הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

יצירת שתי מפרצות מעוכלות באלסטאז עם המודינמיקה שונה בארנב אחד

2K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/62518

⸱

15 באפריל 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research, University of Bern, 3Experimental Surgery Facility, Department for Biomedical Research, Faculty of Medicine, University of Bern

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר את השלבים ליצירת מודל ארנב עם שתי מפרצות מעוכלות באלסטאז עם המודינמיקה שונה (קבוצת הכוכבים גדם וביפורקציה). זה מאפשר בדיקה של התקנים אנדווסקולריים חדשניים במפרצות עם אנגיוארכיטקטורה שונה ותנאים המודינמיים בתוך חיה אחת.

תקציר

מודלים פרה-קליניים של בעלי חיים עם מאפיינים המודינמיים, מורפולוגיים והיסטולוגיים הקרובים למפרצות תוך גולגולתיות אנושיות ממלאים תפקיד מפתח בהבנת התהליכים הפתופיזיולוגיים ובפיתוח ובדיקה של אסטרטגיות טיפוליות חדשות. מחקר זה נועד לתאר מודל חדש של מפרצת ארנב המאפשר יצירת שתי מפרצות סקולריות מעוכלות באלסטאז עם תנאים המודינמיים שונים בתוך אותה חיה.

חמש נקבות ארנבות לבנות מניו זילנד במשקל ממוצע של 4.0 (± 0.3) ק"ג וגיל ממוצע של 25 (±5) שבועות עברו יצירת גדם מיקרו-כירורגי ומפרצת ביפורקציה. מפרצת אחת (גדם) נוצרה על ידי חשיפה לעורק הצוואר המשותף הימני (CCA) במקורו בגזע הברכיוצפלי. קליפ זמני הוחל במקור CCA ועוד אחד, 2 ס"מ מעל. קטע זה טופל בזריקה מקומית של 100 U של אלסטאז למשך 20 דקות. מפרצת שנייה (bifurcation) נוצרה על ידי תפירת שקיק עורקי שטופל באלסטאז לתוך האנסטומוזיס מקצה לצד של CCA הימני ל-CCA השמאלי. הפטריות נשלטה על ידי אנגיוגרפיה פלואורסצנטית מיד לאחר הבריאה.

משך הניתוח הממוצע היה 221 דק׳. יצירת שתי מפרצות באותה חיה הצליחה בכל הארנבונים ללא סיבוך. כל המפרצות נרשמו כפטנט מיד לאחר הניתוח למעט מפרצת ביפורקציה אחת, שהראתה תגובה רקמתית קיצונית עקב דגירה של אלסטאז ופקקת אינטראלומינלית מיידית. לא נצפתה תמותה במהלך הניתוח ומעקב של עד חודש. התחלואה הוגבלה לתסמונת שיווי משקל חולפת (ארנב אחד), שהתאוששה באופן ספונטני תוך יום אחד.

הודגם כאן לראשונה היתכנות של יצירת מודל ארנב שתי מפרצת עם מאפיינים המודינמיים של גדם וביפורקציה ותנאי קיר מנוונים מאוד. מודל זה מאפשר לחקור את הקורס הטבעי ואסטרטגיות טיפול פוטנציאליות על בסיס ביולוגיה של מפרצת בתנאי זרימה שונים.

מבוא

מפרצת תוך גולגולתית היא מצב חמור עם שיעור תמותה לאחר קרע המגיע ל -50% ונכות ארוכת טווח אצל 10-20% מהחולים1. בעשור האחרון חלה התפתחות מהירה של אפשרויות טיפול אנדווסקולריות, אך יחד עם זאת, גם קצב הולך וגדל של הישנות עם עד 33% של recanalization מפרצת לאחר סליל 2,3. כדי להבין טוב יותר את הפתופיזיולוגיה העומדת בבסיס חסימה של מפרצת ו recanalization, כמו גם לפיתוח ובדיקה של התקנים אנדווסקולריים חדשים, יש כיום צורך במודלים פרה-קליניים אמינים אשר המאפיינים ההמודינמיים, המורפולוגיים וההיסטולוגיים שלהם מחקים את אלה של מפרצות תוך גולגולתיות אנושיות 4,5,6 . נכון להיום, אין מודל מוגדר כסטנדרט לניסויים פרה-קליניים, ומגוון גדול של מינים וטכניקות זמינים לחוקרים 7,8.

עם זאת, הארנב הוא מין בעל עניין מיוחד בשל גודלו ודמיון המודינמי בין עורקי הצוואר שלו לבין כלי הדם המוחיים האנושיים, כמו גם פרופילי הקרישה והתרומבוליזה הדומים שלו. מספר דגמים עם מפרצות סקולריות מעוכלות באלסטאז בעורקי הצוואר המשותפים (CCAs) הראו דמיון איכותי וכמותי עם מפרצות תוך גולגולתיות אנושיות במונחים של תנאי זרימה, תכונות גיאומטריות ומאפייני דופן 9,10,11,12. מחקר זה נועד לתאר טכניקה ליצירת מודל חדש של מפרצת ארנבת עם מפרצות מעוכלות בגדם ובשני אלסטאז דו-ספרתיים באותה חיה. הטכניקות הכירורגיות שואבות השראה מאלו של Hoh et al.13 ו- Wanderer et al.14 עם שינויים קלים כדי לספק סטנדרטיזציה טובה ושכפול ולהבטיח תמותה ותחלואה נמוכות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

הערה: הניסוי אושר על ידי הוועדה המקומית לטיפול בבעלי חיים בקנטון ברן, שוויץ (מספר יישום BE108/16), וכל הטיפול והנהלים בבעלי חיים בוצעו בהתאם להנחיות המוסדיות ולעקרונות 3R15,16. הנתונים מדווחים על פי הנחיות ARRIVE. הניהול הפרי-אופרטיבי נעשה על ידי רופא מרדים וטרינרי מוסמך. לצורך המחקר, נקבות ארנבות לבנות מניו זילנד, עם משקל ממוצע של 4.0 (± 0.3) ק"ג וגיל ממוצע של 25 (±5) שבועות, שוכנו בטמפרטורת חדר של 22-24 מעלות צלזיוס עם מחזור אור/חושך של 12 שעות עם גישה חופשית למים, כדוריות וחציר.

1. שלב טרום ניתוחי והרדמה

  1. בצע בדיקה קלינית על פי המלצת איגוד המרדימים הווטרינריים והמכללה האירופית והאמריקאית להרדמה וטרינרית ומשככי כאבים כדי לאשר כי הארנבונים בריאים על ידי שקילת כל חיה, הערכת הקרום הרירי, תיעוד זמן המילוי הנימי ואיכות הדופק, וביצוע הסתרה ריאתית ולבבית וכן מישוש בטן.
  2. בהתבסס על הממצא הקליני, ייחסו לכל ארנב17 סיווג של האגודה האמריקאית של מרדימים (ASA). בצע ניתוח רק על בעלי חיים עם ציון ASA I.
  3. לגלח את שתי האוזניים החיצוניות, ולמרוח קרם פרילוקאין-לידוקאין על עורקים וורידים אוריקולריים. השג הרגעה עמוקה עם שילוב של קטמין 20 מ"ג/ק"ג, דקסמדטומידין 0.1 מ"ג/ק"ג ומתדון 0.3 מ"ג/ק"ג בהזרקה תת-עורית (SC). השאירו את החיות ללא הפרעה למשך 15 דקות. יש לתת תוספת חמצון (3 ליטר לדקה) דרך מסכת פנים משוחררת, ולנטר באמצעות אוקסימטר דופק.
  4. מניחים צינורית של 22 גרם בעורק המרכזי האוריקולרי השמאלי וכן בווריד אאוריקולרי. השרה הרדמה כללית עם פרופופול 1-2 מ"ג/ק"ג תוך ורידי (IV) עד להשפעה (אובדן רפלקס הבליעה). המשך עם אינטובציה אנדו-קנה הנשימה באמצעות צינור סיליקון (קוטר פנימי 3 מ"מ).
  5. לגלח את המצח כדי למקם את החיישנים האלקטרואנצפלוגרפיים לילדים (EEG). לגלח את שדה הניתוח, ולהזריק ropivacaine הידרוכלוריד 0.75 % intradermally.
  6. מניחים את הארנב על שולחן הניתוחים בשכיבה הגבית, מתקינים ניטור מלא ומחברים את צינור האנדו-קנה הנשימה למערכת מעגלי ילדים בעלת התנגדות נמוכה. לשמור על הרדמה עם מתן של isoflurane בחמצן, היעד ריכוז גאות מקסימלית (Et) של 1.3 %.
  7. ספק עירוי רציף של צלצול לקטט 5 מ"ל / ק"ג / שעה דרך הגישה הוורידית. יש להבטיח ניטור קליני ואינסטרומנטלי עד ליציאת הדופק באמצעות אוקסימטריית דופק, דופלר ולחץ דם פולשני, אלקטרוקרדיוגרמה בעלת 3 עופרת, EEG, טמפרטורה רקטלית וגזים בשאיפה ובנשיפה.
  8. יש לחטא את שדה הניתוח עם יוד פובידון מהסטרני המאנובריום לזוויות הלסת, ולמרוח את הווילונות הסטריליים. במהלך הניתוח, לספק משכך כאבים עם לידוקאין (עירוי בקצב קבוע (CRI) של 50 מיקרוגרם / ק"ג / דקה) ו פנטניל (CRI של 3-10 מיקרוגרם / ק"ג / שעה). בצע אוורור ספונטני או בסיוע. אפשר היפרקפניה מתירנית.
  9. בצע לפחות ניתוח גז דם עורקי אחד במהלך הניתוח. במקרה של לחץ דם נמוך (לחץ עורקי ממוצע מתחת 60 מ"מ כספית), לטפל בו עם noradrenaline, titrated עד ההשפעה. השתמש בכרית חימום או במערכת חימום מאולצת אוויר כדי למנוע היפותרמיה (מטרה: טמפרטורה רקטלית 37.5-38.5 מעלות צלזיוס).
    הערה: מכיוון שלחץ הדם העורקי הפולשני נמדד בעורק האוזן השמאלית, חיתוך ה-CCA השמאלי יעצור את זרימת הדם וידכא את העקומה. לאחר מכן יש למדוד את לחץ הדם בטכניקת דופלר עד לפתיחה מחדש של כלי הדם.

2. ניתוח

  1. גישה
    1. לעשות חתך עור חציוני מן העצם hyoid עד נקודה 1.5 ס"מ caudal כדי manubrium sterni עם אזמל. הכינו את רקמת התת עורית והשומן מהחתך המדיאלי תוך ביצוע המוסטזיס מוקפד.
    2. שחררו את שריר הסטרנוצפליקוס מרקמת החיבור הדבקה, ומרחו לידוקאין באופן מקומי (2-4 מ"ג/ק"ג, העדיפו לידוקאין 1%) כדי למנוע מיוקלונוס. חשוף את ה- CCA הימני באופן מדיאלי של שריר הסטרנוצפליקוס ושמור עליו רטוב עם מטושים רטובים.
    3. עכשיו להכין את החלקים לרוחב פרוקסימלי של שריר sternocephalicus ולחזור אותו מדיאלי עם לולאה כלי כדי לחשוף את CCA. זהה את וריד הג'וגולרי החיצוני והגן עליו באמצעות מטוש מיקרו רטוב.
    4. לנתח את רקמת החיבור בזהירות לאורך CCA proximal עד bifurcation של גזע brachiocephalic לחשוף את העורק. בנוכחות ענפים קטנים המגיעים מן העורק, להקריש אותם עם cauterizer.
      הערה: היזהר כדי למנוע נזק עצבי.
  2. יצירת מפרצת גדם וקצירת רקמות למפרצת ביפורקציה
    1. לפני חיתוך ה-CCA הנכון, יש למדוד את הזמן נגד קרישה (ACT), ולתת נטריום הפרין (80 EI/kg) באופן מערכתי דרך וריד האוזן (המבוצע על ידי צוות ההרדמה) כדי למנוע אירועים טרומבואמבוליים.
    2. כעת הפעילו 2 קליפסים זמניים: הראשון במקור ה-CCA והשני במרחק של 2 ס"מ דיסטלי ממנו (איור 1A). יש להניח כרית גומי מתחת לכלי ולשטוף עם פפאברין HCL (40 מ"ג/מ"ל; 1:1 מומס ב-0.9% מלח) לווזודילציה.
    3. הסר את adventitia בזהירות באמצעות microscissors. בצעו כריתת עורקים מתחת לקליפ הדיסטלי באמצעות קטטר IV של 22 גרם, והכניסו את הצנתר באופן קאודלי עד לקליפ הפרוקסימלי (איור 1A,B).
    4. שוטפים את המקטע באופן תוך-רחמי עם NaCl שעבר הפריניה (500 U/100 מ"ל ב-0.9% מלוחים) עד שאין דם נראה לעין, ולבסוף מקבעים את הקטטר עם ליגטורה (4-0). כעת, דרך הקטטר, יש להזריק 0.1-0.2 מ"ל של אלסטאז (100 יחב"ל שהומסו בעבר ב-5 מ"ל של Tris-Buffer) לתוך מקטע העורק ולדגירה במשך 20 דקות (איור 1B).
    5. התחל עם הדיסקציה בצד שמאל כדי לחשוף את CCA השמאלי (ראה סעיף 2.3). לאחר 20 דקות של זמן דגירה עם אלסטאז, נקה את תמיסת האלסטאז, והחלף את המזרק כדי לשטוף את קטע העורק כ -10 פעמים עם 0.9% NaCl.
    6. יש למרוח 2 ליגטורות (6-0): הראשונה דיסטלית בקוטר 5 מ"מ של קליפ פרוקסימלי והשנייה רק באופן פרוקסימלי, מתחת לעורק (איור 1C). חותכים את הכלי ~ 3 מ"מ מעל הליגטורה הראשונה ועוד פעם אחת בין הליגטורה השנייה לתפס הדיסטלי. שמור את השתל האוטולוגי הזה בתמיסה הפרית (500 U/100 מ"ל ב-0.9% מלח) עד ליצירת מפרצת ביפורקציה (איור 1D). לבסוף, פתחו בזהירות את הקליפ הפרוקסימלי הראשון, ומדדו את המפרצת (אורך, רוחב ועומק).
  3. יצירת מפרצת ביפורקציה
    1. הכן את הצד השמאלי על ידי ניתוח שריר הסטרנוצפליקוס באופן מדיאלי כדי לחשוף ~ 2 ס"מ של CCA השמאלי. יש למרוח לידוקאין באופן מקומי על השריר כדי למנוע מיוקלונוס.
    2. מתחת לעורק הצוואר כדור גזה ומטוש קטן עם חתיכת כפפה. יש למרוח מעט פפברין. HCl מקומי (40 מ"ג/מ"ל; 1:1 מומס ב-0.9% מלח). המשך לעבוד תחת תצוגה מיקרוסקופית: הכן את שקית המפרצת והסר את האדוונטיטיה. מדוד את שקית המפרצת (אורך, רוחב, עומק).
    3. שטפו את החלק הפתוח של ה- CCA הימני עם NaCl הפריני ובמידת הצורך, החליפו את התפס כך שיהיה ~ 1 ס"מ כדי לאפשר מניפולציות חופשיות לתפר. הסר את adventitia בזהירות, ולעשות ~ 2 מ"מ חתך אורך לרוחב בגדם של CCA ימין.
    4. כעת החל שני קליפסים זמניים ב- CCA השמאלי כדי לתחום קטע של ~ 1 ס"מ ולהסיר את האדוונטיטיה שביניהם. בצע arteriotomy עם מחט 23 גרם. שטפו את הסגמנט עם NaCl שעבר הפריניה (500 U/100 מ"ל ב-0.9% מלוחים). הגדילו את ה-arteriotomy באמצעות מיקרו-מספריים ל~4-5 מ"מ כדי לאפשר תפירה של ה-CCA הימני ושל שקית המפרצת (איור 1E). להשקות את כלי הדם במהלך כל הליך התפירה ולהגן עליהם עם החלפות מיקרו רטובות.
    5. בצע את האנסטומוזיס עם 9-0 תפר שאינו ניתן לספיגה.
      1. תפר את הדופן האחורית הפרוקסימלית של הקרוטיד הימני קהה עם 5 תפרים, החל בקצה הפרוקסימלי של העורק ב- CCA השמאלי. לאחר מכן, תפר את החלק האחורי של שקית המפרצת עם 4-5 תפרים, החל בקצה הדיסטלי של arteriotomy על CCA שמאל.
      2. ממשיכים עם הישבן הדיסטלי בגובה החתך בפה הדג לתפירה עם הישבן האנכי של השתלת המפרצת עם 3 תפרים. תפר את הצד הקדמי של חתך פה הדג עם 3 תפרים, מתחיל כלפי מעלה ונע כלפי מטה.
      3. סיים עם התפר הקדמי בין CCA השמאלי לבין הצד הקדמי של שתל המפרצת ו- CCA הימני עם ~ 6 תפרים. לפני סיום האנסטומוזיס, לשטוף את כלי עם תמיסת מלח heparinized 0.9% intraluminally.
    6. לפני הסרת המהדק, מדוד את הזמן נגד קרישה (ACT) פעם נוספת, ותן מנה מותאמת של הפרין באופן מערכתי (יעד: 2-3 פעמים ACT בסיסי).
    7. הסר את הקליפ על CCA ימין תוך הפעלת לחץ על anastomosis עם מיקרו ספוגיות עבור hemostasis. לאחר מכן, המשך על ידי הסרת הקליפ הדיסטלי מה- CCA השמאלי. אם אין דימום גדול, להמשיך עם הוצאת קליפ פרוקסימלי על CCA שמאל, כדי לאפשר זרימת דם. אם יש קצת דימום מן anastomose, להחיל קצת לחץ עם כדור גזה ספוגית; המתן מספר דקות. אם הוא נמשך, החלף את הקליפסים ובצע תפרים מחדש.
      הערה: איבוד דם של יותר מ-20-30 מ"ל עלול לסכן את שלב ההחלמה.
  4. בקרת פטנטים ותיעוד
    1. לאחר פתיחת כל כלי השיט, תעדו את התוצאות באופן מצולם ומדדו אותן (איור 1F ואיור 2A,B).
    2. אשר את שחזור הזרימה ב- CCA הדיסטלי דרך עקומת לחץ הדם העורקית הפולשנית (נמדדת בעורק האוזן, ענף ישיר של הצוואר החיצוני), אשר אמור גם לחזור לנורמה.
    3. בצע אנגיוגרפיה פלואורסצנטית על ידי מתן 1 מ"ל של פלואורסצין IV, באמצעות 2 מסנני פסים, מצלמת וידאו וזרקור לאופניים. ראו פרסומים קודמים לתיאור הנוהל כולו18,19.
  5. הסגר
    1. התאימו מחדש את כרית השומן על האנסטומוזיס ותפרו אותה עם תפר 4-0 הניתן לספיגה. לבסוף תפר subcutis ועור עם תפרים בודדים באמצעות 4-0 תפר resorbable.

3. שלב פוסט-כירורגי

  1. בתום הניתוח יש להפסיק את השימוש באיזופלוראן ובמשככי כאבים סיסטמיים ללא היפוך על מנת לשמור על אפקט משכך הכאבים. יש לוודא כי השליטה ברפלקס הבליעה חזרה לפני ביצוע אקסטובציה של קנה הנשימה.
  2. מתן meloxicam 0.5 מ"ג / ק"ג IV כדי להבטיח משכך כאבים, אספירין (ASS) 10 מ"ג / ק"ג IV כדי למנוע אירועים טרומבוטיים מיידיים, ויטמין B12 100 מיקרוגרם SC ו clamoxyl 20 מ"ג / ק"ג IV כמניעה אנטיביוטית.
  3. ספק חמצון משלים והתחממות עד שהארנב יחזיר באופן ספונטני את התחייה הסטרנלית. בצע משכך כאבים הצלה עם מתדון אם כל סימן של כאב הוא ציין. בצע מעקב וטיפול לאחר הניתוח 4 פעמים ביום במשך 3 הימים הראשונים לפני הניתוח, בהתאם להנחיות להערכה וניהול של כאב במכרסמים וארנבות23,24.
  4. ודא משכך כאבים לאחר הניתוח עם מדבקת פנטניל (12 מיקרוגרם / שעה) מוחל על האוזן החיצונית, meloxicam 1x / SC במשך 3 ימים, ומתדון כטיפול הצלה, יחד עם גיליון ציונים להערכת כאב (קובץ משלים).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

יצירת גדם ומפרצת ביפורקציה הצליחה בכל 5 הארנבים הלבנים של ניו זילנד ללא סיבוכים תוך ניתוחיים. לא נצפתה תמותה במהלך הניתוח או במהלך תקופת המעקב של 24 ± יומיים. ארנב אחד חווה סיבוכים לאחר הניתוח עם תסמונת שיווי משקל ועיוורון של צד ימין. החיה התאוששה לחלוטין ובאופן ספונטני לאחר 24 שעות. סיבוך זה לא הפריע לפעילותו הרגילה (תנועות חופשיות, צריכת מים ומזון, אינטראקציות עם בעלי חיים אחרים) ולא דרש טיפול ספציפי. לא היה קרע מפרצת ספונטני.

משך הניתוח הממוצע היה 221 דקות (נע בין 190 ל -255 דקות). כל המפרצ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

הטכניקה הנפוצה ביותר ליצירת מפרצת כוללת יצירת מפרצת גדם במקור של CCA הימני, או באמצעות שיטה פתוחה או אנדווסקולרית. המודל אומת כמפרצת יציבה שאינה צומחת ונשארת פתוחה עם הזמן20,21. הטכניקה השנייה האפשרית כוללת יצירה מיקרו-כירורגית של מפרצת ביפורקציה עורקית על ידי אנסטומוס של CCA הימני משמאל ותפירת שקית מפרצת על הביפורקציה 14,22,23. למרות ששתי השיטות הראו התאמה לבדיקת התקנים...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים מצהירים על היעדר ניגוד עניינים.

תודות

המחברים מודים לפרופ' הנס רודולף וידמר, לד"ר לוקה רמונדה ולפרופ' חוויאר פנדינו על תמיכתם המדעית ותרומתם הטכנית לעבודה זו. תודה מיוחדת לאולג'יקה בסלק על עצתה במהלך ההליכים ולקיי נטלבק על עזרתו. יתר על כן, אנו מודים לדניאלה קזוני DVM, PhD ו- med. וטרינר. לואיסנה גרסיה, PD ד"ר אלסנדרה ברגדאנו וד"ר קרלוטה דטוטו על תמיכתם הווטרינרית המסורה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
4-0 תפר נספגEthicon Inc., ארה"בVCP292ZH
4-0 תפר נספגEthicon Inc., ארה"בVCP304H
6-0 תפר שאינו נספגB. Braun, GermanyC0766070
9-0 תפר שאינו נספגB. Braun, גרמניהG1111140
AdrenalineAmino AG1445419כל גנרי
AmiodaroneHelvepharm AG5078567כל
מכונת הרדמהDrä כל
אספיריןאחר Sanofi-Aventis (Suisse) SA622693כל
אטרופיןLabatec Pharma SA6577083פס פס גנרי
כחולThorlabsFD1Bכל
מסנן פס פס אחר ירוקThorlabsFGV9כל
קליפ כלי אחר של Biemer (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, שוויץFD560Rכל
מלקחייםכל
אינדקס ביספקטרלי אחר (יילודים)כל
שרוול לחץ דם אחר (יילודים)כל
זרקורכל
קלמוקסילGlaxoSmithKline AG758808כל גנרי
DexmedetomidineEver Pharma136740-1כל
אלקטרודות אלקטרוקרדיוגרמה
EphedrineAmino AG1435734
EsmololOrPha Swiss GmbH3284044
פנטניל (טרנסדרמלי)Mepha Pharma AG4008286
FluoresceineCuratis AG5030376
FragminPfizer PFE Switzerland GmbH1906725
כרית חימום או מערכת
תמיסת נתרן כלוריד איזוטונית (0.9%)Fresenius KABI336769
קטמיןPfizer PFE Switzerland GmbH342261
מפסקApproach
LidocaineStreuli Pharma AG747466
Longuettes
MetacamBoehringer IngelheimP7626406 Medicine
MethadoneStreuli Pharma AG1084546Sedaton
מיקרו-מלקחיים  מעוקלאולריך שוויצרי, שוויץU52-015-15
מיקרו מלקחיים  ישר 2xאולריך שוויצרי, שוויץU52-010-15
מיקרומספרייםאולריך שוויצרי, שוויץU52-327-15
MidazolamAccord Healthcare AG7752484
מחט 23 גרם
מחזיק מחט
O2-Face Mask
מבצע מיקרוסקופWild Heerbrugg
PapaverinBichselיישום מקומי
Povidone יודMundipharma Medical Companyכל
קרם Prilocaine-lidocaineגנרי Emla
פרופופולב. בראון מדיקל AG, שוויץהרדמה כללית
אוקסימטר
בדיקת טמפרטורת פי הטבעת (יילודים)
רינגר לקטטביורן סינטטיקה SAעירוי
RopivacainAspen Pharma Schweiz GmbH1882249הרדמה מקומית
אזמלסוואן-מורטון210
מכונת גילוח
מלקחיים
מפזר
קערות
מיקרו ספוגיות סטריליות
כירורגיים
מזרקים 1 מ"ל, 2 מ"ל ו-5 מ"ל
Tris-BufferSigma Aldrich93302תמיסת אלסטאז
מוליך קליפ כלי דםB. בראון, גרמניהFT495T
וצנתר עורקי 22 G
גישה לולאת
מצלמת וידאו או סמארטפון
VitarubinStreuli Pharma AG6847559
Yasargil טיטאן קליפ סטנדרטי (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, שוויץFT242T
גנרית גר גנרי כל מסנן דו קוטביים אחרים אחר של Bycilces אחר גנריות Elastase Sigma Aldrich E7885 Electrocardiogram פנטניל (שימוש תוך ורידי)Janssen-Cilag AG 98683 חימום אוויר מאולץ מכסה עורקיםדופקלבעלי חיים קטניםרקמות רכותרקמות רכותספוג נירוסטה וילון ניתוח סטטוסקופ מספריים ורידים כלי דם

מקורות

  1. Grasso, G., Alafaci, C., Macdonald, R. L. Management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: State of the art and future perspectives. Surgical Neurology International. 8, 11(2017).
  2. Raymond, J., et al. Long-term angiographic recurrences after selective endovascular treatment of aneurysms with detachable coils. Stroke. 34 (6), 1398-1403 (2003).
  3. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  4. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20(2019).
  5. Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
  6. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: a systematic review. Brain Sciences. 10 (3), 134(2020).
  7. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  8. Fahed, R., et al. Testing flow diversion in animal models: a systematic review. Neuroradiology. 58 (4), 375-382 (2016).
  9. Zeng, Z., et al. Hemodynamics and anatomy of elastase-induced rabbit aneurysm models: similarity to human cerebral aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 32 (3), 595-601 (2011).
  10. Ding, Y. H., et al. Long-term patency of elastase-induced aneurysm model in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 27 (1), 139-141 (2006).
  11. Short, J. G., et al. Elastase-induced saccular aneurysms in rabbits: comparison of geometric features with those of human aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 22 (10), 1833-1837 (2001).
  12. Andereggen, L., et al. Three-dimensional visualization of aneurysm wall calcification by cerebral angiography: Technical case report. Journal of Clinical Neuroscience. 73, 290-293 (2020).
  13. Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica. 146 (7), 705-711 (2004).
  14. Wanderer, S., et al. Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e61157(2020).
  15. Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLoS Biology. 18 (7), 3000411(2020).
  16. Prescott, M. J., Lidster, K. Improving quality of science through better animal welfare: the NC3Rs strategy. Lab Animal. 46 (4), 152-156 (2017).
  17. Portier, K., Ida, K. K. The ASA Physical Status Classification: What is the evidence for recommending its use in veterinary anesthesia?-A systematic review. Frontiers in Veterinary Science. 5, 204(2018).
  18. Gruter, B. E., et al. Fluorescence video angiography for evaluation of dynamic perfusion status in an aneurysm preclinical experimental setting. Operative Neurosurgery. 17 (4), 432-438 (2019).
  19. Strange, F., et al. Fluorescence angiography for evaluation of aneurysm perfusion and parent artery patency in rat and rabbit aneurysm models. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (149), e59782(2019).
  20. Altes, T. A., et al. 1999 ARRS Executive Council Award. Creation of saccular aneurysms in the rabbit: a model suitable for testing endovascular devices. American Journal of Roentgenology. 174 (2), 349-354 (2000).
  21. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of NeuroInterventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
  22. Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
  23. Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimally Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
  24. Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
  25. Wang, K., et al. Neck injury is critical to elastase-induced aneurysm model. American Journal of Neuroradiology. 30 (9), 1685-1687 (2009).
  26. Cesar, L., et al. Neurological deficits associated with the elastase-induced aneurysm model in rabbits. Neurological Research. 31 (4), 414-419 (2009).
  27. Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 535921(2011).
  28. Frosen, J., Cebral, J., Robertson, A. M., Aoki, T. Flow-induced, inflammation-mediated arterial wall remodeling in the formation and progression of intracranial aneurysms. Neurosurgical Focus. 47 (1), 21(2019).
  29. Gruter, B. E., et al. Comparison of aneurysm patency and mural inflammation in an arterial rabbit sidewall and bifurcation aneurysm model under consideration of different wall conditions. Brain Sciences. 10 (4), 197(2020).
  30. Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51071(2014).
  31. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  32. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  33. Gruter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  34. Nevzati, E., et al. Biodegradable magnesium stent treatment of saccular aneurysms in a rat model - Introduction of the surgical technique. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56359(2017).
  35. Gruter, B. E., et al. Patterns of neointima formation after coil or stent treatment in a rat saccular sidewall aneurysm model. Stroke. 52 (3), 1043-1052 (2021).
  36. Wanderer, S., et al. Aspirin treatment prevents inflammation in experimental bifurcation aneurysms in New Zealand White rabbits. Journal of NeuroInterventional Surgery. , (2021).
  37. Lyu, Y., et al. An effective and simple way to establish eastase-induced middle carotid artery fusiform aneurysms in rabbits. Biomed Research International. 2020 (10), 1-12 (2020).
  38. Wang, S., et al. Rabbit aneurysm models mimic histologic wall types identified in human intracranial aneurysms. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (4), 411-415 (2018).
  39. Kang, W., et al. A modified technique improved histology similarity to human intracranial aneurysm in rabbit aneurysm model. Neuroradiology Journal. 23 (5), 616-621 (2010).
  40. Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
  41. Frosen, J., et al. Growth factor receptor expression and remodeling of saccular cerebral artery aneurysm walls: implications for biological therapy preventing rupture. Neurosurgery. 58 (3), 534-541 (2006).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

מודל מפרצת בארנבמפרצת בהשראת עיכול באלסטאזיצירת מפרצת שקיותיתהמודינמיקה של פיצולמפרצת גדםטכניקה מיקרו-כירורגיתהעורק הקרוטיד המשותףבדיקת התקנים אנדו-וסקולרייםאנגיוגרפיה בתהודה מגנטיתניתוח היסטולוגי
יצירת שתי מפרצות מעוכלות באלסטאז עם המודינמיקה שונה בארנב אחד
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.