מאמר שיטה

זריקות של וקטורים AAV לאופטוגנטיקה במוח פרימטים מורדם וער המתנהג באופן לא אנושי

DOI:

10.3791/62546

⸱

4 באוגוסט 2021

 ,  ,  ,  , 
1Dept. of Otolaryngology - Head and Neck Surgery, University of Washington, 2Washington National Primate Research Center, University of Washington, 3Allen Institute for Brain Science, 4Dept. of Physiology & Biophysics, University of Washington

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כפי שמיושם כיום, אופטוגנטיקה בפרימטים שאינם אנושיים דורשת הזרקה של וקטורים נגיפיים למוח. שיטת הזרקה אופטימלית צריכה להיות אמינה, ועבור יישומים רבים, מסוגלת להתמקד באתרים בודדים בעלי עומק שרירותי המזוהים בקלות ובאופן חד משמעי בהיסטולוגיה שלאחר המוות. שיטת הזרקה עם תכונות אלה מוצגת.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

טכניקות אופטוגנטיות חוללו מהפכה במחקר במדעי המוח ועומדות לעשות את אותו הדבר עבור ריפוי גנטי נוירולוגי. השימוש הקליני באופטוגנטיקה, לעומת זאת, מחייב להדגים בטיחות ויעילות במודלים של בעלי חיים, באופן אידיאלי בפרימטים שאינם בני אדם (NHPs), בגלל הדמיון הנוירולוגי שלהם לבני אדם. מספר הווקטורים המועמדים שעשויים להיות שימושיים למדעי המוח ולרפואה הוא עצום, ועדיין לא קיים אמצעי בעל תפוקה גבוהה לבדיקת וקטורים אלה. לפיכך, יש צורך בטכניקות לביצוע הזרקות מדויקות מרחבית ונפחית של וקטורים ויראליים למוח NHP שניתן לזהות באופן חד משמעי באמצעות היסטולוגיה שלאחר המוות. המתוארת כאן היא שיטה כזו. צינוריות הזרקה בנויות מצינורות פוליטטרפלואורואתילן מצומדים וצינורות נירוסטה. צינוריות אלה הן אוטו-קלביות, חד-פעמיות ובעלות נפחי טעינה מינימליים נמוכים, מה שהופך אותן לאידיאליות להזרקת תמיסות וקטוריות ויראליות יקרות ומרוכזות מאוד. שמן מינרלי אינרטי, צבוע באדום, ממלא את החלל המת ויוצר מניסקוס נראה לעין עם התמיסה הווקטורית, המאפשר מדידה מיידית ומדויקת של קצבי ההזרקה ונפחים. השמן נטען לחלק האחורי של הצינורית, מה שמקטין את הסיכון להזרקה משותפת עם הווקטור. ניתן לטעון צינוריות תוך 10 דקות, וניתן לבצע זריקות תוך 20 דקות. הליך זה מתאים היטב להזרקות לבעלי חיים ערים או מורדמים. כאשר משתמשים בו כדי לספק וקטורים ויראליים באיכות גבוהה, הליך זה יכול לייצר ביטוי חזק של חלבונים אופטוגנטיים, ומאפשר שליטה אופטית על הפעילות וההתנהגות העצבית ב- NHPs.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אופטוגנטיקה בפרימטים שאינם אנושיים (NHPs) כוללת בדרך כלל הזרקה של וקטור נגיפי ישירות למוח. מחלקה אחת של וקטורים המתאימה היטב ליישום זה מבוססת על וירוס הקשור לאדנו (AAV). וקטורים אלה מורכבים מקפסיד חלבוני המקיף גנום דנ"א חד-גדילי, אשר בתורו מורכב ממקדם, גן אופסין, ובאופן אופציונלי, אלמנטים אחרים של קידוד חלבונים וויסות גנים. ההתקדמות בשיבוט מולקולרי הקלה על מניפולציה ושילוב של רכיבים אלה לפיתוח וקטורים חדשים. כתוצאה מכך, אוסף וקטורי AAV שעשויים להיות שימושיים עבור אופטוגנטיקה של NHP הוא גדול וגדל במהירות.

כיום, התועלת של וקטור AAV עבור אופטוגנטיקה של NHP דורשת בדיקה in vivo. עובדה זו מהווה חסם משמעותי להתקדמות. יש להשתמש בבעלי חיים במשורה, ובדיקת וקטורים מרובים בחיה אחת דורשת שאתרי ההזרקה ימוקמו באופן מושכל יחסית לארכיטקטורה העצבית ומופרדים היטב ביחס להתפשטות הנגיף. הערכה היסטולוגית מדויקת דורשת שהזריקות יהיו מדויקות מבחינה מרחבית ונפחית. טכניקת הזרקה ששימשה בעבר למשלוח מוקדי של חומרים פרמקולוגיים 1,2,3,4 הותאמה ופשטה לביצוע זריקות כאלה. טכניקת הזרקה זו היא זולה, משתמשת ברכיבים חד פעמיים ומעוקרים, ניתן להשתמש בה בקופים מורדמים או ערים, וניתן להשתמש בה כדי להתמקד באזורי מוח מגוונים בכל עומק. הפרוטוקול הבא מתאר נהלים שלב אחר שלב לייצור הרכיבים החד פעמיים וביצוע זריקות במוח NHP. היתרונות והחסרונות של הטכניקה נדונים.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל הניסויים בוצעו בהתאם למדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה וחרגו מהדרישות המינימליות המומלצות על ידי המכון למשאבי חיות מעבדה והאיגוד להערכה והסמכה של טיפול בחיות מעבדה בינלאומי. כל ההליכים הוערכו ואושרו על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת וושינגטון (פרוטוקול UW IACUC #4167-01). במחקר השתתפו חמישה קופי מקוק בריאים (2 מאקה מולטה, 3 מקה נמסטרינה; זכר. 4-11 שנים). מכשירים סטריליים וטכניקה שימשו בכל ההליכים הכירורגיים.

1. יצירת צינורית (איור 1A)

  1. הכנת כל חלק
    1. קהה את הקצה של מחט היפודרמית (30 גרם, 13 מ"מ אורך) עם מטחנת דיסק.
    2. חותכים צינור נירוסטה (30 גרם, קוטר פנימי = 0.16 מ"מ, קוטר חיצוני = 0.31 מ"מ) לאורך המותאם לעומק אזור מוח המטרה (25 מ"מ מתאים היטב להזרקת המשטח הגבי של קליפת המוח). עם מטחנת דיסק, לשפוף קצה אחד של צינור לחתוך ולהחליק את השני. מנטרלים את החלק הפנימי של הצינור עם סיכה.
    3. חותכים את צינורות polytetrafluoroethylene (PFTE) (קוטר פנימי = 0.23 מ"מ ± 0.02 מ"מ, קיר = 0.23 מ"מ ± 0.02 מ"מ, 1 מ"מ מתאים 42 nL ± 7 nL של נוזל) לאורך המתאים לכמות הפתרון הווקטורי שיש לטעון (1 μL של פתרון וקטורי תופס 24 מ"מ של צינורות). התלקחות שני הקצוות של צינור PTFE על ידי החדרת מחט היפודרמית קהה.
  2. הכנס את המחט ההיפודרמית הקהה כ -5 מ"מ לקצה אחד של צינור ה- PTFE. הכנס את הקצה הלא משופע של צינור הנירוסטה כ-5 מ"מ לקצה השני (איור 1A).
  3. בצע בדיקות טרום הזרקה. להזריק מים מסוננים דרך רכזת המחט ההיפודרמית של הצינורית. ודא שהמים יוצאים מצינור הנירוסטה המשופע מהקצה ושהמים אינם דולפים מאף אחד מהצמתים.

2. הליך הזרקה לבעלי חיים מורדמים

  1. הכנה לניתוח
    1. לעקר מכשירים כירורגיים ואספקה באמצעות ההליכים בטבלת החומרים.
    2. במידת הצורך, בצעו MRI ראש כדי להתמקד במבנים מוחיים עמוקים (איור 2A).
    3. מיד לפני הניתוח מרדימים את בעלי החיים בקטמין (10-15 מ"ג/ק"ג) ונותנים אנטיביוטיקה (צפזולין) ומשככי כאבים (בופרנורפין ומלוקסיקם בשחרור מושהה) באופן שרירי. לאחר מכן, יש להעביר פרופופול באמצעות קטטר תוך ורידי (IV) בוורידים הספניים או הצפליים.
    4. אינטובציה של החיה והעברתה לגז איזופלורן. אשר הרדמה נכונה על ידי קצב לב יציב, לחץ דם, קצב נשימה, שרירי שלד רפויים, והיעדר רפלקסים של פלפברל או נסיגה.
    5. לגלח את ראשה של החיה. יש למרוח משחת דמעות מלאכותית על הקרניות כדי למנוע התייבשות.
  2. הכנת אזור ההזרקה
    1. מניחים את ראש החיה במסגרת הסטריאוטקסית. יש למרוח תמיסת פילינג כירורגית על העור המגולח באמצעות ספוגי גזה, להפעיל לחץ עדין כדי לשחרר לכלוך, ולשטוף עם אלכוהול איזופרופיל. חזור על תהליך זה שלוש פעמים. מכסים את החיה עם וילון fenestrated סטרילי. חותכים את העור ומשקפים את השריר. הניחו את המניפולטור על הזרוע הסטריאוטקסית, מקמו אותה כך שתכוון לאזור מוח המטרה, וסמנו את מיקום הקרניוטומיה על הגולגולת בעט מעוקר.
    2. הסר את המניפולטור הסטריאוטקסי ובצע את הקרניוטומיה. חתוך את הדורה אם תרצה (למשל, כדי לדמיין ציוני דרך סולקליים). החזר את המניפולטור לזרוע הסטריאוטקסית.
  3. טעינת תמיסות וקטוריות (איור 1C)
    1. העבר בעדינות את הפתרון הווקטורי לצינור PCR מעוקר עם פיפטור P20, תוך הימנעות מבועות.
    2. חברו צינורית, כשהקצה המשופע פונה כלפי מטה, למחזיק סטריאוטקסי בכיוון אנכי. חבר מזרק Luer-lock 1 מ"ל לרכזת המחט ההיפודרמית של הצינורית.
    3. טבלו את הקצה המשופע של הצינורית בתמיסה הווקטורית.
      הערה: המזרק צריך להיות מחובר כבר; חיבורו בנקודה זו יכניס בועות לפתרון הווקטורי.
    4. טען את התמיסה לתוך הצינורית על ידי הפעלת לחץ שלילי עדין עם מזרק 1 מ"ל. מעקב חזותי אחר המניסקוס בין התמיסה לאוויר.
    5. לאחר טעינת התמיסה הווקטורית, המשיכו בלחץ השלילי העדין עד שהתמיסה תגיע לרכזת המחט. הסר את מזרק 1 מ"ל ולהזריק את השמן המינרלי הצבעוני לתוך רכזת מחט היפודרמית.
      הערה: יש להזריק את השמן באיטיות לאורך הדופן הפנימית של רכזת המחט כדי ליצור מניסקוס שקוף עם התמיסה הווקטורית ולמנוע בועות אוויר.
    6. חבר את רכזת המחט ההיפודרמית לאחת משתי היציאות הפתוחות של פקק Luer-lock תלת-כיווני.
      הערה: הצמדת המחט ההיפודרמית ליציאה הסגורה תיצור לחץ אוויר לא רצוי מאחורי השמן.
    7. סגור את היציאה המחוברת לרכזת המחט ההיפודרמית, מלא מזרק של 1 מ"ל באוויר, וחבר אותו לאחת משתי היציאות האחרות. לבסוף, סגור את היציאה הנותרת של stopcock כדי לחבר את המזרק לצינורית.
    8. דוחפים לאט את האוויר לתוך הצינורית. ברגע שהשמן הצבעוני מופיע בקצה המחט הבוטה בצינורות ה-PTFE, בדקו אם יש אוויר בין התמיסה לשמן הצבעוני.
    9. אם קיים אוויר, יש להפעיל לחץ שלילי על המזרק כדי להחזיר את השמן הצבעוני לרכזת המחט. מוציאים את הבועה ומפעילים לחץ חיובי עד שנראית טיפה של תמיסה וקטורית בקצה הצינורית המשופעת.
    10. הסר את מזרק 1 מ"ל כדי לשחרר לחץ אוויר לא רצוי מאחורי השמן וסגור את הפקק כדי למנוע מהווקטור לצאת מהצינורית על ידי כוח הכבידה.
    11. הדביקו סרגל פלסטיק לצינורות PTFE כדי למדוד את תנועת המניסקוס במהלך ההזרקה (איור 1B,D,F).
  4. החדרת צינורית לאזור מוח המטרה (איור 1B)
    1. הצמידו את הצינורית למניפולטור הסטריאוטקסי.
    2. העבר ידנית את צינורות המשאבה (המסתיימים במחבר Luer-lock) מהעוזר הלא סטרילי למנתח. על המנתח לאחוז במחבר Luer-lock דרך דופן שרוול סטרילי, להדביק פקק סטרילי שני למחבר, להדביק את השרוול בחוזקה סביבו, ולאחר מכן להפיל את צווארון השרוול, ולאפשר לו להתארך לאורך הצינור על ידי כוח הכבידה.
    3. חבר את ה-stopcock המחובר לצינור הצינורית ל-stopcock המחובר למשאבת האוויר. מכוונים את משאבת האוויר ללחץ נמוך, מפעילים אותה ומגבירים את הלחץ עד שהשמן מתקדם דרך הצינורית וניתן לראות טיפה של תמיסה וקטורית בקצה הצינורית.
    4. התאם את מיקום סרגל הפלסטיק על צינורות PTFE כדי למדוד את תנועת המניסקוס במהלך ההזרקה.
    5. להניע את הצינורית למטה עם מניפולטור סטריאוטקסי ולהקליט את העומק שבו הקצה מגיע אל פני השטח (דורה או פיה מאטר).
    6. סעו בצינורית לאתר העמוק ביותר שיש להזריק לאורך המסלול. פני השטח יהיו גושמים. אם מזריקים קליפת משטח, יש לוודא באופן חזותי שהצינורית חדרה לפני השטח, עם מיקרוסקופ כירורגי או זכוכית מגדלת אם קיימת.
    7. כדי למזער את המיקוד השגוי כתוצאה מדחיסת רקמות, דחפו את הצינורית באיטיות (1 מ"מ/דקה), במהירות (0.5 מ"מ לשנייה) עם המתנה של 1-5 דקות בתחתית, או השתלטו על אתר ההזרקה העמוק ביותר ב-500 מיקרומטר ואז נסוגו.
  5. זריקה
    1. הזרקת 0.5 μL של הפתרון הווקטורי עם משאבת האוויר החשמלית מעל 10-30 שניות. אשר את זרימת ההזרקה על ידי מעקב אחר המניסקוס בין השמן הצבעוני לתמיסה הווקטורית בצינור PTFE.
    2. יש להמתין דקה אחת ולהחזיר את הצינורית לאתר ההזרקה הבא לאורך המסלול.
    3. לאחר ההזרקה הסופית, השאירו את הצינורית במקומה למשך 10 דקות כדי למנוע שטף וקטורי.
    4. החזירו את הצינורית והשליכו אותה למיכל ביו-האזרד שארפ.
    5. לחלופין, יש להזריק כמות קטנה (≤1 μL) של מיקרובים פלואורסצנטיים ליד אתר ההזרקה הווקטורית כדי להקל על זיהוי אתר ההזרקה לאחר המוות.
    6. חזור על הליך זה כרצונך עבור הפתרונות הווקטוריים האחרים במיקומים אחרים (איור 2B).
  6. סגירת ניתוח
    1. תפר את הדורה, את השריר ואת העור.
    2. הסר את הקוף מהמסגרת הסטריאוטקסית והסר את כל כבלי הצג.
    3. מוציאים את הקוף מהרדמה של איזופלוראן ומוציאים אותו לאחר חזרת רפלקס הבליעה.
    4. מתן טיפול לאחר ניתוח (3-5 ימים של meloxicam ו 7-10 ימים של cephalexin). עקוב אחר החיה לפחות פעם אחת כל 10 דקות עד שהיא מסוגלת לשמור על תנוחת ישיבה זקופה ויציבה.

3. ניתוח והזרקת וקטור AAV לבעלי חיים ערים שמתנהגים (איור 1D)

הערה: ניתן להשתמש בגרסה של הטכניקה כדי לבצע זריקות לתוך מוחם של קופים ערים ומתנהגים, כפי שמתואר להלן.

  1. הזרקה סימולטנית עם הקלטה
    1. כדי לרשום פעילות חשמלית באתר ההזרקה, מצפים את החלק החיצוני של הצינורית באפוקסי (תחתון ~ 15 מ"מ) וצינורות פולימיד (אורך שנותר). חשוף את המתכת בקצה על-ידי גירוד האפוקסי ממנה (Injectrode, איור 1F)2. לחלופין, הכנס את הצינורית ואלקטרודה חוץ-תאית נפרדת, זו לצד זו, לתוך צינור מנחה בעל שני קנים (צינור מדריך דו-קני, איור 1E).
  2. החדרת צינורית לאזור מוח המטרה.
    1. הניחו את הקוף בתא הניסוי, הגבילו את תנועת הראש ונקו את תא ההקלטה המותקן על גולגולת בטכניקות סטנדרטיות.
    2. אבטח צינור מדריך למיקרו-דרייב. הכנס את צינורית ההזרקה לתוך צינור המנחה.
    3. מקדמים את הצינורית עד שהקצה בולט מצינור ההנחיה.
    4. חבר את ה-stopcock למשאבת האוויר החשמלית. כדי לוודא תפקוד תקין של המערכת, יש לדחוף טיפה של תמיסה וקטורית מהקצה באמצעות משאבת האוויר ולאשר את תנועת התמיסה השמן-וקטורית מניסקוס.
    5. משוך את הצינורית ~ 5 מ"מ לתוך צינור המדריך כדי להגן עליו מפני נזק במהלך החדרת הצינור למוח. הכנס את צינור ההנחיה למוח.
    6. סע את הצינורית לאתר להזרקה באמצעות המיקרו-דרייב. זהה את אתר המטרה על-ידי הקלטה חשמלית (איור 2C) או על-ידי גירוי.

figure-protocol-1
איור 1: מערך הניתוח והמנגנון . (A) צינורית הזרקה. כל חלק של הצינורית מצוין. משובץ בצד ימין למטה: תמונה מוגדלת של קצה צינורית, סרגל קנה מידה: 500 מיקרומטר. (B) מערך ניתוח לקופים מורדמים. הקוף ממוקם במסגרת סטריאוטקסית מתחת לווילון כירורגי. מכונת הנשמה (V), קו תוך ורידי (IV), מוניטור לחץ דם (BP) ומוניטור ריווי חמצן (O2) מחוברים לקוף. צינורית ההזרקה מוחדרת לאזור המטרה באמצעות מיקרומניפולטור סטריאוטקסי. הפתרון הווקטורי מוזרק על ידי משאבת אוויר חשמלית (כניסה שמאלית תחתונה, חומה) המצומדת למדחס אוויר (כניסה שמאלית תחתונה, כחולה). סרגל פלסטיק (כניסה עליונה) מודבק לצינורות PTFE כדי למדוד את תנועת המניסקוס בין שמן צבעוני (כניסה עליונה, אדום) ותמיסה וקטורית (כניסה עליונה, שקוף) במהלך ההזרקה. (C) הגדרה לטעינת תמיסה וקטורית לתוך הצינורית. (D) קוף במהלך הזרקה של תמיסה וקטורית בתא ניסוי. ראש החיה מוחזק במקומו על ידי שלוש עמדות ייצוב, ומיקום העין נרשם על ידי מערכת סליל חיפוש סקלרלית. צינורית ההזרקה מוחזקת ומונעת לעומק המטרה באמצעות מחזיק/דרייבר מיקרו-אלקטרודה. ההזרקה נשלטת על ידי ניטור המניסקוס בין השמן הצבעוני לתמיסה הווקטורית באמצעות מצלמת USB (תמונה משובצת). (E) הזרקת צינור מדריך דו-קני. מחזיק/דרייבר של צינור מדריך בעל קנה כפול מחזיק צינורית הזרקה ומיקרו-אלקטרודה (ראו כניסה). (ו) הזרקה. המתכת בקצה הצינורית, שנחשפה על ידי גירוד שכבת האפוקסי, מספקת גישה חשמלית לנוירונים (כניסה, סרגל אבנית: 500 מיקרומטר). (G) הגדרת גירוי לייזר. מחזיק/דרייבר של צינור מדריך בעל קנה כפול מכיל גם סיב אופטי וגם מיקרו-אלקטרודה (ראו כניסה). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

figure-protocol-2
איור 2: דיאגרמה של אתרי הזרקת AAV . (A) מקטע סגיטלי של תמונת MR מוחית המציג אתרי הזרקה בקליפת המוח המוטורית העיקרית ובקליפת המוח הראייתית הראשונית של נמסטרינה של מקאקה. (B) מבט מהמשטח הגבי על לוח האטלס המתאים המראה מיקום צינורית ביחס לסולקוס המרכזי (קליפת המוח המוטורית העיקרית) וקליפת המוח הראייתית הראשונית. (C) הקלטת יחידה על ידי הזרקה בקוליקולוס העליון. יחידה שבודדה לפני ההזרקה (ימין למעלה) נעלמה לאחר ההזרקה (למטה ימנית). (D) מסלול הזרקה (חצים לבנים). סרגל קנה מידה: 500 מיקרומטר. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

4. עיבוד רקמת המוח להיסטולוגיה

  1. יש להמתין 6-8 שבועות לאחר ההזרקה כדי למקסם את הביטוי הטרנסגני.
    הערה: משך הזמן האופטימלי תלוי בווקטור הוויראלי המדויק ששימש בניסוי.
  2. לעבד את המוח באמצעות טכניקות היסטולוגיות קונבנציונליות כדי להעריך את יעילות ההתמרה ואת הסלקטיביות 5,6,7.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כדי להדגים ביטוי טרנסגני על ידי הזרקה סטריאוטקסית in vivo למוח NHP באמצעות שיטת ההזרקה הכירורגית המתוארת כאן, נבחרו שני וקטורים שהכילו משפרים המניעים ביטוי של חלבון פלואורסצנטי צהוב-2 (SYFP2) בסוגים עצביים שונים 8,9. וקטורים נגיפיים נארזו בקפסידPHP.eB 10, טוהרו על ידי צנטריפוגה של יודיקסנול, ולאחר מכן רוכזו לטיטר גבוה (>1E13 גנום ויראלי/מ"ל) כפי שנמדד על ידי qPCR. נפח של 0.5 μL הוזרק בכל אחד מעשרה עומקים לאורך עשרה מסלולים דרך קליפת המוח לנפח הזרקה כולל של 5 μL/track. איור 3A-C מראה את ביטוי SYFP2 באמצעות חיסון אנטי-GFP 113 ימים לאחר הזרקת וקטור ה-AAV הספציפי לתת-מחלקה PVALB, CN2045, לתוך קליפת המוח הראייתית העיקרית של זכר בוגר מאקה נמסטרינה. הטרנסגן SYFP2 זוהה בחוזקה במספר נוירונים לא פירמידליים הפזורים על פני עומק קליפת המוח, ורוב תאי העצב המבטאים SYFP2 היו גם פעילים חיסונית עבור PVALB7. איור 3D מראה ביטוי SYFP2 מקורי בקליפת המוח המוטורית העיקרית 64 ימים לאחר ההזרקה של וקטור ה-AAV הספציפי לנוירון L5, CN2251. לנוירונים המסומנים ב-SYFP2 יש מורפולוגיה פירמידלית ברורה, כאשר סומאטה מוגבלת לשכבה 5 ודנדריטים אפיקליים עבים אופייניים. נתונים אלה מדגימים באופן חד משמעי שליטה מדויקת בביטוי טרנסגני באוכלוסיות נבחרות של נוירונים ניאו-קורטיקליים במוח NHP על ידי הזרקה סטריאוטקסית של וקטורים מסוג תאים המכוונים לווקטורים של AAV.

figure-results-1
איור 3: דוגמה לביטוי SYFP2 ספציפי לסוג התא בתיווך וקטורים של AAV המוזרקים למוח NHP . (A) פוטומיקרוגרף אפיפלואורסצנטי של מקטע קבוע מקליפת המוח הראייתית הראשונית של המקוק 113 יום לאחר הזרקת וקטור AAV ספציפי לתת-מחלקה PVALB. סרגל קנה מידה: 1 מ"מ.  (ב,ג) תמונת הגדלה גבוהה יותר של האזור המסומן בתיבות מוצגת ב-A. (B) אות אנטי-GFP. (C) אות אנטי-PVALB. פסי קנה מידה: 250 מיקרומטר. (D) פוטומיקרוגרף אפיפלואורסצנטי של פלואורסצנציה מקומית SYFP2 בקטע קבוע מקליפת המוח המוטורית העיקרית של המקוק 64 ימים לאחר הזרקת וקטור AAV תת-קרקעי חוץ-טלנצפלי משכבה 5. סרגל קנה מידה: 500 מיקרומטר. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

כדי להדגים את התועלת של טכניקת הזרקה זו למניפולציות אופטוגנטיות נוירופיזיולוגיות והתנהגותיות, בוצעו שלושה ניסויים, כל אחד על קוף אחר (Macaca mulatta). בניסוי הראשון (איור 4A-D), וקטורים של AAV שנשאו את הטרנסגן channelrhodopsin-2 (AAV1-hSyn1-ChR2-mCherry) הוזרקו לקוליקולוס העליון השמאלי (SC). הווקטור הוזרק כל 250 מיקרומטר ב-19 עומקים ובסך הכל 12 μL. בניסוי השני (איור 4E-G), 3 μL של תמיסת AAV1-hSyn-ArchT-EYFP הוזרקו לתוך גרעין הרשתית tegmenti pontis (NRTP). בניסוי השלישי (איור 4H-K), 24 μL של תמיסת AAV9-L7-ChR2-mCherry הוזרקו לקליפת המוח הקטן 6. שישה עד שמונה שבועות לאחר כל הזרקה, סיב אופטי ואלקטרודת טונגסטן הוכנסו למוח באמצעות צינור מנחה דו-קני (איור 1G).

איור 4B מראה את התגובה של נוירון SC לאור כחול (450 ננומטר). אור רציף (1.2 שניות) ב-40 mW יצר סדרה של פוטנציאלי פעולה עוקבים (איור 4B, למעלה). פולסים קלים באורך של אלפית שנייה אחת לא הצליחו לעורר פוטנציאל פעולה ב-40 mW (איור 4B, באמצע) אך כן עוררו פוטנציאל פעולה באופן אמין ב-160 mW, רמת ההספק הנוספת היחידה שנבדקה, עם השהיה של 2.7 ± 0.6 אלפיות השנייה (איור 4B, למטה). רכבת פולסים (160 mW, תדר: 300 הרץ, מחזור עבודה: 15%, משך: 300 אלפיות השנייה) עוררה סקאדות באופן עקבי עם השהיה ממוצעת של 97 ± 32 אלפיות השנייה, משרעת ממוצעת של 10.4° וזווית ממוצעת של 47° (כלפי מעלה וימינה; איור 4C).

בהתאם למחקרים ששינו את רווח הסקאדה באמצעות גירוי חשמלי תת-קרקעי של ה-SC11,12, גירוי אופטי של ה-SC לאחר 15°, 18° ו-20° שמאלה ומטה (225°) הפחית בהדרגה את רווח הסקאדה (איור 4D). ירידה זו ברווח דרשה ~ 250 ניסויים (עיגולים ירוקים) כדי לחזור לרווח שלפני ההסתגלות (עיגולים שחורים), ואישרה את בסיסו בפלסטיות ארוכת טווח.

בניסוי השני (איור 4E), היטל סיבי הטחב מה-NRTP אל הוורמיס האוקולומוטורי (OMV) של קליפת המוח הקטן (אונות VIc ו-VII) דוכא אופטית. איור 4F מראה סיבי טחב ורוזטות המסומנים באופן פלואורסצנטי ב-OMV (כניסה). אור לייזר צהוב (589 ננומטר) הועבר ל-OMV באמצעות סיבים אופטיים, ואלקטרודת טונגסטן סמוכה שימשה לתיעוד פעילות תאי פורקיניה. איור 4G מראה פעילות פשוטה של ספייק לפני (אפור) ואחרי (כתום) השתקה אופטוגנטית של תחזיות NRTP (איור 4G, למעלה). לפני ההשבתה, תא ה-Purkinje הציג תבנית התפרצות כפולה עבור סקאדות של 12° ימינה (איור 4G, באמצע, אפור). במהלך ההשבתה, קצב הירי ירד והשתנה לדפוס השהיית פרץ (איור 4G, באמצע, כתום). השוואה בין שתי תבניות התגובה האלה מציעה שקלט הסיבים הטחב לתאי Purkinje משפיע על שלב ההאטה של הסקאדה על-ידי הנעת הפרץ השני (איור 4G, באמצע, ירוק). השונות של סקאדות ימינה פחתה במהלך ההשבתה האופטוגנטית, בהתאם לרעיון שחלק מהשונות מניסוי לניסוי במדדי סקאדה נובעת משונות באותות הנישאים על-ידי סיבי טחב (איור 4G, למטה, כתום).

בניסוי השלישי (איור 4H), תאי Purkinje של ה-OMV היו מגורה באופן אופטיגנטי (איור 4I). רכבת של פולסים קצרים (פולסים של 1.5 מילי-שניות, 65 mW, 50 Hz) הגבירה את פעילות הספייק הפשוטה של תא Purkinje מבודד (איור 4J, למעלה). פעימות אור בודדות של 1.5 מילישניות עוררו לעתים קרובות >1 קפיצות פשוטות (איור 4J, למטה). הפעלת ספייק פשוטה אופטוגנטית, המתוזמנת להתרחש במהלך סקאדה (דופק אור של 10 אלפיות השנייה, 60 mW), משרעת סקאדה מוגברת (איור 4K), המאשרת את התפקיד הדיס-אינהיביטורי של תאי Purkinje על מחולל ההתפרצות האוקולומוטורית.

figure-results-2
איור 4: סיכום של שלושה ניסויים אופטוגנטיים שבוצעו בקופים ערים. (A-D) ניסוי 1, עירור פאן-עצבי: הזרקה נגיפית, גירוי בלייזר ורישום יחידה נערכו בקוליקולוס העליון (A). (B) פעילות יחידה מייצגת המתעוררת על ידי גירוי לייזר. (C), רכיבים אופקיים (עליונים) ואנכיים (אמצעיים) של תנועות עיניים ותרשים רסטר של פעילות יחידה (למטה) המעוררת על ידי גירוי לייזר. (D) מפגש מייצג של הסתגלות סקאדה המושרה על ידי גירוי לייזר. הגירוי (100 פולסים לייזר של 0.5 אלפיות השנייה) נמסר 80 אלפיות השנייה לאחר כל סקאדה (כניסה). רווח סקאדה (משרעת סקאדה / משרעת מטרה) ירד בהדרגה בניסויים. (אי-ג) ניסוי 2, עיכוב ספציפי למסלול: וקטור נגיפי הוזרק לתוך גרעין הרשתית tegmenti pontis, וגירוי לייזר ורישום יחידה נערכו בוורמיס האוקולומוטורי (E). (F) חתך היסטולוגי של הוורמיס האוקולומוטורי המציג סיבי טחב מסומנים (סרגל קשקשים: 1 מ"מ) והרוזטות שלהם (כניסה, סרגל קנה מידה: 100 מיקרומטר). (G) פעילות תאי Purkinje (למעלה: רסטר, אמצע: קצב ירי ממוצע) ומסלולים של סקאדות מונחות חזותית (למטה) עם ובלי גירוי לייזר. אפור: לייזר מחוץ לניסויים, כתום: לייזר על ניסויים, ירוק: ההבדל בין אפור לכתום. (ח-ק) ניסוי 3, הפעלה ספציפית לסוג התא: הזרקה ויראלית, גירוי לייזר והקלטת יחידה נערכו בוורמיס האוקולומוטורי (H). (I) קטע היסטולוגי של הוורמיס האוקולומוטורי המציג תאי Purkinje המסומנים. סרגל קנה מידה: 100 מיקרומטר. (J) פעילות ספייק פשוטה של תא Purkinje המעורר על ידי גירוי לייזר. למעלה: עלילת רסטר מ-14 ניסיונות. למטה: עקבות מתח מניסוי מייצג יחיד. (K) מסלולים של סקאדות מונחות חזותית עם ובלי גירוי לייזר. פולס אור של 10 אלפיות השנייה במהלך סקאדות הגביר את משרעת הסקאדה. מסלולי סקאדה בודדים (ציאן) והממוצע שלהם (כחול) בניסויי לייזר. מסלולי סקאדה בודדים (אפור בהיר) והממוצע שלהם (אפור כהה) בניסויים ללא לייזר. אורך גל האור היה 450 ננומטר בניסויים 1 ו-3 ו-589 ננומטר בניסוי 2. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ההתקדמות באופטוגנטיקה של NHP יצרה צורך בשיטות הזרקה תוך גולגולתיות מדויקות ואמינות. היתרונות של השיטה המתוארת בדו"ח זה הם שהיא זולה, משתמשת ברכיבים מעוקרים וחד פעמיים, ובעלת יכולת להתמקד באזורי מוח מגוונים בכל עומק. זה גם מאפשר שליטה על מהירות ההזרקה ונפח בזכות המהירות שבה ניתן לשלוט בשסתום האוויר. ניתן להגביר את לחץ האוויר באופן חולף כדי לעקור סתימה ולאחר מכן להפחית במהירות כדי למנוע הזרקת יתר לאחר מכן שתיווצר על ידי לחץ מתמשך. רכיבים חד פעמיים מפחיתים את הסיכון לזיהום צולב בין אתרי ההזרקה.

שלבים קריטיים בפרוטוקול ההזרקה זה כוללים בניית צינוריות איכותיות, העמסתן ללא החדרת בועות ובחירת אתרי הזרקה שאינם קרובים מדי זה לזה. זריקות בהפרש של ≥1 ס"מ בדרך כלל מתמרת אזורים שאינם חופפים, אך היוריסטיקה זו תלויה בסרוטיפ ויראלי, טיטר, מקדם, נפח, מטרה ושיטת זיהוי. בחירת אתרי הזרקה שאינם מחוברים ישירות מונעת בלבולים פוטנציאליים המיוצרים על ידי סחר באופסין לאורך אקסונים ואת הנטייה של חלק מהסרוטיפים של AAV להתמרה מדרדרת.

השיטה יכולה לשמש להזרקת NHPs בזמן שהם מורדמים ובמסגרת סטריאוטקסית (איור 3) או בהתראה ובראש קבוע (איור 4). לראשון יש יתרון בכך שהוא מאפשר לזריקות להיות ממוקדות בקואורדינטות סטריאוטקסיות, והוא מאפשר אישור חזותי לחדירת צינורית דרך דורוטומיה חריפה (חיתוך הדורה בקוף ער, באמצעות קרניוטומיית כרונית, מעלה את הסיכון לזיהום). לגישה השנייה יש את היתרונות של הפחתת מספר ניתוחי ההישרדות ולכן הלחץ על החיה, להיות תואם הקלטות אלקטרופיזיולוגיות במהלך ההתנהגות, ושימוש באותה מסגרת קואורדינטות ומכשור המשמש להחדרת סיבים אופטיים לניסויים לאחר הזרקה. ניתן לשפר עוד יותר את טכניקת ההזרקה בקופים ערים על ידי ביצוע הזרקות באמצעות דורה מלאכותית13,14,15. זה יעניק את היתרונות הנוספים של הדמיה ישירה של אתרי הזרקה ואת פלואורסצנטיות הרקמה המצביעה על התמרה מוצלחת.

מספר טכניקות הזרקת AAV אחרות שימשו ב- NHPs. לאחרונה פותח מכשיר הזרקה רב-ערוצי כדי לספק וקטורים של AAV באופן אחיד לאזורים גדולים בקליפת המוח של NHP16. תוצאות דומות ניתן להשיג באמצעות הסעה משופרת משלוח17,18. שיטות אלה שואפות למקסם את התפשטות ההתמרת, שהיא מטרה חשובה אך שונה מהדיוק המרחבי שהשיטה שלנו שואפת להשיג.

שיטה חלופית נוספת היא להזריק וקטורים של AAV דרך צינורות בורוסיליקט המשופעים לקצה חד בקצה אחד ומחוברים למזרק המילטוןבקצה השני 5,6. לשיטה זו יש הרבה מן המשותף עם השיטה המתוארת במאמר זה. הווקטור הוויראלי מוחזק באורך של צינורות, החלל בצינורות שמאחורי הנגיף מלא בשמן צבוע, וזרימת הווקטור מנוטרת באמצעות תנועת המניסקוס וקטור השמן. טכניקה חלופית זו דורשת פחות ציוד והכנה, אך היא דורשת משיכת שמן לתוך צינורות הבורוסיליקט דרך הקצה המשופע בלחץ שלילי והעמסת הווקטור דרך אותו מסלול לאחר מכן. התוצאה היא בהכרח עקבות של שמן המועברים למוח. בנוסף, מניסיוננו, צינורות הבורוסיליקט חייבים להיות בקוטר של ~350 מיקרומטר כדי לחדור לדורה גם כאשר הם משופעים ולכן גורמים לנזק מכני גדול יותר מאשר צינורית המתכת הדקה יותר המתוארת במאמר זה (איור 2D). צינורות 30 G שימשו מכיוון שעומס האבזם הקריטי שלו גבוה מספיק כדי לתווך חדירת דורה למרות אורכו 1-10 ס"מ, מכיוון שהוא מתאים לצינורות PTFE בחוזקה, ומכיוון שהוא כמעט ולא נחסם. צינורות 33 G נסתמים ומתכופפים בקלות רבה יותר וקשה יותר להזדווג עם צינורות PTFE. צינורות 36 G אינם נוקשים מספיק כדי לחדור ל-NHP dura mater.

טכניקת הזרקה חלופית נוספת היא לחבר את הפלט של משאבת האוויר לחלק האחורי של פיפטה19 טעונה וקטורית, זכוכית משוכת. הווקטור נאלץ מקצה הפיפטה על ידי לחץ אוויר ישיר, לסירוגין מהמשאבה, ומבטל את הצורך בשמן. בדומה לשיטת הצינור הבודד שהוסברה לעיל, היעדר צמתים חומריים בין המניסקוס לקצה הצינורית מקטין את הסיכון לדליפות. עם זאת, הקצוות המחודדים החדים והעדינים של פיפטות הזכוכית מונעים מהם לחדור לדורת NHP או לפגוע במבנים עמוקים.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה נתמך על ידי WaNPRC/ITHS P51OD010425 (JTT), מענקי המכון הלאומי לבריאות (NIH) EY023277 (R01 עבור YK), EY030441 (R01 עבור GH), MH114126 (RF1 ל-JTT, בועז לוי, אד ליין), MH120095 (UG3 עבור JTT ו-GH), EY028902 (R01 עבור RS), והתאפשר הודות למענקי NIH OD010425 (P51 עבור WaNPRC) וקרן מחקר התמלוגים של אוניברסיטת וושינגטון A148416. המחברים רוצים להודות ליסמין אל-שמאיילה וויקטוריה אומסטד על ההיסטולוגיה, לרפוחיו מרטינז על שיבוט וקטורים ויראליים, ולג'ון מיץ' על הסיוע בעיבוד רקמות המוח של NHP.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
<חזק>ציוד: סט
<חזק>פריט
BONDHUS10936STERRAD
מחזיק צינוריתKOPF1770STERRAD
מנשא (מניפולטור)KOPF1404STERRAD
פלטפורמתמנשאKOPF1430NA
מעמד מנשאKOPF1449STERRAD
מוטות עין, אוזניים, פהKOPF1430NA
בסיס סטריאוטקסיKOPF1210NA
חזק>ציוד: <צינורית
חזקה>פריט
1 מ"ל מזרקים Luer-lockBD309628NA (חבילה מעוקרת)
צינוריות*(תוצרת בית - ראה להלן)קיטור NA (חיטוי)
שמן צבעוני**(תוצרת בית - ראה להלן)מעלית NA
NA (למתלה צינורות)Cole-ParmerUX-08057-10STERRAD
Genesee Scientific23-404NA (חבילה מעוקרת)
פלורסנט מיקרו-חרוזיםLumafluorR170NA
P20 פיפטמןגילסוןFA10003MNA
צינורות PCRאולימפוס פלסטיק22-161STERRAD
StopcockCole-Parmer3060004STERRAD
מתלה צינורתוצרת ביתNASTERRAD
פתרון וקטור(תוצרת בית)NANA NA
<חזק>ציוד: < / חזק> סט
<חזק>פריט< / חזק>
משאבת אוויר חשמליתWorld Precision InstrumentsPV830NA
דוושת רגלWorld Precision Instruments3260NA
כיסוי צינורEZ וילוןA400-1000NA (חבילה מעוקרת)
<חזק>ציוד: כלים לכירורגיה כללית
<חזק>פריט
MEDLINEazlonSTERRAD
BurrsSTRYKER277-10-235STERRAD
פיק רקמות דו-שינייםFine Science Tools18067-11STERRAD
וילונותMEDLINEDYNJP3004NA (חבילה מעוקרת)
מלקחיים חבישהMiltex6-118STERRAD
מקדחהSTRYKERQ9R-5400NA
מקדחיםSTRYKER277-82-87STERRAD
GauzeMEDLINENON26334NA (חבילה מעוקרת)
מלקחיים נגד יתושים המוסטטייםMiltex7-2, 7-4STERRAD
ידיות אורSKYTRONStellar XLSTERRAD
מחט הודלMiltex8-2STERRAD
מעלית PeriostealMiltex18-1968STERRAD
RongeursMiltex17-4800STERRAD
SalineBAXTER2F7122STERRAD
אזמלבארד-פרקר372610STERRAD
מספרייםMiltex5-12, 5-114STERRAD
מחזירי SennMiltex28065STERRAD
כפפות סטריליותMEDLINETriumph MicroNA (חבילה מעוקרת)
יניקהמדלה200-4869NA
קצה יניקהMEDLINEDYNDFR12SNA (חבילה מעוקרת)
צינור יניקהCOVIDEN8888301614NA (חבילה מעוקרת)
חלוקים כירורגייםMEDLINEDYNJP2002SNA (חבילה מעוקרת)
עטים וסרגל כירורגייםMEDLINEDYNJSM03NA (חבילה מעוקרת)
תפרCOVIDENSL-635NA (חבילה מעוקרת)
מלקחיים לרקמותMiltex6-114STERRAD
מהדקי מגבתMiltex7-504STERRAD
ספוגיות עץMEDLINEMDS202095NA (חבילה מעוקרת)
<חזק>ציוד: *צינוריות
<חזקות>פריט
מחט היפודרמיתEXELINT INTERNATIONAL26437NA (חבילה מעוקרת)
צינור נירוסטהK-TUBEK30RNA
צינור PTFE ZEUS216200NA
חזק>ציוד: **שמן צבעוני
<חזק>פריט
נוזלי נר תרכיז צבעPremiumCraftאדום/ורודNA
Vi-JonS0883
STERRAD: פלזמת
סטריאוטקסי< קצה מסנן משאבת אוויר חשמלית< שמן מינרלי NA גז מי חמצן בטמפרטורה נמוכה

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kojima, Y., Robinson, F. R., Soetedjo, R. Cerebellar fastigial nucleus influence on ipsilateral abducens activity during saccades. Journal of Neurophysiology. 111 (8), 1553-1563 (2014).
  2. Kojima, Y., Soetedjo, R. Elimination of the error signal in the superior colliculus impairs saccade motor learning. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (38), 8987-8995 (2018).
  3. Kojima, Y., Soetedjo, R., Fuchs, A. F. Effects of GABA agonist and antagonist injections into the oculomotor vermis on horizontal saccades. Brain Research. 1366, 93-100 (2010).
  4. Kojima, Y., Soetedjo, R., Fuchs, A. F. Effect of inactivation and disinhibition of the oculomotor vermis on saccade adaptation. Brain Research. 1401, 30-39 (2011).
  5. De, A., El-Shamayleh, Y., Horwitz, G. D. Fast and reversible neural inactivation in macaque cortex by optogenetic stimulation of GABAergic neurons. eLife. 9, 52658(2020).
  6. El-Shamayleh, Y., Kojima, Y., Soetedjo, R., Horwitz, G. D. Selective optogenetic control of Purkinje cells in monkey cerebellum. Neuron. 95 (1), 51-62 (2017).
  7. Mich, J. K., et al. Functional enhancer elements drive subclass-selective expression from mouse to primate neocortex. Cell Reports. 34 (13), 108754(2021).
  8. Graybuck, L. T., et al. Enhancer viruses for combinatorial cell subclass-specific labeling. Neuron. (21), 00159(2020).
  9. Michel, J., Benninger, D., Dietz, V., van Hedel, H. J. Obstacle stepping in patients with Parkinson's disease. Complexity does influence performance. Journal of Neurology. 256 (3), 457-463 (2009).
  10. Chan, K. Y., et al. Engineered AAVs for efficient noninvasive gene delivery to the central and peripheral nervous systems. Nature Neuroscience. 20 (8), 1172-1179 (2017).
  11. Kaku, Y., Yoshida, K., Iwamoto, Y. Learning signals from the superior colliculus for adaptation of saccadic eye movements in the monkey. Journal of Neuroscience. 29 (16), 5266-5275 (2009).
  12. Soetedjo, R., Fuchs, A. F., Kojima, Y. Subthreshold activation of the superior colliculus drives saccade motor learning. Journal of Neuroscience. 29 (48), 15213-15222 (2009).
  13. Kleinbart, J. E., et al. A modular implant system for multimodal recording and manipulation of the primate brain. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. Annual International Conference. 2018, 3362-3365 (2018).
  14. Arieli, A., Grinvald, A., Slovin, H. Dural substitute for long-term imaging of cortical activity in behaving monkeys and its clinical implications. Journal of Neuroscience Methods. 114 (2), 119-133 (2002).
  15. Ruiz, O., et al. Optogenetics through windows on the brain in the nonhuman primate. Journal of Neurophysiology. 110 (6), 1455-1467 (2013).
  16. Fredericks, J. M., et al. Methods for mechanical delivery of viral vectors into rhesus monkey brain. Journal of Neuroscience Methods. 339, 108730(2020).
  17. Bankiewicz, K. S., et al. Convection-enhanced delivery of AAV vector in parkinsonian monkeys; in vivo detection of gene expression and restoration of dopaminergic function using pro-drug approach. Experimental Neurology. 164 (1), 2-14 (2000).
  18. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Widespread optogenetic expression in macaque cortex obtained with MR-guided, convection enhanced delivery (CED) of AAV vector to the thalamus. Journal of Neuroscience Methods. 293, 347-358 (2018).
  19. Nathanson, J. L., Yanagawa, Y., Obata, K., Callaway, E. M. Preferential labeling of inhibitory and excitatory cortical neurons by endogenous tropism of adeno-associated virus and lentivirus vectors. Neuroscience. 161 (2), 441-450 (2009).

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

AAVChannelrhodopsinPurkinje

מאמרים קשורים