הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

שבץ דוגמנות בעכברים: נגעים קליפת המוח מוקד על ידי פוטוטרומבוזיס

7.3K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/62536

⸱

6 במאי 2021

 ,  , 
1Institute for Stroke and Dementia Research, LMU Munich, 2Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy)

במאמר זה

סיכום

מתואר כאן מודל שבץ פוטוטרומבוטי, שבו שבץ מיוצר דרך הגולגולת שלם על ידי גרימת איסור מיקרווסקולרי קבוע באמצעות תאורת לייזר לאחר מתן צבע רגיש לאור.

תקציר

שבץ מוחי הוא גורם המוות המוביל ונכות בוגרת במדינות מפותחות. למרות חקירה מקיפה לאסטרטגיות טיפוליות חדשניות, נותרו אפשרויות טיפוליות מוגבלות לחולי שבץ. לכן, דרוש מחקר נוסף עבור מסלולים פתופיציולוגיים כגון דלקת לאחר שבץ, אנגיוגנזה, פלסטיות עצבית, והתחדשות. בהתחשב חוסר היכולת של מודלים במבחנה לשחזר את המורכבות של המוח, מודלים שבץ ניסיוני חיוניים לניתוח והערכה מאוחרת יותר של מטרות תרופות חדשניות עבור מנגנונים אלה. בנוסף, מודלים סטנדרטיים מפורטים לכל ההליכים נדרשים בדחיפות כדי להתגבר על מה שמכונה משבר השכפול. כמאמץ בתוך קונסורציום המחקר ImmunoStroke, מודל עכבר פוטותרמיבוטי סטנדרטי באמצעות הזרקה תוך-אישית של רוז בנגל והארת הגולגולת שלם עם לייזר 561 ננומטר מתואר. מודל זה מאפשר את הביצועים של שבץ בעכברים עם הקצאה לכל אזור קליפת המוח של המוח ללא ניתוח פולשני; ובכך, המאפשר את המחקר של שבץ באזורים שונים של המוח. בסרטון זה מודגמות השיטות הכירורגיות של אינדוקציה של שבץ במודל הפוטו-טרומבוטי יחד עם ניתוח היסתולוגי.

מבוא

שבץ איסכמי נותר סיבת המוות העיקרית ורכש נכות בוגרת במדינות המפותחותבמאה ה -21 היוו כ -2.7 מיליון מקרי מוות בשנת 2017 ברחבי העולם1. אפילו עם המאמצים העצומים של הקהילה המדעית, טיפולים מעטים זמינים. יתר על כן, עם קריטריוני הדרה גבוהים כאלה, אפשרויות מוגבלות אלה כבר אינן נגישות לחולים רבים, וכתוצאה מכך צורך דחוף בטיפולים חדשניים כדי לשפר את ההתאוששות התפקודית לאחר שבץ.

בהתחשב ביכולת של מודלים במבחנה לשכפל את האינטראקציות המורכבות של המוח, מודלים של בעלי חיים חיוניים למחקר שבץ פרה-אקליני. עכברים הם המודל החייתי הנפוץ ביותר בתחום חקר השבץ. רוב מודלי העכבר האלה שואפים לגרום אוטמים על ידי חסימת זרימת הדם בתוך העורק המוחי האמצעי (MCA) שכן רוב נגעי שבץ אנושיים ממוקמים בשטח MCA2. למרות מודלים אלה טוב יותר recapitulate נגעים שבץ אנושי, הם כרוכים ניתוחים convulated עם שונות נפח אוטם גבוהה.

מאז ההצעה של רוזנבלום ואל-סבן של המודל הפוטו-טרומבוטי בשנת 19773, ומאוחר יותר היישום של מודל זה לחולדות ווטסון ואח'4, זה הפך להיות בשימוש נרחב במחקר שבץ איסכמי5,6. מודל השבץ הפוטו-טרומבוטי גורמת לאוטם קליפת המוח המקומי והמוגדר כתוצאה מפוטואקטיבציה של צבע רגיש לאור שהוזרק בעבר לזרימת הדם. זה גורם פקקת מקומית של כלי הדם באזורים החשופים לאור. בקצרה, עם חשיפה לאור מן הצבע הרגיש לאור מוזרק, פגיעה חמצונית מקומית של קרום התא אנדותל מושרה, מה שמוביל צבירה טסיות דם היווצרות פקקת, ואחריו הפרעה מקומית של זרימת הדם המוחי7.

היתרון העיקרי של טכניקה זו שקוע בפשטות הביצוע שלה ובאפשרות לכוון את הנגע לאזור הרצוי. שלא כמו מודלים אחרים של שבץ ניסיוני, יש צורך במומחיות כירורגית קלה כדי לבצע את מודל השבץ הפוטו-טרומבוטי מכיוון שהניכוע מושרה באמצעות הארת הגולגולת של שלמה. יתר על כן, הגבולות המופרדים היטב (איור 2A ואיור 5B) והגמישות לגרום לפגיעה באזור מוח מסוים יכולים להקל על חקר התגובות התאיות באזור קליפת המוח האיסכמי או השלם8. מסיבות אלה, גישה זו מתאימה לחקר מנגנונים תאיים ומולקולריים של פלסטיות קליפת המוח.

במהלך העשורים האחרונים, החשש הגובר לגבי חוסר רבייה בין קבוצות מחקר נטבע מה שנקרא משברשכפול 9. לאחר התיאום של מחקר ניסוי רב מרכזי מבוקר פרה קליני הראשון בשנת 201510, כלי מוצע לשיפור המחקר הקדם קליני11,12,13, אושר כי סיבה אחת לשכפול נכשל בין מחקרים פרה קליניים ממעבדות עצמאיות היה היעדר תקינה מספקת של מודלים שבץ ניסיוני ופרמטריתוצאה 14. בהתאם, כאשר הוקם קונסורציום ImmunoStroke (https://immunostroke.de/), שיתוף פעולה שמטרתו להבין אינטראקציות בין המוח לחיסון שבבסיס העקרונות המכניסטיים של התאוששות שבץ, התקינה של כל מודלי השבץ הניסיוניים בין כל קבוצת מחקר הייתה חיונית.

מתואר כאן ההליך הסטנדרטי עבור אינדוקציה של המודל photothrombotic כפי המשמש קונסורציום המחקר הנ"ל. בקצרה, בעל חיים עבר הרדמה, קיבל זריקת רוז בנגלית (10 μL/g) תוך-איטראטון, והגולגולת שלם, 3 מ"מ שנותרה ברגמה, הוארה מיד על ידי לייזר 561 ננומטר במשך 20 דקות(איור 1). בנוסף, דווח על שיטה היסתולוגית והתנהגותית קשורה לניתוח תוצאת השבץ במודל זה. כל השיטות מבוססות על נהלי הפעלה סטנדרטיים שפותחו ונעשה בהם שימוש במעבדה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

הניסויים שדווחו בסרטון זה נערכו על פי ההנחיות הלאומיות לשימוש בבעלי חיים ניסיוניים, והפרוטוקולים אושרו על ידי הוועדות הממשלתיות הגרמניות (Regierung von Oberbayern, מינכן, גרמניה). העכברים ששימשו במחקר זה היו עכברי C57Bl/6J זכרים, בני 10-12 שבועות, ונשלחו על ידי צ'ארלס ריבר גרמניה. בעלי החיים שוכנו בטמפרטורות מבוקרות (22 °C (22 °C (2 °F) ± 2 °C (50 °F), עם תקופת מחזור 12 שעות בהיר כהה וגישה למזון גלולה ומים ad libitum.

1. הכנת החומר והמכשירים

  1. להמיס רוז בנגלי 0.9% תמיסת מלח כדי להגיע לריכוז הסופי של 10 מ"ג/מ"ל. חבר את שמיכת החום כדי לשמור על אזור הפעולה חם ולשמור על טמפרטורת גוף העכבר במהלך הרדמה ב 37 °C (50 °F).
  2. הכן מספריים, מלקחיים, חתיכות כותנה, משחת עיניים dexpanthenol, וחומר תפר. הכן מזרק עם תמיסת מלח (ללא מחט) כדי לשמור על אזור הפעולה hydrated. הכן את גז ההרדמה (100% O2 + איזופלוריין).

2. הכנת החיה

  1. הזריקו למרד נטל 30 דקות לפני הניתוח (4 מ"ג/ק"ג קרפפן ו-0.1 מ"ג/ק"ג בופרנורפין).
  2. הקלט את משקל גוף העכבר כדי להתאים את המינון של רוז בנגל להיות מוזרק (10 μL / g כלומר, 100 מיקרוגרם / גרם).
  3. מניחים את העכבר בתא האינדוקציה עם קצב זרימת איזופלוראן של 4% כדי להרגיז אותו עד שהתנועה הספונטנית של הגוף והוויבריס מפסיקה.
  4. העבר את העכבר לתוך המסגרת סטריאוטקטית ומניחים אותו במצב נוטה עם האף שלו לתוך מסכת ההרדמה. תקן את החיה ולשמור על ריכוז איזופלוראן ב 4% במשך 1 דקות. לאחר מכן להפחית ולשמור על ריכוז איזופלוראן ב 2%.
  5. הכנס בעדינות את הבדיקה רקטלית כדי לפקח על הטמפרטורה לאורך כל ההליכים הכירורגיים. הגדר את כרית החימום המשויכת לשליטת משוב כדי לשמור על טמפרטורת גוף העכבר ב 37 °C (50 °F).
  6. יש למרוח משחת עיניים של דקספנינול על העיניים ולנקות את העור ואת הפרווה שמסביב עם חומר חיטוי.

3. מודל פוטותרומבוזיס

  1. בצע 2.0-2.5 ס"מ אורך ותפרוש כדי לחשוף את הגולגולת. בצע את החשיפה לגולגולת עם חתך אחד כדי למנוע סיבוכים פצע.
  2. הסר את periosteum בעדינות עם כותנה ולזהות את התפרים קורונל.
  3. הרכיבו את משקפי המגן, הפעילו את הלייזר 561 ננומטר וסמן את ברגמה +3 מ"מ שמאלה.
  4. מכבים את הלייזר, מצמידים מדבקה עם חור בקוטר 4 מ"מ המונח בקואורדינטות המסומנות שהוזכרו לעיל.
  5. הזרק את העכבר עם ורד בנגלי (10 μL / g), תוך איפריטונית. מניחים את קרן הלייזר ב-4-5 ס"מ מהגולגולת, מפעילים את הלייזר 561 ננומטר ומאירים את הגולגולת למשך 20 דקות.
  6. החל שתי טיפות של 0.9% מלוחים על הגולגולת כדי rehydrate, לתפר את הפצע, ולהניח את החיה בתא התאוששות ב 37 °C (50 °F) כדי להתאושש הרדמה. לאחר שעה, החזירו את העכברים לכלובים שלהם בחדר מבוקר טמפרטורה.
  7. הזריקו מזרקי כל 12 שעות במשך 3 ימים לאחר הניתוח (4 מ"ג/ק"ג קרפפן ו-0.1 מ"ג/ק"ג בופרנורפין).

4. פעולת זיוף

  1. בצע שני הליכים שונים של פעולות שיים כמתואר בשלבים 4.1.1 ו 4.1.2.
    1. בצע את כל ההליכים באופן זהה לפעולה המתוארת לעיל. הזריקו לרוז בנגל בלי להדליק את הלייזר. לאחר 20 דקות תחת הרדמה, לאפשר לבעלי החיים להישאר בתא ההתאוששות במשך 1 שעה להתאושש, לפני שהוחזרו לכלובים שלהם.
    2. בצע את כל ההליכים באופן זהה לפעולה המתוארת לעיל, הפעלת הלייזר. אל תזריק לרוז בנגל. לאחר 20 דקות של תאורת לייזר, לאפשר לבעלי החיים להישאר בתא ההתאוששות במשך 1 שעות להתאושש מהרדמה, לפני שהוחזרו לכלובים שלהם.

5. כתמי לייזר

  1. חבר את השמיכה המחוממת כדי לשמור על אזור הפעולה חם ולשמור על טמפרטורת גוף העכבר במהלך הרדמה ב 37 °C (50 °F).
  2. מניחים את העכבר לתוך תא האינדוקציה עם קצב זרימת איזופלוראן של 4% כדי להרדים אותו עד התנועה הספונטנית של הגוף ו vibrissae מפסיק ולאחר מכן להעביר את העכבר לתוך המסגרת סטריאוטקטית.
  3. מניחים את העכבר בתנוחה נוטה עם האף שלו לתוך מסכת ההרדמה. תקן את החיה ולשמור על ריכוז איזופלוראן ב 4% במשך 1 דקות. תרנגולת T להפחית ולשמור אותו ב 2%.
  4. הכנס בעדינות את הבדיקה רקטלית כדי לפקח על הטמפרטורה לאורך כל ההליכים הכירורגיים. הגדר את כרית החימום המשויכת מבוקרת משוב כדי לשמור על טמפרטורת גוף העכבר ב 37 °C ולהחיל משחת עיניים dexpanthenol על שתי העיניים. נקו את העור ואת הפרווה שמסביב עם חומר חיטוי.
  5. בצע 2.0-2.5 ס"מ אורך ותפרוש כדי לחשוף את הגולגולת. בצע את החשיפה לגולגולת עם חתך אחד כדי למנוע סיבוכים פצע.
  6. מניחים את המסגרת הסירוטקטית מתחת לכתם הלייזר ומתאימים את הגובה כדי לקבל תמונה חדה. מקד את מצלמת הדמיית זלוף כתמי הלייזר (LSI) בחלון הגולגולת. הגדר את מערכת המצלמה של הדמיית כתמי לייזר ברזולוציה גבוהה (LSI) כפי שתואר בעבר15.
  7. השג נתונים משדה ראייה בגודל 1 ס"מ על 1 ס"מ באמצעות לייזרים 785 ננומטר ו- 80 mW עם קצב פריימים של 21 תמונות/ s במרחק עבודה של 1 ס"מ למשך דקה אחת.
  8. לאחר הדמיה, להחיל שתי טיפות של 0.9% מלוחים לגולגולת כדי rehydrate, לתפר את הפצע ולהניח את החיה בתא התאוששות ב 37 °C (50 °F) כדי להתאושש הרדמה במשך 1 שעות. לאחר שעה, החזירו את העכברים לכלובים שלהם בחדר מבוקר טמפרטורה.

6. נוירוסקופ

הערה: עבור ניתוח הגירעון הנוירולוגי, קנה מידה נוירולוגי שונה שפורסם על ידי אקנשטיין ואח 'בשנת 1997 משמש15.

  1. ציון בעלי החיים עבור כללי(טבלה 1)וריעונות מוקד(טבלה 2). קנה מידה מרוכבים זה נע בין 0 (ללא גירעונות) ל -46 (ליקויים חמורים).
  2. בצע את המוח באותו זמן בכל יום ולהשתמש בבגדים כירורגיים כדי לשמור על ריח נייטרלי.
  3. להרגיל את העכברים במשך 30 דקות בחדר עם כלוב פתוח לפני הבדיקה ולאפשר להם להתבונן בכל פריט במשך 30 s.

7. זלוף

  1. הכן מזרק 20 מ"ל המכיל PBS-הפרין (2 U/mL) והנח אותו 1 מ 'מעל הספסל כדי להקל / להבטיח זלוף מונחה כבידה.
  2. הזריקו תוך-איפריטונית 100 מיקרו-אל של קטמין וקסילאצין (120/16 מ"ג/ק"ג משקל גוף, בהתאמה). המתן 5 דקות ולאשש את הפסקת תנועת הגוף הספונטנית והוויבריס.
  3. תקן את החיה בתנוחת על-גוף וחטא את פני גוף הבטן עם 100% אתנול. לעשות 3 ס"מ אורך ין בבטן; חותכים את הסרעפת ואת הצלעות כדי לדמיין לחלוטין את הלב.
  4. לעשות החלפה קטנה באטריום הימני ולהכניס את צינורית זלוף לתוך החדר השמאלי ולפרוח עם 20 מ"ל PBS-הפרין.
  5. לאחר זלוף, לערוף את ראש החיה ולהסיר את המוח, להקפיא אותו באמצעות קרח יבש ולאחסן אותם ב -80 מעלות צלזיוס עד לשימוש נוסף.

8. נפח אוטם

  1. Cryosectioning: לחתוך את המוח באופן סדרתי על cryostat ל 20 קטעים בעובי 20 מיקרומטר כל 120 מיקרומטר ולהרכיב על שקופיות. אחסן את השקופיות ב- -80 °C (70 °F) עד לעיבוד נוסף.
  2. כתם סגול קרסיל (קורות)
    1. כדי להכין את פתרון הכתמים, לערבב 0.5 גרם של אצטט CV ב 500 מ"ל של H2O. מערבבים וחום (60 °C) עד הגבישים נמסים. אפשר לפתרון להתקרר ולאחסן אותו בבקבוק כהה. מחממים ל-60 °C ומסננים (מסנן נייר) לפני כל שימוש.
    2. יבש את השקופיות בטמפרטורת החדר במשך 30 דקות. מניחים אותם ב 95% אתנול במשך 15 דקות, ואחריו 70% אתנול במשך 1 דקות, ולאחר מכן ב 50% אתנול במשך 1 דקות.
    3. מניחים את המגלשות במים מזוקקים במשך 2 דקות, מרעננים את המים המזוקקים ומניחים את המגלשות במים שוב במשך דקה אחת. לאחר מכן, מניחים את השקופיות בתמיסת הכתמים המחוממת מראש למשך 10 דקות בשעה 60 מעלות צלזיוס. לשטוף את המגלשות פעמיים במים מזוקקים במשך 1 דקות.
    4. מניחים את השקופיות ב 95% אתנול במשך 2 דקות. ואז למקם אותם לתוך 100% אתנול במשך 5 דקות, לרענן את 100% אתנול ומניחים את השקופיות 100% אתנול שוב במשך 2 דקות. לאחר מכן, לכסות את השקופיות עם מדיום הרכבה.
    5. ניתוח: לסרוק את השקופיות ולנתח את נפח האוטם העקיף בשיטת סוונסון16 כדי לתקן בצקת: אזור איסכמי = (אזור איסכמי)-((חצי הכדור האיסיליטרלי) - (חצי הכדור הנגדי)).

9. כתמי טיונל(בערכת זיהוי אפופטוזיס במקום)

  1. יבש את השקופיות, לאחר תיקון ב 4% paraformaldehyde ב PBS (ph 7.4) במשך 10-20 דקות ב RT. לשטוף ב PBS, לאחר תיקון באתנול מכופתר מראש: חומצה אצטית 2:1 במשך 5 דקות ב -20 °C (5 °F).
  2. לשטוף PBS ולהחיל חוצץ שיווי משקל (10 s עד למקסימום של 60 דקות ב RT) ולהחיל אנזים TdT כוח עבודה (1 שעות ב 37 °C בתא לח)
  3. החלת כוח עבודה להפסיק / לשטוף אנזים (10 דקות ב RT), לשטוף PBS ולהחיל מחומם (RT) כוח עבודה נגד דיגוקסיגנין מצומד (30 דקות ב RT בחושך)
  4. לשטוף PBS, דגירה עם DAPI במשך 5 דקות ב RT ולהעלות את השקופיות עם מדיה פלואורומאונט.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

המודל המתואר כאן הוא מודל שבץ פוטותרמי על ידי הזרקת רוז בנגל ותאורה גולגולת שלם במשך 20 דקות, אורך גל קבוע 561 ננומטר וכוח פלט 25 mW בסיבים. למרות הניתוח הפוטו-טרומבוטי המלא נמשך 30 דקות, החיה נשמרת תחת הרדמה נמוכה והנזק המוחי מתון. כעשר דקות לאחר ההעברה לכלובים שלהם, כל בעלי החיים היו ערים, נעו בחופשיות בכלוב ותקשרו עם המלטה.

נפח אוטם בוצע באמצעות קרסיל סגול סגול מוכתם מקטעי מוח קורונל סדרתי 24 שעות לאחר אינדוקציה שבץ (איור 2A). נפח האוטם הממוצע היה 29.3 מ"מ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

הפרוטוקול המוצג מתאר את מודל השבץ הניסיוני של פוטותרומבוזיס על ידי הארת הגולגולת שלם בלייזר 561 ננומטר, עם זריקה תוך-אישית קודמת של רוז בנגל. עד לאחרונה, השימוש במודל זה היה נמוך אך גדל בהתמדה.

התמותה במהלך אינדוקציה שבץ במודל זה נעדרת. התמותה הכוללת של פחות מ -5% מתעוררת במהלך הניתוח עקב סיבוכים מרדימים או הקרבה לאחר עמידה בקריטריוני ההדרה. כדי להצדיק את השונות הנמוכה של מודל זה ואת יכולת הרבייה שלו, מוצעים קריטריוני החרגה הבאים: 1) זמן פעולה ארוך מ - 30 דקות; 2) זיהום של התפר; 3) פצע נשיכה; ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין אינטרסים מתחרים לחשוף.

תודות

אנו מודים לכל שותפינו לשיתוף הפעולה של קונסורציום אימונוסטרוק (עבור 2879, מתאי מערכת החיסון ועד להתאוששות שבץ) על הצעות ודיונים. עבודה זו מומנה על ידי דויטשה Forschungsgemeinschaft (DFG, קרן המחקר הגרמנית) במסגרת אשכול מינכן לנוירולוגיה של מערכות (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) ותחת המענקים LI-2534/6-1, LI-2534/7-1 ו- LL-112/1-1.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
561 ננומטר wavelenght לייזרSolnaCobolt HS-03
חומצה אצטיתסיגמאמדעי החיים 695092
מערכת הרדמה לאיזופלורןDrager
ApopTag Peroxidase באתרו ערכת זיהוי אפופטוזיסMilliporeS7100
Bepanthen pomadeBayer1578681
C57Bl/6J עכבריםצ'ארלס ריבר000664
קולימטרThorlabsF240APC-A
קוטוןNOBA Verbondmitel Danz974116
Cresyl violetSigma Life ScienceC5042-10G
CryostatThermo Scientific CryoStarNX70
אתנול 70%CLN Chemikalien Laborbedorf521005
אתנול 96%CLN Chemikalien Laborbedorf522078
אתנול 99%CLN Chemikalien LaborbedorfETO-5000-99-1
נייר סינוןMacherey-Nagel432018
מספריים עדיניםFST15000-00
מלקחייםFST11616-15
שמיכת חימוםבקר טמפרטורה FHC DC  40-90-8D
IsofluraneAbbotB506
IsopentaneFluka59070
קטמיןInresa Arzneimittel GmbH
כתם לייזרPerimedPeriCam PSI HR
Mayor מספרייםFST1410-15
פוספט חוצץ מי מלח PH: 7.4מ"מ באוניברסיטת מינכןP32799
משקפי מגןלייזר 2000NIR-ZS2-38
רוז בנגלסיגמא אולדריץ'198250-5G
Roti-Histokit הרכבה בינונית Roth6638.1
תמיסת מלחבראון131321
StereomikroskopZeissStemi DV4
מסגרתסטריאוטקטיתStoelting51500U
Superfrost Plus SlidesThermo ScientificJ1800AMNZ
XylacineAlbrecht

מקורות

  1. GBD 2016 Causes of Death Collaborators. Global, regional, and national age-sex specific mortality for 264 causes of death, 1980-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 390 (10100), 1151-1210 (2017).
  2. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx: The Journal of the American Society for Experimental Neuro Therapeutics. 2 (3), 396-409 (2005).
  3. Rosenblum, W. I., El-Sabban, F. Platelet aggregation in the cerebral microcirculation: effect of aspirin and other agents. Circulation Research. 40 (3), 320-328 (1977).
  4. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17 (5), 497-504 (1985).
  5. Bergeron, M. Inducing photochemical cortical lesions in rat brain. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 9 Unit 9.16 (2003).
  6. Lee, J. K., et al. Photochemically induced cerebral ischemia in a mouse model. Surgical Neurology. 67 (6), 620-625 (2007).
  7. Dietrich, W. D., Watson, B. D., Busto, R., Ginsberg, M. D., Bethea, J. R. Photochemically induced cerebral infarction. I. Early microvascular alterations. Acta Neuropathologica. 72 (4), 315-325 (1987).
  8. Labat-gest, V., Tomasi, S. Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (76), e50370(2013).
  9. McNutt, M. Journals unite for reproducibility. Science. 346 (6210), 679(2014).
  10. Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
  11. Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
  12. Bath, P. M., Macleod, M. R., Green, A. R. Emulating multicentre clinical stroke trials: a new paradigm for studying novel interventions in experimental models of stroke. International Journal of Stroke: Official Journal of the INternational Stroke Society. 4 (6), 471-479 (2009).
  13. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 94-99 (2010).
  14. Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).
  15. Gnyawali, S. C., et al. Retooling laser speckle contrast analysis algorithm to enhance non-invasive high resolution laser speckle functional imaging of cutaneous microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048(2017).
  16. Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
  17. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
  18. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  19. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423(2011).
  20. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 1 (1), 53-60 (1981).
  21. Chen, S. T., Hsu, C. Y., Hogan, E. L., Maricq, H., Balentine, J. D. A model of focal ischemic stroke in the rat: reproducible extensive cortical infarction. Stroke. 17 (4), 738-743 (1986).
  22. Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
  23. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (89), e511729(2014).
  24. Cramer, J. V., et al. In vivo widefield calcium imaging of the mouse cortex for analysis of network connectivity in health and brain disease. Neuroimage. 199, 570-584 (2019).
  25. Heindl, S., et al. Automated morphological analysis of microglia after stroke. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 106(2018).
  26. Nih, L. R., Gojgini, S., Carmichael, S. T., Segura, T. Dual-function injectable angiogenic biomaterial for the repair of brain tissue following stroke. Nature Materials. 17 (7), 642-651 (2018).
  27. Rust, R., et al. Nogo-A targeted therapy promotes vascular repair and functional recovery following stroke. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (28), 14270-14279 (2019).
  28. Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
  29. Farr, T. D., Whishaw, I. Q. Quantitative and qualitative impairments in skilled reaching in the mouse (Mus musculus) after a focal motor cortex stroke. Stroke. 33 (7), 1869-1875 (2002).
  30. Kassem-Moussa, H., Graffagnino, C. Nonocclusion and spontaneous recanalization rates in acute ischemic stroke: a review of cerebral angiography studies. Archives of Neurology. 59 (12), 1870-1873 (2002).
  31. Sigler, A., Goroshkov, A., Murphy, T. H. Hardware and methodology for targeting single brain arterioles for photothrombotic stroke on an upright microscope. Journal of Neuroscience Methods. 170 (1), 35-44 (2008).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

מודל שבץ באמצעות פוטוטרומבוזיסנגע קליפי מוקדימודל שבץ בעכבריםהזרקת Rose Bengalהארה בלייזרפלסטיקוטיות קליפיתניתוח נפח השבץליקוי סנסורי-מוטורידימות In Vivoניתוח היסטולוגי
שבץ דוגמנות בעכברים: נגעים קליפת המוח מוקד על ידי פוטוטרומבוזיס
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.