחר ניסויים. בעוד בדיקה סיליקון מתכווננת33 או opto-סיליקון בדיקה36 השרשה מומחש בעבר עכברים, פרוטוקול זה יש יתרונות ברורים מערך tetrode סימולטני ו opto-סיליקון השתלת בדיקה כדי לספק גמיש בחירה של סוגי בדיקה מושתלים. סוג של החללית מושת...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

. למחברים אין מה לגלות

תודות

עבודה זו נתמכת בחלקו על ידי האגודה היפנית לקידום המדע מלגות מחקר בחו ל (HO), תוכנית מלומד הוענק (TK), תוכנית מדעי הגבול האנושית (tk), הקרן לחקר המוח (TK), מדעי הפקולטה ורכישת טכנולוגיה תוכנית שמירה (TK), המוח & התנהגות מחקר הקרן (TK), ועל ידי מענק המחקר של קרן של Sumitomo (JY), NARSAD מחקר צעיר במחקר מענק (JY). אנו מודים ל-W. מארקס על הערות יקרות ערך והצעות במהלך הכנת כתב היד.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
#00-90 בורגJ.I. מוריס#00-90-1/8ברגי EIB
#0-80 אגוזחלקים קטניםB00DGB7CT2אגוז פליז להחזקת מחזיק טבעת סיבים
#0-80 בורגחלקים קטניםB000FMZ57Gבורג מכונת פליז לתושבת מחבר בדיקה, מחזיק טבעת סיבים וחרוט מיגון
22 צינורות פוליאתרקטון Gaחלקים קטניםSLPT-22-24לחיבור למעבורת, קוטר פנימי של 0.025 אינץ'
23 צינורות אל חלד Gaחלקים קטניםHTX-23Rלטטרודה
23 חוט אל חלד Gaחלקים קטניםHTX-23R-24-10לחוט בצורת L/תמיכה
26 חוט אל חלד Gaחלקים קטניםGWX-0200לעמודי מנחה
30 Ga חוט אל חלדחלקים קטניםHTX-30Rלטטרודה
חבילת תוכנת CAD תלת-ממדיתDassault Systè mesSolidWorks 2003
מדפסת תלת מימדFormLabForm2
צינורות בידוד פולימיד 5.5 מילHPC Medical72113900001-012
סרט רדיד אלומיניוםדבקים Tyco Tyco 617022 סרט רדיד אלומיניוםחרוט מיגון חלופי
YSHIELDHSF54למחרוט
מיגוןברגים מותאמים אישית למיקרו-כונן סיליקון-בדיקהAMTUNM1.25-HalfMoonחצי ירח, קוטר 1.5 מ"מ, 300 ומיקרו;
ברגים מותאמים אישית בגובה חוט m עבור tetrode microdriveAMTYamamoto_0000-160_9mmבורג אל חלד מחורץ, קוטר 0.5 מ"מ, 160 ומיקרו; גובה חוט m, בהתאמה אישית לפי הזמנה עבור העיצוב שלנו
אקריליק דנטליStoelting51459
דגם שיניים שרףFormLabRS-F2-DMBE-02
כלי סיבובי Dremelדגם 800מקדח מטחנה
Fine ScienceTool 19007-05
לוח ממשק חשמליNeuralynxEIB-36-Narrow
אפוקסיDevconGLU-735.905 דקות משחת עיניים אפוקסי
DechraPuralube משחת עינייםלמניעת התייבשות עיני עכברים במהלך הניתוח
גיליון ליטוש סיביםThorlabsLFG5Pלליטוש פינצטה עדינה של סיבים
אופטייםProtech International15-368לטעינה/שחזור בדיקת הסיליקון
זהב פיניםNeuralynxEIB פינים
A-M Systems7815000.010 אינץ' חוט כסף
חשוף קדם מגברNeuralynxHS-36
מד עכבהBAKאלקטרוניקה דגם IMP-21 קילו-הרץ תדר בדיקה
שמן מינרליZONA36-105לסיכה ברגים וחוטים סיבים
אופטייםDoricMFC_200/260-0.22_50mm_ZF1.25(G)_FLT
מערכת הקלטהNeuralynxDigital Lynx 4SX
סופר סיבי אודםThorlabsS90Rלפיצול גריז הסיליקון של הסיבים האופטיים
Fine Science Tool29051-45
בדיקת סיליקוןNeuronexusA1x32-Edge-5mm-20-177איור 3, 4A, 4B, 5
בדיקת סיליקוןNeuronexusA1x32-6mm-50-177איור 4C
תמיסת שטיפת בדיקת סיליקוןמנקה עדשות מגעAlconAL10078844
סיליקון סיליקוןSmooth-OnDragon Skin 10 FASTלהכנת תבנית microdrive
צבע כסףGC אלקטרוני22-023ציפוי הדפסת כסף II, המשמש לחוטי הארקה
בורג גולגולתאוטו פריי2647-10ACקוטר 0.8 מ"מ, 0.200 מ"מ חוט
גובה מספריים כירורגיים סטנדרטייםROBOZRS-5880
מכשיר סטריאוטקסיKopfדגם 942
סופר דבקLoctiteLOC230992למריחה על
פינצטה כירורגיתROBOZRS-5135
טטרוד טוויסטריוני ימאמוטוTT-01
חוטי טטרודהSandvikPX000004
למשחת מוליך חוט קרקע קטן

מקורות

  1. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
  2. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. The Journal of Neuroscience. 16 (2), 823-835 (1996).
  3. Keating, J. G., Gerstein, G. L. A chronic multi-electrode microdrive for small animals. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 201-206 (2002).
  4. Winson, J. A compact micro-electrode assembly for recording from the freely moving rat. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 35 (2), 215-217 (1973).
  5. Michon, F., et al. Integration of silicon-based neural probes and micro-drive arrays for chronic recording of large populations of neurons in behaving animals. Journal of Neural Engineering. 13 (4), 046018(2016).
  6. Lansink, C. S., et al. A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).
  7. Billard, M. W., Bahari, F., Kimbugwe, J., Alloway, K. D., Gluckman, B. J. The systemDrive: a Multisite, Multiregion Microdrive with Independent Drive Axis Angling for Chronic Multimodal Systems Neuroscience Recordings in Freely Behaving Animals. eNeuro. 5 (6), (2018).
  8. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  9. Lu, P. L., et al. Microdrive with Two Independent Moveable Sets for Wide-Ranging, Multi-Site, Multi-Channel Brain Recordings. Journal of Medical and Biological Engineering. 34 (4), 341-346 (2014).
  10. Haiss, F., Butovas, S. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 67-72 (2010).
  11. Headley, D. B., DeLucca, M. V., Haufler, D., Pare, D. Incorporating 3D-printing technology in the design of head-caps and electrode drives for recording neurons in multiple brain regions. Journal of Neurophysiology. 113 (7), 2721-2732 (2015).
  12. Voigts, J., Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: an ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8(2013).
  13. Yamamoto, J., Tonegawa, S. Direct Medial Entorhinal Cortex Input to Hippocampal CA1 Is Crucial for Extended Quiet Awake Replay. Neuron. 96 (1), 217-227 (2017).
  14. Schomburg, E. W., et al. Theta phase segregation of input-specific gamma patterns in entorhinal-hippocampal networks. Neuron. 84 (2), 470-485 (2014).
  15. Fernandez-Ruiz, A., et al. Entorhinal-CA3 Dual-Input Control of Spike Timing in the Hippocampus by Theta-Gamma Coupling. Neuron. 93 (5), 1213-1226 (2017).
  16. Rey, H. G., Pedreira, C., Quian Quiroga, R. Past, present and future of spike sorting techniques. Brain Research Bulletin. 119 (Pt B), 106-117 (2015).
  17. Gray, C. M., Maldonado, P. E., Wilson, M., McNaughton, B. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. Journal of Neuroscience Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
  18. Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
  19. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  20. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  21. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  22. Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus. Science. 321 (5894), 1322-1327 (2008).
  23. Gauthier, J. L., Tank, D. W. A Dedicated Population for Reward Coding in the Hippocampus. Neuron. 99 (1), 179-193 (2018).
  24. Davidson, T. J., Kloosterman, F., Wilson, M. A. Hippocampal replay of extended experience. Neuron. 63 (4), 497-507 (2009).
  25. Gerwinn, S., Macke, J., Bethge, M. Bayesian population decoding of spiking neurons. Frontiers in Computational Neuroscience. 3, 21(2009).
  26. Sakata, S., Harris, K. D. Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex. Neuron. 64 (3), 404-418 (2009).
  27. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. Journal of Neurophysiology. 90 (2), 1314-1323 (2003).
  28. Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. Improving data quality in neuronal population recordings. Nature Neuroscience. 19 (9), 1165-1174 (2016).
  29. Hilgen, G., et al. Unsupervised Spike Sorting for Large-Scale, High-Density Multielectrode Arrays. Cell Reports. 18 (10), 2521-2532 (2017).
  30. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  31. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001(2017).
  32. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  33. Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations. Cell. 157 (4), 845-857 (2014).
  34. Rangel Guerrero, D. K., Donnett, J. G., Csicsvari, J., Kovacs, K. A. Tetrode Recording from the Hippocampus of Behaving Mice Coupled with Four-Point-Irradiation Closed-Loop Optogenetics: A Technique to Study the Contribution of Hippocampal SWR Events to Learning. eNeuro. 5 (4), (2018).
  35. Liang, L., et al. Integrated and Quick-to-Assemble (SLIQ) Hyperdrives for Functional Circuit Dissection. Frontiers in Neural Circuits. 11, 8(2017).
  36. Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes. Scientific Reports. 7 (1), 2773(2017).
  37. Quilichini, P., Sirota, A., Buzsaki, G. Intrinsic circuit organization and theta-gamma oscillation dynamics in the entorhinal cortex of the rat. The Journal of Neuroscience. 30 (33), 11128-11142 (2010).
  38. Sauer, J. F., Struber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  39. Shikano, Y., Sasaki, T., Ikegaya, Y. Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), (2018).
  40. Brunetti, P. M., et al. Design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice. Journal of Visualized Experiments. 91 (91), e51675(2014).
  41. Battaglia, F. P., et al. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. Journal of Neuroscience Methods. 178 (2), 291-300 (2009).
  42. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  43. Suh, J., Rivest, A. J., Nakashiba, T., Tominaga, T., Tonegawa, S. Entorhinal cortex layer III input to the hippocampus is crucial for temporal association memory. Science. 334 (6061), 1415-1420 (2011).
  44. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. The European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  45. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Current Opinion in Neurobiology. 50, 92-100 (2018).
  46. Jones, M. W., Wilson, M. A. Theta rhythms coordinate hippocampal-prefrontal interactions in a spatial memory task. PLoS Biology. 3 (12), e402(2005).
  47. Frank, L. M., Brown, E. N., Wilson, M. A. A comparison of the firing properties of putative excitatory and inhibitory neurons from CA1 and the entorhinal cortex. Journal of Neurophysiology. 86 (4), 2029-2040 (2001).
  48. Kitamura, T., et al. Eng and circuits crucial for systems consolidation of a memory. Science. 356 (6333), 73-78 (2017).
  49. McGaugh, J. L., Cahill, L., Roozendaal, B. Involvement of the amygdala in memory storage: interaction with other brain systems. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (24), 13508-13514 (1996).
  50. Frankland, P. W., Bontempi, B., Talton, L. E., Kaczmarek, L., Silva, A. J. The involvement of the anterior cingulate cortex in remote contextual fear memory. Science. 304 (5672), 881-883 (2004).
  51. Mikulovic, S., et al. On the photovoltaic effect in local field potential recordings. Neurophotonics. 3 (1), 015002(2016).
  52. Kuleshova, E. P. Optogenetics – New Potentials for Electrophysiology. Neuroscience and Behavioral Physiology. 49 (2), 169-177 (2019).
  53. Meng, E., Hoang, T. MEMS-enabled implantable drug infusion pumps for laboratory animal research, preclinical, and clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1628-1638 (2012).
  54. Hu, S., et al. Dietary Fat, but Not Protein or Carbohydrate, Regulates Energy Intake and Causes Adiposity in Mice. Cell Metabolism. 28 (3), 415-431 (2018).
  55. Yang, Y., Smith, D. L. Jr, Keating, K. D., Allison, D. B., Nagy, T. R. Variations in body weight, food intake and body composition after long-term high-fat diet feeding in C57BL/6J mice. Obesity. 22 (10), 2147-2155 (2014).
  56. Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement, Part A. Laboratory Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
  57. Lidster, K., et al. Opportunities for improving animal welfare in rodent models of epilepsy and seizures. Journal of Neuroscience Methods. 260, 2-25 (2016).
  58. Lin, L., et al. Large-scale neural ensemble recording in the brains of freely behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 28-38 (2006).
  59. Kislin, M., et al. Flat-floored air-lifted platform: a new method for combining behavior with microscopy or electrophysiology on awake freely moving rodents. Journal of Visualized Experiments. (88), e51869(2014).
  60. Gaskill, B. N., Karas, A. Z., Garner, J. P., Pritchett-Corning, K. R. Nest building as an indicator of health and welfare in laboratory mice. Journal of Visualized Experiments. (82), 51012(2013).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

הקלטת טטרודותהקלטה משני אתריםהקלטת מעגלים עצבייםגירוי אופטוגנטיפוטנציאלי שטח מקומייםשחזור גששי סיליקוןמיקרו-דרייב מודפס בתלת-ממד
מערכת Microdrive היברידית עם בדיקה ההשבה Opto-סיליקון ו Tetrode עבור הקלטה כפול בצפיפות גבוהה בחופשיות העברת עכברים
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.