הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

יציקת כלי דם של ריאות עכבר מבוגר ומוקדם לאחר הלידה עבור הדמיית מיקרו-CT

7.6K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/61242

⸱

20 ביוני 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Translational Vascular Medicine Branch, National Heart Lung and Blood Institute, National Institutes of Health, 2Mouse Imaging Facility, National Institute of Neurological Disorders and Stroke, National Institutes of Health, 3Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill

במאמר זה

סיכום

המטרה של טכניקה זו היא הדמיה ex vivo של רשתות עורקים ריאתיים של עכברים פוסט לידתיים ומבוגרים מוקדם באמצעות אינפלציה ריאות והזרקה של תרכובת פולימר אטומה רדיו באמצעות עורק הריאה. יישומים פוטנציאליים עבור רקמות יצוקות נדונים גם.

תקציר

כלי דם יוצרים רשתות מורכבות בחלל תלת מימדי. כתוצאה מכך, קשה להעריך חזותית כיצד רשתות כלי דם אינטראקציה ולהתנהג על ידי התבוננות על פני השטח של רקמה. שיטה זו מספקת אמצעי לדמיין את ארכיטקטורת כלי הדם התלת מימדית המורכבת של הריאה.

כדי להשיג זאת, צנתר מוכנס לתוך עורק הריאה ואת כלי הדם הוא שטף בו זמנית של דם ומורחב כימית כדי להגביל את ההתנגדות. הריאות מתנפחות לאחר מכן דרך קנה הנשימה בלחץ סטנדרטי, תרכובת הפולימר חדורת לתוך מיטת כלי הדם בקצב זרימה סטנדרטי. לאחר כל רשת העורקים מתמלאת ומותר לרפא, כלי הדם של הריאות עשוי להיות חזותי ישירות או בתמונה על סורק מיקרו CT (μCT).

כאשר מבוצע בהצלחה, אפשר להעריך את רשת עורקים ריאתי בעכברים החל בגילים שלאחר הלידה מוקדם למבוגרים. בנוסף, בעוד הפגינו במיטת עורקים ריאתי, שיטה זו יכולה להיות מיושמת על כל מיטה כלי דם עם מיקום צנתר אופטימיזציה ונקודות קצה.

מבוא

המוקד של טכניקה זו הוא הדמיה של ארכיטקטורת עורקים ריאתי באמצעות תרכובת פולימר מבוסס בעכברים. בעוד עבודה נרחבת בוצעה על מיטות כלי דם מערכתיות כגון מוח, לב, וכליה1,,2,,3,,4,,5 , פחות מידעזמיןלגבי הכנה ומילוי של רשת עורקים ריאתית. מטרת מחקר זה, אם כן, היא להרחיב עלעבודה קודמת 6,7,8ולספק התייחסות כתובהוחזותית מפורטת כי החוקרים יכולים בקלות לעקוב כדי לייצר תמונות ברזולוציה גבוהה של עץ עורקי הריאה.

בעוד שיטות רבות קיימות עבור תיוג והדמיה כלי דם ריאות, כגון הדמיית תהודה מגנטית, אקוקרדיוגרפיה, או ANgiography CT9,10, רבים של שיטות אלה להיכשל למלא כראוי ו / או ללכוד את כלי קטן, הגבלת היקף מה ניתן ללמוד. שיטות כגון מקטעים טוריים ושחזור מספקים רזולוציה גבוהה אך הם זמן / עבודהאינטנסיבית 11,12,13. שלמות הרקמה הרכה שמסביב נפגעת בליהוק קורוזיהמסורתי 10,,13,,14,,15,,16. אפילו גיל וגודל בעלי חיים הופכים לגורמים כאשר מנסים להציג צנתר או, הרזולוציה היא חסרה. טכניקת הזרקת פולימר, מצד שני, ממלאת עורקים לרמת ניים ובשילוב עם μCT, מאפשרת רזולוציה שאין שני לה5. דגימות מריאות העכבר צעיר כמו יום לאחר הלידה 14 כבר יצוק בהצלחה8 ומעובד בעניין של שעות. אלה ניתן לסרוק מחדש ללא הגבלת זמן, או אפילו נשלח למיקרוסקופי הכנה היסטולוגית / אלקטרונים (EM) מבלי להתפשר על הרקמה הרכה הקיימת17. המגבלות העיקריות לשיטה זו הן העלות מראש של ציוד/תוכנה CT, אתגרים עם ניטור מדויק של לחץ תוך-וסקולרי, ועם חוסר היכולת לרכוש נתונים באופן אורכי באותה חיה.

נייר זה מתבסס על עבודה קיימת כדי לייעל עוד יותר את טכניקת הזרקת עורק הריאה ולדחוף את הגבולות הקשורים לגיל/גודל עד ליום שלאחר הלידה 1 (P1) כדי להניב תוצאות מרשימות. זה שימושי ביותר עבור צוותים שרוצים ללמוד רשתות כלי דם עורקיים. בהתאם לכך, אנו מספקים הדרכה חדשה למיקום/ייצוב של צנתר, שליטה מוגברת על קצב מילוי/נפח, ומדגישים חסרונות בולטים להצלחה מוגברת בליהוק. לאחר מכן ניתן להשתמש בשחקנים כתוצאה מכך לאפיון עתידי וניתוח מורפורולוגי. אולי חשוב מכך, זוהי ההדגמה החזותית הראשונה, למיטב ידיעתנו, שהולכת את המשתמש בהליך המורכב הזה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל השיטות המתוארות כאן אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול בבעלי חיים ושימוש (ACUC) של המכון הלאומי לריאות ודם בלב.

1. הכנה

  1. להזריק את העכבר תוך-אפרטינולי עם הפרין (1 יחידה / גרם משקל גוף העכבר) ולאפשר לו ambulate במשך 2 דקות.
  2. להמתת לחיות בתאדו-קומתי 2.
  3. מסדרים את העכבר בתמוה מעולה על לוח כירורגי ומאבטחים את כל ארבעת הגפיים ללוח עם סרט הדבקה. השתמש הגדלה עבור פירוק בסדר.

2. חשיפת ריאות וקנה הנשימה

  1. לרסס את הצד האוורני של העכבר עם 70% אתנול כדי למזער את הפרעות השיער.
  2. לתפוס את עור הבטן עם מורסות ו לעשות חתך קטן עם מספריים באזור הטבור. החלק את קצות המספריים לתוך השכבה הפשלה בין שרירי הבטן והעור והתחיל להפריד בין שתי השכבות. עבודה באופן תברותי, הסרת העור מהבטן, בית החזה והצוואר.
  3. פותחים את שרירי הבטן במספריים וחותכים לרוחב משני הצדדים עד שהסרעפת נחשפת.
  4. אחז בעדינות בתהליך ה-xiphoid והרם מעט את בית החזה וממקסם את הנוף של הריאות הקוודיות דרך הסרעפת הרזה ושקוף למחצה. בזהירות לעשות חתך קטן בסרעפת ממש מתחת לתהליך xiphoid. הריאות יקרסו ויתרחקו מהסרעפת. תחתוך את הסרעפת הרחק מבית החזה, ותדאג לא לחתוך את פארנצ'ימה בריאה.
  5. לאתר ולנתק את הווירה ונה נחות (IVC) והוושט שבו הם עוברים דרך הסרעפת. השתמשו בגזה כדי לנקות את כל הדם הצורם בחלל בית החזה, ולהימנע ממגע עם הריאות.
  6. לתפוס את xiphoid שוב ולהרים בעדינות. חותכים את בית החזה דו-צדדי (בערך בקו האמצע) ונמנעים ממגע עם הריאות. הסר את בית החזה הקדמי לחלוטין, מה שהופך את החתך הסופי לאורך זווית החזה ממש לפני manubrium.
  7. באמצעות מזרק ממולא מראש, בליברליות להרטיב את הריאות עם תמיסת מלח פוספט אגירה (PBS, pH 7.4) כדי למנוע התייבשות. המשך בשגרה זו לאורך כל ההליך.
  8. בעזרת מפסים, אחז במנובריום והתרומם בעדינות מהגוף. באמצעות מספריים, לחתוך 1-2 מ"מ רוחבי למאניובריום, לנתק את עצם הבריח, ולהסיר. זה יחשוף את התימוס שמתחת.
  9. לתפוס כל אונה של התימוס, להתפרק, ולהסיר. חזור על הליך זה עם בלוטת התת-נהל. לבסוף, להסיר את רקמת השרירים כיסוי קנה הנשימה.
    הערה: בעקבות החיתוך, הלב, אב העורקים העולה (AA), גזע עורקי ריאתי (PAT) וקנה הנשימה צריך להיות גלוי. ודא הענפים העורקים הראשיים את תא המטען אינם מחולקים או פצועים.

3. צנתור הרשות הפלסטינית ופליטת דם

  1. כדי להרכיב יחידה 1, חוט 15 ס"מ של PE-10 צינורות על הרכזת של מחט 30 G ולצרף מזרק 1 מ"ל ממולא מראש עם 10-4 M נתרן nitroprusside (SNP) ב PBS. ראש הצינורות על ידי קידום הבוכנה עד כל האוויר מטוהר מיחידה זו (איור 1).
    התראה: SNP רעיל אם הוא נבלע. הימנע ממגע עם העור והעיניים. לשטוף את העור ביסודיות לאחר הטיפול. ללבוש ציוד מגן אישי מתאים.
    1. לחלופין, להרכיב יחידה 2. לעכברים לאחר הלידה יום 7 (P7) ומטה, השתמש בהמוסטט כדי לנתק מחט נוספת 30 G מהרכזת שלה ולהשחיל את המחט על הקצה הפתוח של הצינורות של יחידה 1(איור 1).
  2. במקום מחט, השתמש ממחיצה חדה מעוקלת כדי לתפוס קצה אחד של 10 ס"מ אורך של 7-0 משי. חודרים את החלק העליון של הלב הנכנס מצד אחד ומעביר את קצות המקצות דרך השריר ומחוץ לצד השני. אחז במשי עם סט נוסף של מלקות ומשוך כ-2 ס"מ אורך דרך וקשור. קח את הקצה הנותר של 8 ס"מ של התפר, מושך את הלב בcaudally, ולהדביק את הסוף ללוח כירורגי.
    הערה: זה ייצור מתח, עוד יותר לחשוף את כלי הדם הגדולים ולך את הלב במקום, המאפשר מיקום קל יותר של הצנתר בעורק הריאה.
  3. וו את הקצוות של מכריחים מעוקלים תחת AA ו PAT. משוך 3 ס"מ אורך של 7-0 משי בחזרה דרך הפתח וליצור תפר רופף זריקה אחת.
  4. באמצעות מספריים לעשות חתך 1-2 מ"מ לכיוון שיא הלב, חודר החדר הימני דק קיר (RV), כדי לאפשר החדר של הצנתר (יחידה 1). לפני הכניסה, ודא שאין אוויר במערכת. הצג את הצינורות המובחרים לחדר הימני והתקדם בעדינות אל תוך ה-PAT השום למחצה עם הקיר הדק.
    1. ודא ויזואלית כי הצנתר לא התקדם לתוך ענפים ריאתיים שמאל או ימין ואינו כולל את הענף עורק הריאה. באמצעות סרט הדבקה, אבטחו את החלק הדיסטלי של הצינורות ללוח הכירורגי.
      הערה: כדי לזהות את הקרוואן, השתמש במקלות כדי לצבוט את הצד הימני של הלב. שלא כמו החדר השמאלי, הקיר החופשי הדק יחסית של הקרוואן צריך להיאחז בקלות.
    2. עבור עכברים מתחת P7, לצרף יחידה 2 micromanipulator ולהציג את קצה המחט של היחידה לתוך PAT כמתואר לעיל באמצעות מניפולטור.
  5. הידקו בעדינות את התפר הרופף סביב שני כלי הדם הגדולים וחתכו את אורך התפר באורך 8 ס"מ שנוצרו בשלב 3.2 כדי להחזיר את הלב לתנוחת מנוחה טבעית. הצנתר מאובטח כעת היטב בתוך ה-PAT.
  6. חתוך את התאוריה השמאלית של הלב כדי לאפשר לתפרה לצאת מהמערכת.
  7. מזרק מאובטח המכיל SNP (יחידה 1 או יחידה 2, תלוי גודל) במשאבת המזרק ולערור את הפתרון בקצב של 0.05 מ"ל/דקה כדי לשטוף את הדם ולהדיל באופן מצמצם את כלי הדם. דם / מפרב ים יהיה לצאת דרך auricle קצץ. המשך עירוי עד להסתפר פועל ברור (~ 200 μL בעכבר בוגר, פחות עבור בעלי חיים צעירים).
    הערה: בעת תחבולה PBS/SNP צמיגות נמוכה, שיעור אינפוזיה גבוה יחסית שימש לטובת חיסכון בזמן. תרכובת הפולימר צמיגית יותר חדור בקצב איטי יותר כדי למנוע מילוי יתר, קרע, ולמקסם את השליטה על נקודות קצה דיסטליות.

4. אינפלציית טרצ'וסטומיה וריאות

  1. לבנות את יחידת אינפלציית הריאות (איור 2).
    1. חברו צנתר פלסטיק גמיש 24 G תוך וריד (IV) (מחט הוסרה)/עירוי פרפר לסטופרוק, המחובר למזרק פתוח של 50 מ"ל (ללא בוכנה). תלו את המזרק מעמדת טבעת.
    2. הוסף 10% פורמלין אגירה למזרק. פתח את הפקק, המאפשר לפורמלין להיכנס לצינורות ולטהר את כל האוויר מהמערכת. סוגרים את הפקק ומרימים את המזרק עד שהניסקוס יהיה 20 ס"מ מעל קנה הנשימה8.
      התראה: פורמלין הוא דליק, מסרטנים, רעיל באופן חריף בעת בליעה, וגורם לגירוי בעור, נזק רציני לעיניים, רגישות העור, מוטגניות תאי נבט. הימנעו בליע ומגע עם העור והעיניים. הימנע משאיפת האדים או הערפל. התרחקו ממקורות הצתה. ללבוש ציוד מגן אישי מתאים.
  2. מניחים שני תפרים רופפים נחותים לסחוס הארואיד 2-4 מ"מ זה מזה.
  3. באמצעות מספריים, לעשות חתך קטן ברצועה cricoth בלוטת התריס מעולה על התפרים.
  4. הכנס את הצנתר IV לתוך הפתח וקדם את הקצה מעבר לשני התפרים הרופפים.
  5. להדק את התפרים סביב קנה הנשימה ולפתוח את הטועק. לאפשר פורמלין להיכנס לריאות על ידי כוח המשיכה ולחכות 5 דקות לריאות לנפח באופן מלא. אם הריאות לדבוק בית החזה במהלך האינפלציה, לתפוס את החלק החיצוני של בית החזה עם מקצות קצה קהה ולנוע לכל הכיוונים כדי לסייע בהצלת האונות. אל תיצור קשר ישיר עם הריאות.
  6. אחרי 5 דקות, בחזרה את הצנתר IV מעבר התפר הראשון ligate. אני חוזר על התפר השני. הריאות מנופחות כעת במצב סגור ולחץ.

5. הטלת כלי הדם

  1. בצינור 1.5 מ"ל, להכין 1 מ"ל של פתרון 8:1:11 8 של פולימר:דילול:ריפוי סוכן בעדינות להפוך כמה פעמים כדי להבטיח ערבוב טוב.
  2. מוציאים את הבוכנה ממזרק של 1 סמ"ק, מכסים את הקצה הנגדי באצבע עם כפפות, ושופכים את תרכובת הפולימר למזרק. מכניסים בזהירות את הבוכנה, הפוך ומקדמים את הבוכנה כדי להסיר את כל האוויר ויוצרים מניסקוס בקצה המזרק.
  3. הסר את מזרק SNP/PBS ממרכז המחט וטפטף PBS נוסף לתוך הרכזת כדי ליצור מניסקוס. בדוק בקפידה את הרכזת לאיתור אוויר לכוד, תנתק במידת הצורך, ותקן את המניסקוס. הצטרף לרכזת למזרק מלא בתרכובת פולימר.
    הערה: יצירת מניסקוס בשני הקצוות מפחיתה באופן משמעותי את הסיכוי לאוויר להיכנס למערכת.
  4. חבר את תרכובת הפולימר המאובזר למשאבת המזרק והטמיע במהירות של 0.02 מ"ל/דקה.
    הערה: עבור ריאות קטנות יותר, קצב איטי יותר יכול להיות מועיל כדי למנוע מילוי יתר, אך, אינו חיוני.
  5. לפקח על המתחם כפי שהוא נע בחופשיות במורד צינורות PE ושים לב נפח המזרק כפי שהוא נכנס PAT. להמשיך למלא עד כל האונות מתמלאים לחלוטין עד לרמת נימי ולעצור את משאבת המזרק. בדוק שוב את עוצמת המזרק.
    הערה: לאחר מספר ריצות ניתן להשתמש אמצעי אחסון משוער כדי לאמוד נקודת קצה משוערת (~ 35 μL עבור עכבר מבוגר ~ 5 μL עבור גור P1). לאחר הפסקת המשאבה, הלחץ השיאורי במערכת ימשיך לדחוף את תרכובת הפולימר לתוך עורקי הריאות. כל אונות הריאות אמורות להתמלא בקצב דומה.
  6. מכסים את הריאות במגיב ניקוי סיבים אופטיים, מורחים בליברליות PBS, ומאפשרים לפגר לשבת ללא הפרעה במשך 30-40 דקות בטמפרטורת החדר. במהלך תקופה זו, תרכובת הפולימר תרפא ותתקשה.
  7. הסר את הצנתר, נתק את הזרועות/החצי התחתון של העכבר, והניחו את הראש/בית החזה ב-50 מ"ל מלא ב-10% פורמלין במשך הלילה.
  8. לאחר קיבעון, אחז קנה הנשימה והפרד בעדינות את יחידת הלב/ריאה מכלוב הצלעות הנותרים ומבתי החזה. מניחים את בלוק הלב/ריאה במבעון מבריק מלא פורמלין. זרוק את השאר.

6. מיטות כלי דם חלופיות לליהוק (שולחן 1)

הערה: כל מיטת כלי דם היעד עשוי לדרוש מיקום צנתר שונים, שיעורי אינפוזיה, וזמי מילוי אופטימליים. לכן, בעלי חיים מרובים יהיה צורך להטיל איברים מרובים.

  1. עבור מיטות כלי דם מערכתיות מעולה או נחות הסרעפת בצע את השלבים 1.1-2.5 כאמור לעיל. ראה הערות נוספות במערכת הפורטל ובסרעפת (טבלה 1).
  2. לתפוס את תהליך xiphoid עם hemostat ולחתוך את בית החזה דו צדדי (בערך בקו האמצע) ממש לפני עורקי בית החזה הפנימיים.
  3. מקפלים את בית החזה עדיין מחובר על כך שהוא נח על הצוואר / הראש של החיה, חשיפת חלל החזה באופן מלא.
  4. בצע שלב 3.1 לעיל, לאחר מכן להסיר את הריאות. ברגע אבקים בית החזה (TA) גלוי, וו את הקצוות של מקצות מעוקלים מתחתיו, ~ 10 מ"מ מעולה הסרעפת. לתפוס 3 ס"מ אורך של 7-0 משי, למשוך בחזרה דרך הפתח תחת ת"א, וליצור תפר רופף לזרוק אחת. חזור על הליך זה ~ 8 מ"מ מעל הסרעפת.
  5. עבור מבנים עדיפים על הסרעפת, השתמש במספריים באביב כדי ליצור חור קטן (כ-30% מההיקף הכולל) בחלק האוורירי של ת"א, כ-2 מ"מ נחותים מהתפרים הרופפים הממוקמים בשלב 6.4.
    1. עבור מבנים נחותים הסרעפת, במקום זאת, ליצור חור קטן ~ 2 מ"מ מעולה על התפרים רופף.
  6. בהתאם לגודל בעל החיים, להכניס יחידה 1 או 2 לתוך כלי השיט, להתקדם מעבר תפרים רופפים, ולתפור בעדינות את כלי השיט.
  7. בצע את שלב 3.7, הגדרת משאבת המזרק בקצב של 1.0 מ"ל/דקה וחדירות לפחות 5 מ"ל. תפרפר תצא דרך ה-IVC.
  8. בצע את השלבים 5.1 - 5.4 התאמת קצב האינפוזיה ל- 0.05 מ"ל/min, ניטור חזותי של רקמת היעד בזמן אמת.
    הערה: נפח האינפוזיה יהיה ספציפי לגיל איברים ובעלי חיים. הנפח יכול להיות מוגבל עוד יותר על ידי רצועות ענפי עורקים המובילים מיטות כלי דם שאינם היעד (כלומר, מוח, כבד, כליה, מעיים).
  9. בצע 5.6 ולאחר מכן להסיר רקמת היעד ומקום פורמלין.

7. הרה, סריקה ושחזור לדוגמה עבור מיקרו-CT

  1. באמצעות סרט פרפין, ליצור משטח שטוח על המיטה הסריקה ומרכז המדגם הרטוב על משטח זה(איור 3A).
    הערה: אם זוהה חפץ תנועה, הדגימה עשויה לדרוש ייצוב נוסף.
  2. אוהל קל / לכסות מדגם עם סרט פרפין נוסף כדי למנוע התייבשות. יש לנקוט משנה במיוחד לא לתת מנוחה לסרט הפרפין על הדגימה ולגרום לתווך ברקמה(איור 3ב).
  3. סרוק את הדגימה באמצעות הגדרות המתוארות בטבלה 2 ותקן פרמטרים אלה בניסוי נתון.
    הערה: זהו ניסוי/נקודת קצה התלויה. תמלמל את הפרמטרים הנבחרים עבור קלות ההשוואה בין דוגמאות.
  4. העבר את הסריקות המושחזרות לאיתור עיבוד וניתוח שלאחר העיבוד.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

צוות שחקנים מוצלח יציג מילוי אחיד של כל רשת עורקי הריאות. אנו מדגימים זאת בעכברים C57Bl/6J הנעים בגיל: P90 יום לאחר הלידה (איור 4A), P30 (איור 4B), P7 (איור 4C), ו P1 (איור 4D). על ידי שליטה בקצב הזרימה וניטור חזותי של המילוי בזמן אמת, נקודות קצה אמינות של כלי הדם הדיסטליים ביותר הושגו(איור 5א).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

שיטה זו, המבוצעת כראוי, מניבה תמונות מרשימות של רשתות עורקים ריאתיות, ומאפשרת השוואה וניסויים במודלים של מכרסמים. מספר צעדים קריטיים לאורך הדרך מבטיחים הצלחה. ראשית, על החוקרים לתפור את החיה בשלב ההכנה כדי למנוע מקרישי דם להיווצר בכלי הדם הריאות ותאי הלב. זה מאפשר את המעבר העורקי המלא של תרכובת פולימר. שנית, בעת ניקוב הסרעפת והסרת בית החזה, טפלו בהגנה על הריאות מפני נזק, חתכים או פציעה בשוגג. כל דליפה בדרכי הנשימה תמנע אינפלציה מלאה ותהפוך השוואות בין דגימות לבלתי מדויקות. שלישית, לגרד את הלב במיקום הצנתור של אייפקס. רבי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

מחקר זה נתמך בחלקו על ידי תוכנית המחקר התוך-תוך-ממורלית של NHLBI (DIR HL-006247). ברצוננו להודות למתקן ההדמיה של עכבר NIH על הדרכה ברכישת תמונה וניתוח.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מזרק 1 סמ"קבקטון דיקינסון309659
בקבוקוני נצנוץ זכוכית 20 מ"לפישר03-340-25P
30 גרם מחטבקטון דיקינסון305106
צינורות חרוטיים 50 מ"לקורנין352098לדוגמא אחסון וסריקה
מזרק 60 סמ"קבקטון דיקינסון309653
7-0 משי תפרטלפלקס103-S
אנליזה 12.0 תוכנהAnalyzeDirect בע"מתוכנה ראשיתN / A
Amira 6.7 תוכנהThermo ScientificN/Aאלטרנטיבה
CeramaCut מספריים 9 ס"מכלי מדע עדינים14958-09
מלקחיים מעוקלים מצופים קרמיקהכלי מדע עדינים11272-50
מיכל CO2רוברט חמצן ושות'n/a
משאבת מזרק כפולהקול פארמרEW-74900-10
Dumont Mini-ForcepsFine Scienceכלים 11200-14
אתנולPharmco111000200
FormalinSigma - מדעי החייםHT501128
GauzeCovidien441215
HemostatFine Science כלים13013-14
הפרין (1000USP יחידות/מ"ל)HospiraNDC 0409-2720-01
Horos SoftwareHoros ProjectN/Aחלופי Sofware
n/a n/a
KimwipeFisher06-666סיבים אופטיים לניקוי
מגבונים סרט תיוגפישר15966
בסיס מגנטיKanetecN/A
מערכת מיקרו-CTPerkinElmerQuantum GX
Microfil (תרכובת פולימרית)Flowech Inc.ערכה B - MV-1228 אונקיות של תרכובת MV; 8 אונקיות של מדלל; MV-Curing Agent
MicromanipulatorStoelting56131
מונו-ג'קט 1/2 מ"ל מזרק אינסוליןCovidien1188528012
מלקחיים מתומן שיניים ישרותכלים מדעיים עדינים11042-08
ParafilmBemis company, Inc.
#PM999 צינורות PE-10InstechBTPE-10
פוספט חוצץמלח BioRad#161-0780
מעמד טבעתפישרS13747גובה 24 אינץ'.
נתרן ניטרופרוסידסיגמא71778-25G
צלחת פלדהN / AN / A16 x 16 אינץ 'שטח, 1/16 בעובי
מספריים קפיץ ישרכלי מדע עדינים15000-08
SURFLO 24G טפלון IV קטטרסנטה קרוז ביוטכנולוגיה360103
לוח כירורגיפישר12-587-20זהו מחזיק שקופיות שהומר
מהדק אוניברסלי בעל 3 שינייםFisherS24280
Winged Inf. סט 25X3/4, 12 אינץ' צינורותNiproPR25G19
Zeiss Stemi-508 Dissector ScopeZeissn/a
תוכנה תא אינדוקציה

מקורות

  1. Vasquez, S. X., et al. Optimization of microCT imaging and blood vessel diameter quantitation of preclinical specimen vasculature with radiopaque polymer injection medium. PLoS One. 6 (4), 19099(2011).
  2. Hong, S. H., et al. Development of barium-based low viscosity contrast agents for micro CT vascular casting: Application to 3D visualization of the adult mouse cerebrovasculature. Journal of Neuroscience Research. 98 (2), 312-324 (2019).
  3. Perrien, D. S., et al. Novel methods for microCT-based analyses of vasculature in the renal cortex reveal a loss of perfusable arterioles and glomeruli in eNOS-/- mice. BMC Nephrology. 17, 24(2016).
  4. Weyers, J. J., Carlson, D. D., Murry, C. E., Schwartz, S. M., Mahoney, W. M. Retrograde perfusion and filling of mouse coronary vasculature as preparation for micro computed tomography imaging. Journal of Visualized Experiments. (60), e3740(2012).
  5. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2(+) bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).
  6. Kim, B. G., et al. CXCL12-CXCR4 signalling plays an essential role in proper patterning of aortic arch and pulmonary arteries. Cardiovascular Research. 113 (13), 1677-1687 (2017).
  7. Counter, W. B., Wang, I. Q., Farncombe, T. H., Labiris, N. R. Airway and pulmonary vascular measurements using contrast-enhanced micro-CT in rodents. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 304 (12), 831-843 (2013).
  8. Phillips, M. R., et al. A method for evaluating the murine pulmonary vasculature using micro-computed tomography. Journal of Surgical Research. 207, 115-122 (2017).
  9. Schuster, D. P., Kovacs, A., Garbow, J., Piwnica-Worms, D. Recent advances in imaging the lungs of intact small animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 30 (2), 129-138 (2004).
  10. Samarage, C. R., et al. Technical Note: Contrast free angiography of the pulmonary vasculature in live mice using a laboratory x-ray source. Medical Physics. 43 (11), 6017(2016).
  11. Grothausmann, R., Knudsen, L., Ochs, M., Muhlfeld, C. Digital 3D reconstructions using histological serial sections of lung tissue including the alveolar capillary network. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 312 (2), 243-257 (2017).
  12. Hayworth, K. J., et al. Imaging ATUM ultrathin section libraries with WaferMapper: a multi-scale approach to EM reconstruction of neural circuits. Front Neural Circuits. 8, 68(2014).
  13. Bussolati, G., Marchio, C., Volante, M. Tissue arrays as fiducial markers for section alignment in 3-D reconstruction technology. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 9 (2), 438-445 (2005).
  14. Preissner, M., et al. Application of a novel in vivo imaging approach to measure pulmonary vascular responses in mice. Physiological Reports. 6 (19), 13875(2018).
  15. Junaid, T. O., Bradley, R. S., Lewis, R. M., Aplin, J. D., Johnstone, E. D. Whole organ vascular casting and microCT examination of the human placental vascular tree reveals novel alterations associated with pregnancy disease. Scientific Reports. 7 (1), 4144(2017).
  16. Bolender, R. P., Hyde, D. M., Dehoff, R. T. Lung morphometry: a new generation of tools and experiments for organ, tissue, cell, and molecular biology. American Journal of Physiology. 265 (6), Pt 1 521-548 (1993).
  17. Savai, R., et al. Evaluation of angiogenesis using micro-computed tomography in a xenograft mouse model of lung cancer. Neoplasia. 11 (1), 48-56 (2009).
  18. Ehling, J., et al. Micro-CT imaging of tumor angiogenesis: quantitative measures describing micromorphology and vascularization. American Journal of Pathology. 184 (2), 431-441 (2014).
  19. Sueyoshi, R., Ralls, M. W., Teitelbaum, D. H. Glucagon-like peptide 2 increases efficacy of distraction enterogenesis. Journal of Surgical Research. 184 (1), 365-373 (2013).
  20. Zhang, H., Jin, B., Faber, J. E. Mouse models of Alzheimer's disease cause rarefaction of pial collaterals and increased severity of ischemic stroke. Angiogenesis. 22 (2), 263-279 (2019).
  21. Faight, E. M., et al. MicroCT analysis of vascular morphometry: a comparison of right lung lobes in the SUGEN/hypoxic rat model of pulmonary arterial hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (2), 522-530 (2017).
  22. Fisher, S., Burgess, W. L., Hines, K. D., Mason, G. L., Owiny, J. R. Interstrain Differences in CO2-Induced Pulmonary Hemorrhage in Mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (6), 811-815 (2016).
  23. Munce, N. R., et al. Intravascular and extravascular microvessel formation in chronic total occlusions a micro-CT imaging study. JACC Cardiovascular Imaging. 3 (8), 797-805 (2010).
  24. Shifren, A., Durmowicz, A. G., Knutsen, R. H., Faury, G., Mecham, R. P. Elastin insufficiency predisposes to elevated pulmonary circulatory pressures through changes in elastic artery structure. Journal of Applied Physiology. 105 (5), 1610-1619 (2008).
  25. Sonobe, T., et al. Imaging of the closed-chest mouse pulmonary circulation using synchrotron radiation microangiography. Journal of Applied Physiology (1985). 111 (1), 75-80 (2011).
  26. Ritman, E. L. Micro-computed tomography of the lungs and pulmonary-vascular system. Proceedings of the American Thoracic Society. 2 (6), 477-480 (2005).
  27. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography: a robust ECG-less paradigm for deriving cardiac phase information and functional imaging. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  28. Ashton, J. R., West, J. L., Badea, C. T. In vivo small animal micro-CT using nanoparticle contrast agents. Frontiers in Pharmacology. 6, 256(2015).
  29. Ford, N. L., Thornton, M. M., Holdsworth, D. W. Fundamental image quality limits for microcomputed tomography in small animals. Medical Physics. 30 (11), 2869-2877 (2003).
  30. Boone, J. M., Velazquez, O., Cherry, S. R. Small-animal X-ray dose from micro-CT. Molecular Imaging. 3 (3), 149-158 (2004).
  31. Giuvarasteanu, I. Scanning electron microscopy of vascular corrosion casts--standard method for studying microvessels. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 48 (3), 257-261 (2007).
  32. Polguj, M., et al. Quality and quantity comparison study of corrosion casts of bovine testis made using two synthetic kits: Plastogen G and Batson no 17. Folia Morphologica (Warsz). 78 (3), 487-493 (2019).
  33. Verli, F. D., Rossi-Schneider, T. R., Schneider, F. L., Yurgel, L. S., de Souza, M. A. Vascular corrosion casting technique steps. Scanning. 29 (3), 128-132 (2007).
  34. Azaripour, A., et al. A survey of clearing techniques for 3D imaging of tissues with special reference to connective tissue. Progress in Histochemistry and Cytochemistry. 51 (2), 9-23 (2016).
  35. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  36. Albers, J., Markus, M. A., Alves, F., Dullin, C. X-ray based virtual histology allows guided sectioning of heavy ion stained murine lungs for histological analysis. Scientific Reports. 8 (1), 7712(2018).
  37. Katsamenis, O. L., et al. X-ray Micro-Computed Tomography for Nondestructive Three-Dimensional (3D) X-ray Histology. American Journal of Pathology. 189 (8), 1608-1620 (2019).
  38. Morales, A. G., et al. Micro-CT scouting for transmission electron microscopy of human tissue specimens. Journal of Microscopy. 263 (1), 113-117 (2016).
  39. Wen, H., et al. Correlative Detection of Isolated Single and Multi-Cellular Calcifications in the Internal Elastic Lamina of Human Coronary Artery Samples. Scientific Reports. 8 (1), 10978(2018).
  40. Zamir, A., et al. Robust phase retrieval for high resolution edge illumination x-ray phase-contrast computed tomography in non-ideal environments. Scientific Reports. 6, 31197(2016).
  41. Yu, B., et al. Evaluation of phase retrieval approaches in magnified X-ray phase nano computerized tomography applied to bone tissue. Optics Express. 26 (9), 11110-11124 (2018).
  42. Bidola, P., et al. Application of sensitive, high-resolution imaging at a commercial lab-based X-ray micro-CT system using propagation-based phase retrieval. Journal of Microscopy. 266 (2), 211-220 (2017).
  43. Norvik, C., et al. Synchrotron-based phase-contrast micro-CT as a tool for understanding pulmonary vascular pathobiology and the 3-D microanatomy of alveolar capillary dysplasia. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 318 (1), 65-75 (2020).
  44. Weibel, E. R. Lung morphometry: the link between structure and function. Cell and Tissue Research. 367 (3), 413-426 (2017).
  45. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).
  46. Sarhaddi, D., et al. Validation of Histologic Bone Analysis Following Microfil Vessel Perfusion. Journal of Histotechnology. 35 (4), 180-183 (2012).
  47. Ehling, J., et al. Quantitative Micro-Computed Tomography Imaging of Vascular Dysfunction in Progressive Kidney Diseases. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (2), 520-532 (2016).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

יציקת כלי דם של ריאות עכבר מבוגר ומוקדם לאחר הלידה עבור הדמיית מיקרו-CT
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.