מאמר שיטה

אופטימיזציה של מודל העכבר לחסימת ורידים ברשתית כדי להגביל את השונות

DOI:

10.3791/62980

⸱

6 באוגוסט 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology & Cell Biology; Vagelos College of Physicians and Surgeons, Columbia University, 2Department of Molecular Pharmacology and Therapeutics; Vagelos College of Physicians and Surgeons, Columbia University, 3Department of Neurology; Vagelos College of Physicians and Surgeons, Columbia University, 4The Taub Institute for Research on Alzheimer’s Disease and the Aging Brain; Vagelos College of Physicians and Surgeons, Columbia University

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כאן, אנו מתארים פרוטוקול אופטימלי לחסימת ורידים ברשתית באמצעות ורד בנגלי ומערכת מיקרוסקופ הדמיית רשתית מונחה לייזר עם המלצות למקסם את יכולת השחזור שלה בזנים מהונדסים גנטית.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מודלים עכבריים של חסימת ורידים ברשתית (RVO) משמשים לעתים קרובות ברפואת עיניים לחקר פגיעה היפוקסית-איסכמית ברשתית העצבית. בדו"ח זה, שיטה מפורטת המצביעה על צעדים קריטיים מסופקת עם המלצות לאופטימיזציה כדי להשיג שיעורי חסימה מוצלחים באופן עקבי על פני זני עכברים מהונדסים גנטית שונים. מודל עכבר RVO מורכב בעיקר ממתן תוך ורידי של צבע פוטונסיטייזר ואחריו פוטוקואגולציה בלייזר באמצעות מיקרוסקופ הדמיה רשתית המחובר ללייזר מונחה עיניים. שלושה משתנים זוהו כגורמים הקובעים עקביות חסימה. על ידי התאמת זמן ההמתנה לאחר מתן בנגל ואיזון תפוקת הלייזר הבסיסית והניסויית, ניתן להגביל את השונות בין הניסויים ולהשיג שיעור הצלחה גבוה יותר של חסימות. שיטה זו יכולה לשמש לחקר מחלות רשתית המאופיינות בצקת רשתית ופגיעה היפוקסית-איסכמית. בנוסף, מכיוון שמודל זה גורם לפגיעה בכלי הדם, ניתן ליישם אותו גם כדי לחקור את כלי הדם העצביים, מוות עצבי ודלקת.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

חסימת ורידים ברשתית (RVO) היא מחלת כלי דם רשתית נפוצה שהשפיעה על כ -28 מיליון אנשים ברחבי העולם בשנת 20151. RVO מוביל לירידה בראייה ואובדן אצל מבוגרים בגיל העבודה וקשישים, המייצג מחלה מסכנת ראייה מתמשכת המוערכת בעלייה במהלך העשור הקרוב. חלק מהפתולוגיות המובהקות של RVO כוללות פגיעה היפוקסית-איסכמית, בצקת ברשתית, דלקת ואובדן עצבי2. נכון לעכשיו, קו הטיפול הראשון בהפרעה זו הוא באמצעות מתן מעכבי גורם גדילה אנדותל כלי דם (VEGF). בעוד טיפול אנטי VEGF עזר לשפר בצקת ברשתית, חולים רבים עדיין מתמודדים עם ירידה בראייה3. כדי להבין עוד יותר את הפתופיזיולוגיה של מחלה זו ולבחון קווי טיפול חדשים פוטנציאליים, יש צורך ליצור פרוטוקול מודל עכבר RVO פונקציונלי ומפורט עבור זני עכברים שונים.

מודלים של עכברים פותחו תוך יישום אותו מכשיר לייזר המשמש בחולים אנושיים, בשילוב עם מערכת הדמיה המותאמת לגודל הנכון עבור עכבר. מודל עכבר זה של RVO דווח לראשונה בשנת 2007 4 והוקם עוד יותר על ידי Ebneter ואחרים 4,5. בסופו של דבר, המודל עבר אופטימיזציה על ידי Fuma et al. כדי לשכפל ביטויים קליניים מרכזיים של RVO כגון בצקת רשתית6. מאז שהמודל דווח לראשונה, מחקרים רבים השתמשו בו באמצעות מתן צבע פוטונסיטייזר ואחריו פוטוקואגולציה של ורידים רשתית מרכזיים באמצעות לייזר. עם זאת, כמות וסוג הצבע המנוהל, עוצמת הלייזר וזמן החשיפה משתנים באופן משמעותי בין מחקרים שהשתמשו בשיטה זו. הבדלים אלה יכולים לעתים קרובות להוביל לשונות מוגברת במודל, מה שמקשה על השכפול. נכון להיום, לא פורסמו מחקרים עם פרטים ספציפיים על אפיקים פוטנציאליים לאופטימיזציה שלה.

דוח זה מציג מתודולוגיה מפורטת של מודל עכבר RVO בזן C57BL/6J וזן caspase-9 אנדותל המושרה בטמוקסיפן (iEC Casp9KO) עם רקע C57BL/6J ורלוונטי לפתולוגיה של RVO כזן ייחוס לעכבר מהונדס גנטית. מחקר קודם הראה כי הפעלה לא אפופטוטית של קספאז-9 אנדותל מעוררת בצקת ברשתית ומקדמת מוות עצבי8. הניסיון בשימוש בזן זה עזר לקבוע ולספק תובנות לגבי שינויים אפשריים כדי להתאים את מודל עכבר RVO, אשר יכול להיות ישים לזנים מהונדסים גנטית אחרים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול זה עוקב אחר הצהרת האגודה לחקר הראייה והעיניים (ARVO) לשימוש בבעלי חיים במחקר עיניים וראייה. ניסויים במכרסמים אושרו ונוטרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) של אוניברסיטת קולומביה.

הערה: כל הניסויים השתמשו בעכברים זכרים בני חודשיים ששקלו בערך 20 גרם.

1. הכנה וניהול של טמוקסיפן עבור אבלציה גנטית מושרית של גנים floxed

הערה: קוטר כלי הרשתית יכול להיות מושפע ממשקל החיה. ודא שכל בעלי החיים המשמשים לניסוי הם בעלי משקל דומה.

  1. לדלל טמוקסיפן בשמן תירס לריכוז של 20 מ"ג/מ"ל.
    הערה: טמוקסיפן הוא רעיל והוא רגיש לאור. יש להגן מפני אור, למשל באמצעות רדיד אלומיניום.
  2. מערבל את הפתרון במשך כמה שניות.
  3. משאירים בתנור על 55 מעלות צלזיוס למשך 15 דקות.
    הערה: יש לוודא שהטמוקסיפן התמוסס לחלוטין. ייתכן שיהיה צורך במערבולות נוספות.
  4. אחסנו את התמיסה בטמפרטורה של 4°C למשך עד שבוע.
  5. השתמש מזרק 1 מ"ל מצויד מחט 26 G להזרקת טמוקסיפן. נקו את אזור ההזרקה עם 70% אתנול.  יש לתת 2 מ"ג טמוקסיפן (100 מיקרוליטר של 20 מ"ג/מ"ל) תוך צפקית (IP) פעם ביום למשך הזמן שנקבע בהתאם לקו Cre המושרה הספציפי.
  6. אפשרו יומיים מנוחה לבעלי החיים לפני תחילת הניסויים.

2. הכנת ריאגנטים לפוטוקואגולציה בלייזר

  1. רוז בנגל
    הערה: ורד בנגל רגיש לאור. יש לאחסן בחושך עד לשימוש ולהכין טרי לקבלת התוצאות הטובות ביותר.
    1. הכינו ורד בנגלי על ידי דילול ל-5 מ"ג/מ"ל במי מלח סטריליים וסננו אותו דרך מסנן מזרקים של 0.2 מיקרומטר.
    2. הכינו מזרק 1 מ"ל מצויד מחט 26 גרם עם בנגל ורד.
  2. קטמין/קסילזין
    1. יש לדלל קטמין וקסילזין במי מלח סטריליים בהתאם לריכוזים הבאים: קטמין (80-100 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (5-10 מ"ג/ק"ג).
  3. קרפרופן
    1. לדלל carprofen ל 1 מ"ג / מ"ל במי מלח סטריליים.
    2. הכן מזרק 1 מ"ל מצויד מחט 26 G עם carprofen.
  4. מי מלח סטריליים
    1. הכינו מזרק 5 מ"ל מצויד מחט 26 גרם עם מלוחים סטריליים.

3. הגדרת לייזר

  1. טפל בעדינות בכבל הסיב האופטי וחבר אותו לקופסת בקרת הלייזר ולמתאם הלייזר של מיקרוסקופ הדמיית הרשתית.
  2. הפעל את קופסת המנורה של מיקרוסקופ הדמיה ברשתית.
  3. הפעל את המחשב ופתח את תוכנית ההדמיה.
  4. התאם את האיזון הלבן באמצעות פיסת נייר לבן והנחתו לפני פיסת עין העכבר ולחיצה על התאם בתוכנית ההדמיה.
  5. הפעל את תיבת בקרת הלייזר על-ידי סיבוב המקש וביצוע ההוראות שעל המסך של תיבת בקרת הלייזר.
    הערה: הלייזר המשמש בניסוי זה הוא Class 3B ועלול לגרום נזק לעיניים. יש להרכיב משקפי מגן בעת הפעלת הלייזר.
  6. אמת את עוצמת הלייזר הבסיסית.
    1. השתמש במד כוח לייזר.
    2. התאם את המסך של תיבת בקרת הלייזר לפרמטרים הבאים: 50 mW ו- 2,000 ms.
    3. הפעל את הלייזר והנח את מד החשמל מול העינית.
      הערה: ודא שאור המיקרוסקופ כבוי בעת בדיקת עוצמת הלייזר הבסיסית.
    4. לחץ על דוושת המתג כדי להפעיל את הלייזר.
    5. כוון שקריאת עוצמת הלייזר תהיה 13-15 mW.
      הערה: קריאת עוצמת הלייזר תקבע את שיעור ההצלחה של חסימות ורידים ברשתית. אם קריאת עוצמת הלייזר נמוכה מדי, ניתן לבצע התאמות בעוצמה ובזמן של החשיפה ללייזר. ראו טבלה 1 להמלצות.
  7. התאם את עוצמת הלייזר הניסיונית על-ידי הגדרת המסך של תיבת בקרת הלייזר עבור הפרמטרים הבאים: 100 mW, 1,000 ms.
  8. כבה את הלייזר.
    הערה: למען הבטיחות וכדי למנוע התחממות יתר, עדיף להרחיק את הלייזר בין עכברים.

4. הזרקת וריד זנב עכבר של ורד בנגל

  1. יוצקים 300 מ"ל מים לתוך 500 מ"ל.
  2. מחממים את הכד במיקרוגל למשך דקה.
  3. שים גזה במים החמים בכד.
  4. שים את העכבר בריסון.
  5. לחץ את הגזה לתוך זנב העכבר בעדינות ולחפש את הוורידים המורחבים. יש לחטא את אזור ההזרקה באמצעות מגבון אלכוהול לאחר התרחבות המים החמים.
  6. הכנס את המחט לאתר ההזרקה ומשוך את המזרק כדי לוודא שאתה נמצא בווריד. לאחר מכן, להזריק את וריד זנב העכבר, מתן הסכום הנכון על פי משקל החיה (37.5 מ"ג / ק"ג). הפעל לחץ על אתר ההזרקה כדי למנוע המטומה או דימום. מחק את האתר.
  7. שחררו את העכבר מהרסן והחזירו אותו לכלוב.
  8. יש להמתין 8 דקות עד שהוורד הבנגלי יסתובב לפני הזרקת חומרי ההרדמה.
    הערה: זה יספק סך של 10 דקות בין הזרקת ורד בנגל לבין הקרנת לייזר.

5. חסימת ורידים מרכזיים

  1. הפעל את פלטפורמת העכבר המחוממת.
  2. הוסף טיפה אחת של phenylephrine ו tropicamide בכל עין.
  3. הזריקו 150 מיקרוליטר של חומרי הרדמה, קטמין (80-100 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (5-10 מ"ג/ק"ג) IP.
    הערה: במהלך הליך זה, העכבר קיבל שתי זריקות IP. לפיכך, הצדדים היו לסירוגין. זריקת ה-IP להרדמה ניתנה לרביע הבטן הימני התחתון, והמלח הוזרק לרביע הבטן השמאלי התחתון. מומלץ למשוך את המזרק לפני ההזרקה כדי לוודא שהמחט נמצאת בבטן ולא באיברים.
  4. צבטו את בעל החיים כדי לקבוע את עומק ההרדמה והמתינו עד שהוא לא יגיב.
  5. הוסף טיפה אחת של proparacaine hydrochloride לכל עין (משכך כאבים).
  6. יש להוסיף משחת ג'ל לשתי העיניים.
  7. להזריק 150 μL של carprofen תת עורית בין האוזניים.
  8. התאימו את העכבר לפלטפורמה.
  9. כוונן את הפלטפורמה עד שהתצוגה של פונדוס הרשתית תהיה ברורה וממוקדת.
  10. ספרו את ורידי הרשתית וצלמו את הפונדוס.
    הערה: ורידי הרשתית כהים ורחבים יותר מהעורקים. ורידים ועורקים לסירוגין; עם זאת, לעיתים יכול להיות עורק מסועף קרוב לעצב הראייה, ולכן שני עורקים סמוכים.
  11. הפעל את הלייזר וכוון לכיוון וריד הרשתית במרחק של כ-375 מיקרומטר מהדיסק האופטי.
  12. הקרין את הכלי על ידי לחיצה על מתג הרגל והזזת קרן הלייזר מעט עד 100 מיקרומטר. חזור על שלב זה שלוש פעמים והזז את קרן הלייזר לאחר כל פעימה, כך שהקרינה לא תתמקד בנקודה אחת.
  13. חזור על הקרנה על כלי דם גדולים אחרים כדי להשיג 2-3 חסימות.

6. קביעת מספר הוורידים החסומים ביום 0

  1. כבה את המנורה לאחר הקרנת הכלים והמתן 10 דקות.
    הערה: חשיפה לאור עלולה לגרום נזק לרשתית ולדלקת; כבו את המנורה בזמן ההמתנה כדי למזער את החשיפה7.
  2. הדליקו שוב את המנורה וספרו את מספר הוורידים החסומים.
  3. צלם תמונה של הקרן.

7. טיפול לאחר מכן

  1. להזריק 1 מ"ל של IP מלוחים סטרילי.
    הערה: ראה פרטי הזרקת IP בסעיף 5, שלב 3.
  2. יש להוסיף טיפות עיניים סיכה לשתי העיניים.
  3. יש להוסיף משחת ג'ל לשתי העיניים.
  4. צפו בעכבר כשהוא מתאושש מהרדמה, ואל תחזירו אותו לכלוב עם שאר בעלי החיים עד להחלמה מלאה. Carprofen (5 מ"ג / ק"ג) ניתן לתת מדי יום עד יומיים לאחר ההליך. אם מוחל על בני אדם, כאב אינו סימפטום של RVO.
    הערה: אין להשאיר את בעלי החיים ללא השגחה עד שהם מתאוששים לחלוטין מההרדמה.

8. הערכה של בצקת ברשתית על ידי טומוגרפיה קוהרנטית אופטית (OCT)

הערה: שלב זה יכול להיעשות בנקודת הזמן של החוקר. שיא בצקת הרשתית עבור עכבר C57BL/6J הוא יום אחד לאחר הליך RVO. נקודת זמן זו עשויה להשתנות בהתאם לרקע של העכבר.

  1. הפעל את תיבת האור של מיקרוסקופ הדמיית הרשתית, את מכשיר ה-OCT ואת פלטפורמת העכבר המחומם.
  2. יום לאחר החסימה, בצע את שלבים 5.2 עד 5.7 כדי להכין את החיה.
  3. פתח את תוכנות ההדמיה וה-OCT.
  4. בתוכנית OCT, התאם את הנדנוד ל- 5.
  5. יש ליטול OCT ב-75 מיקרומטר דיסטלי מהכוויה או 4 לחיצות.
  6. צלם תמונות OCT בארבעה רבעים של הרשתית.
  7. נתח את תמונות OCT באמצעות תוכנת עקיבה.
  8. השווה את עובי הרשתית של אמצעים טרום הקרנה ליום אחד לאחר RVO או בנקודת הזמן של עניין.
    הערה: בעת ניתוח הנתונים, לקחת בחשבון את מספר הוורידים המוקרנים כמו זה יכול להשפיע על התפתחות בצקת ברשתית. לאחר מכן בעלי חיים מורדמים על ידי מתן חומר הרדמה ואחריו ניתוח זילוח שאינו הישרדותי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מודל עכבר RVO שואף להשיג בהצלחה חסימות בוורידי הרשתית, המובילות לפגיעה היפוקסית-איסכמית, התמוטטות מחסום הרשתית בדם, מוות עצבי ובצקת רשתית8. איור 1 מציג ציר זמן של צעדים להבטחת יכולת השחזור, סכמה של תכנון הניסוי, ומתאר שלבים שניתן למטב עוד יותר בהתאם לשאלות הניסוי. שלושת השלבים העיקריים שניתן לשנות הם זמן ההמתנה לאחר מתן בנגל ורד, כוח הלייזר הבסיסי, ואת פלט לייזר ניסיוני. בדו"ח זה, עכברי C57BL/6J, כמו גם WT ו-KO littermates מקו עכבר נוקאאוט של תאי אנדותל מושרים קספאז-9...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מודל RVO העכבר מספק דרך להבין עוד יותר פתולוגיה RVO ולבחון טיפולים פוטנציאליים. בעוד מודל RVO העכבר נמצא בשימוש נרחב בתחום, יש צורך בפרוטוקול מפורט עדכני של המודל המתייחס לשונות שלו ומתאר את האופטימיזציה של המודל. כאן, אנו מספקים מדריך עם דוגמאות מניסיון על מה שניתן לשנות כדי לקבל את התוצאות העקביות ביותר על פני קבוצה של חיות ניסוי ולספק נתונים מהימנים.

שני המרכיבים החיוניים ביותר של מודל עכבר RVO הם פלט לייזר והזרקה תוך ורידית מוצלחת של צבע photoensitizer. כדי לייצר את הכוח הדרוש כדי לגרום לק...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים כי אין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
עבודה זו נתמכה על ידי תוכנית מלגות המחקר לתארים מתקדמים של הקרן הלאומית למדע (NSF-GRFP) DGE - 1644869 (ל- CCO), המכון הלאומי לעיניים (NEI) 5T32EY013933 (ל- AMP) והמכון הלאומי להזדקנות (NIA) R21AG063012 (ל- CMT).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
קרפרופןרימדילNADA #141-199שמור על 4 מעלות;
C שמן תירססיגמא-אולדריץ'C8267
כבל תיקון סיביםThor LabsM14L02
GenTealAlcon00658 06401
קטמין הידרוכלורידהנרי שייןNDC: 11695-0702-1
Lasercheckקוהרנטי1098293
פנילפריןאקורןNDCL174478-201-15
Phoneix Micron IV עם מרידיאן,  מודולי StreamPix ו-OCTPhoenix Technology Group
Proparacaine HydrochlorideAkornNDC: 17478-263-12לשמור על 4 מעלות; C
RefreshAllergan94170
רוז בנגלסיגמא-אולדריץ'330000-5G
טמוקסיפןסיגמא-אולדריץ'T5648-5Gרגיש לאור
TropicamideAkornNDC: 174478-102-12
קסילזיןאקורןNDCL 59399-110-20

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Song, P., Xu, Y., Zha, M., Zhang, Y., Rudan, I. Global epidemiology of retinal vein occlusion: a systematic review and meta-analysis of prevalence, incidence, and risk factors. Journal of Global Health. 9 (1), 010427(2019).
  2. Ehlers, J. P., Fekrat, S. Retinal vein occlusion: beyond the acute event. Survey of Ophthalmology. 56 (4), 281-299 (2011).
  3. Iftikhar, M., et al. Loss of peak vision in retinal vein occlusion patients treated for macular edema. American Journal of Ophthalmology. 205, 17-26 (2019).
  4. Zhang, H., et al. Development of a new mouse model of branch retinal vein occlusion and retinal neovascularization. Japanese Journal of Ophthalmology. 51 (4), 251-257 (2007).
  5. Ebneter, A., Agca, C., Dysli, C., Zinkernagel, M. S. Investigation of retinal morphology alterations using spectral domain optical coherence tomography in a mouse model of retinal branch and central retinal vein occlusion. PLoS One. 10 (3), 0119046(2015).
  6. Fuma, S., et al. A pharmacological approach in newly established retinal vein occlusion model. Scientific Reports. 7, 43509(2017).
  7. Zhang, C., et al. Activation of microglia and chemokines in light-induced retinal degeneration. Molecular Vision. 11, 887-895 (2005).
  8. Avrutsky, M. I., et al. Endothelial activation of caspase-9 promotes neurovascular injury in retinal vein occlusion. Nature Communications. 11 (1), 3173(2020).
  9. Nicholson, L., et al. Diagnostic accuracy of disorganization of the retinal inner layers in detecting macular capillary non-perfusion in diabetic retinopathy. Clinical & Experimental Ophthalmology. 43 (8), 735-741 (2015).
  10. Moein, H. R., et al. Optical coherence tomography angiography to detect macular capillary ischemia in patients with inner retinal changes after resolved diabetic macular edema. Retina. 38 (12), 2277-2284 (2018).
  11. Hirabayashi, K., et al. Development of a novel model of central retinal vascular occlusion and the therapeutic potential of the adrenomedullin-receptor activity-modifying protein 2 system. American Journal of Pathology. 189 (2), 449-466 (2019).
  12. Martin, G., Conrad, D., Cakir, B., Schlunck, G., Agostini, H. T. Gene expression profiling in a mouse model of retinal vein occlusion induced by laser treatment reveals a predominant inflammatory and tissue damage response. PLoS One. 13 (3), 0191338(2018).
  13. Drechsler, F., et al. Effect of intravitreal anti-vascular endothelial growth factor treatment on the retinal gene expression in acute experimental central retinal vein occlusion. Ophthalmic Research. 47 (3), 157-162 (2012).
  14. Genevois, O., et al. Microvascular remodeling after occlusion-recanalization of a branch retinal vein in rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (2), 594-600 (2004).
  15. Khayat, M., Lois, N., Williams, M., Stitt, A. W. Animal models of retinal vein occlusion. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (14), 6175-6192 (2017).
  16. Nguyen, V. P., Li, Y., Zhang, W., Wang, X., Paulus, Y. M. High-resolution multimodal photoacoustic microscopy and optical coherence tomography image-guided laser induced branch retinal vein occlusion in living rabbits. Scientific Reports. 9 (1), 10560(2019).
  17. Sayyed, S. A. A. R., Beedri, N. I., Kadam, V. S., Pathan, H. M. Rose Bengal sensitized bilayered photoanode of nano-crystalline TiO2-CeO2 for dye-sensitized solar cell application. Applied Nanoscience. 6 (6), 875-881 (2015).
  18. Emmart, E. W. Observations on the absorption spectra of fluorescein, fluorescein derivatives and conjugates. Archives of Biochemistry and Biophysics. 73 (1), 1-8 (1958).
  19. Yu, L., Liu, Z., Liu, S., Hu, X., Liu, L. Fading spectrophotometric method for the determination of polyvinylpyrrolidone with eosin Y. Chinese Journal of Chemistry. 27 (8), 1505-1509 (2009).
  20. MacDonald, D. The ABCs of RVO: a review of retinal venous occlusion. Clinical & Experimental Optometry. 97 (4), 311-323 (2014).
  21. Stahl, A., et al. Postnatal weight gain modifies severity and functional outcome of oxygen-induced proliferative retinopathy. American Journal of Pathology. 177 (6), 2715-2723 (2010).
  22. LaVail, M. M., Gorrin, G. M., Repaci, M. A. Strain differences in sensitivity to light-induced photoreceptor degeneration in albino mice. Current Eye Research. 6 (6), 825-834 (1987).
  23. Jeffery, G. The albino retina: an abnormality that provides insight into normal retinal development. Trends in Neurosciences. 20 (4), 165-169 (1997).
  24. Kinnear, P. E., Jay, B., Witkop, C. J. Albinism. Survey of Ophthalmology. 30 (2), 75-101 (1985).
  25. Stahl, A., et al. Postnatal weight gain modifies severity and functional outcome of oxygen-induced proliferative retinopathy. American Journal of Pathology. 177 (6), 2715-2723 (2010).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Rose Bengal

מאמרים קשורים