הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

זריקות תוך ויטרליות בעין הבקר

3.9K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/63823

⸱

5 ביולי 2022

 , 
1Faculty of Agriculture and Life Sciences, Lincoln University

במאמר זה

סיכום

זריקות תוך-גופיות בוצעו בעין הכבשה במטרה להעביר טיפול גנטי בתיווך ויראלי לרשתית.

תקציר

ישנן מספר שיטות להעברת סוכנים טיפוליים לרשתית, כולל intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, או ניהול מקומי. אספקת תרופות IVT כוללת זריקה לתוך ההומור הזגוגי של העין, חומר ג'לטיני הממלא את החדר האחורי של העין ושומר על צורת כדור הארץ. למרות שמסלול ה- IVT פחות ממוקד באופן ספציפי מאשר לידה תת-קרקעית, הוא הרבה פחות פולשני ונמצא בשימוש נרחב במסגרות קליניות למגוון מחלות עיניים.

בעבר הדגמנו את היעילות של העברה תוך-גופית של מוצר טיפול גנטי בתיווך נגיף אדנו (AAV) (AAV9). CLN5) בכבשים עם צורה טבעית של CLN5 של ליפופוסינוזיס עצבי (NCL). כבשים מושפעות קיבלו טיפול גנטי IVT בעין אחת, כאשר העין השנייה לא מטופלת משמשת כבקרה פנימית. מבנה ותפקוד הרשתית נשמרו בעין המטופלת עד 15 חודשים לאחר הטיפול, בעוד שהעין הלא מטופלת הפגינה ירידה הדרגתית בתפקוד וניוון חמור במהלך הבדיקה שלאחר המוות. בהתבסס על מחקרי הכבשים, מוצר הטיפול הגנטי CLN5 אושר כתרופה חדשה ניסיונית מועמדת (IND) על ידי מנהל המזון והתרופות של ארצות הברית בספטמבר 2021. מאמר זה מפרט את הפרוטוקול הכירורגי להעברת IVT של וקטור ויראלי טיפולי לעין הביצית.

מבוא

ניתן להשתמש במספר שיטות כדי להעביר חומרים טיפוליים לרשתית, כולל intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, או ניהול מקומי. כל מסלול של מתן כרוך בהתגברות על מחסומים כגון מחסום הדם-רשתית או הממברנות המגבילות הפנימיות והחיצוניות ויש לו שיעורי יעילות משתנים בהתאם לתרופה המועברת וליעד הרשתיתהספציפי 1,2.

אספקת תרופות IVT כוללת זריקה לתוך ההומור הזגוגי של העין, חומר ג'לטיני התופס את החדר האחורי של העין. תפקידו העיקרי של ההומור הזגוגי הוא לשמור על צורת כדור הארץ של העין ולשמור על רקמות העין, כגון העדשה והרשתית, במקום. ההומור הזגוגי מורכב ברובו ממים, עם כמויות קטנות של קולגן, חומצה היאלורונית וחלבונים אחרים שאינם קולוגניים3. הזרקת IVT היא הליך פשוט ונפוץ המשמש באופן שגרתי לטיפול במגוון רחב של מחלות עיניים, כולל ניוון מקולרי תלוי גיל, בצקת מקולרית סוכרתית, רטינופתיה סוכרתית, חסימת ורידים ברשתית ומספר ניוון רשתיתתורשתי 4,5.

ליפופוסצינוזות עצביות (NCL; מחלת באטן) הן קבוצה של מחלות אחסון ליזוזומליות קטלניות הגורמות לניוון חמור של המוח והרשתית. כיום ידועות 13 גרסאות של NCL הנובעות ממוטציות בגנים שונים (CLN1-8, CLN10-14) המשפיעות בעיקר על ילדים, אך יש להן גילאים משתנים של התפרצות וחומרת המחלה6. ה-NCLs חולקים תסמינים פרוגרסיביים נפוצים, כולל ירידה קוגניטיבית ומוטורית, התקפים ואובדן ראייה. אין תרופה ל-NCL; עם זאת, טיפול בתחליפי אנזימים מוכווני מוח נמצא כיום בניסויים קליניים למחלת CLN27,8, וטיפול גנטי בתיווך AAV הראה הבטחה רבה במחקרים פרה-קליניים, כאשר ניסוי קליני לטיפול גנטי CLN5 צפוי להתחיל בשנת 2022 9,10.

מינים רבים אחרים מפתחים צורות טבעיות של NCL, כולל חתולים, כלבים, כבשים ופרות. שני מודלים של ביצות NCL נמצאים כעת במחקר פעיל בניו זילנד: מודל מחלת CLN5 בכבשי בורדרדייל ומודל מחלת CLN6 בכבשים בדרום המפשייר. כבשים מושפעות מציגות רבים מהמאפיינים הקליניים והפתולוגיים של המחלה האנושית, כולל ניוון רשתית ואובדן ראייה10,11. למרות שטיפול גנטי CLN5 מכוון מוח בכבשים עם מחלת CLN5 יכול למנוע או לעצור ניוון מוחי וירידה קלינית, הכבשים המטופלות עדיין מאבדות את ראייתן9. זה הדגיש את הצורך לטפל ברשתית כדי לשמר את הראייה ולשמור על איכות חיים טובה יותר, מה שהוביל להקמת פרוטוקול לטיפול גנטי בעיניים בכבשים.

עין הכבשה מייצגת מודל טוב של העין האנושית בשל הדמיון שלה בממדי הגלובוס של העין, נפח הזגוגית ומבנה הרשתית10,12,13. מאמר זה מפרט את הפרוטוקול הניתוחי להעברת IVT בנפח קטן (≤100 μL) של וקטור ויראלי טיפולי לעין הביצית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל הפרוטוקולים הניסויים אושרו על ידי ועדת האתיקה של בעלי חיים של אוניברסיטת לינקולן והם עולים בקנה אחד עם הנחיות המכונים הלאומיים לבריאות בארה"ב לטיפול ושימוש בבעלי חיים במחקר ולחוק רווחת בעלי החיים של ניו זילנד (1999). כבשי בורדרדייל אובחנו בלידה14 והוחזקו בחוות מחקר של אוניברסיטת לינקולן. שלושה אווזים הומוזיגוטיים בני 3 חודשים (CLN5-/-) קיבלו זריקת IVT אחת לעין שמאל, כאשר עין ימין שלא טופלה משמשת כבקרה פנימית. נתוני אלקטרורטינוגרפיה ופתולוגיה הושוו לנתוני בקרה היסטוריים בריאים ומושפעים. הווקטור הנגיפי ששימש במחקר זה היה סרוטיפ נגיף 9 המשלים את עצמו הקשור לאדנו, המכיל את מקדם פעולת הבטא של עוף (CBh) ואת הביצית CLN5 המותאמת לקודון (scAAV9/CBh-oCLN5opt). הווקטור הנגיפי סופק על ידי אוניברסיטת צפון קרוליינה וקטור Core, צפון קרוליינה, ארה"ב.

1. טרום ניתוח

  1. אוטוקלאב את ערכת הניתוח (איור 1).
  2. הזימו את הכבשים במשך 24 שעות לפני הניתוח.
  3. רשום משקולות חיות לפני הניתוח.

figure-protocol-1
איור 1: ערכת ניתוח תוך-ורידית. המכשירים הדרושים לניתוח IVT כוללים (1) ספקולום להחזקת העפעפיים פתוחים ו-(2) זוג מלקחיים מעוקלים לאף כדי לתפוס את הלחמית הבולבארית ולסובב את העין. (3) המוסטאט אף ישר נכלל גם כמכשיר חלופי לאחיזת הלחמית הבולבארית ולהחזקת העין במקומה אם היא התגלגלה חזרה למסלול העין. ערכה זו עוברת בדיקה אוטומטית לפני הניתוח. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

2. הליך כירורגי

  1. לרסן את החיה, באמצעות קוצץ אלקטרוני, לגלח את הצמר מצד אחד של הצוואר מעל הווריד jugular.
  2. Occlude את הווריד jugular על ידי הפעלת לחץ בבסיס חריץ jugular ולדמיין את הווריד מורם.
  3. יש לשאוב את הכמות המתאימה של דיאזפם (0.3 מ"ג/ק"ג) וקטמין (7.5 מ"ג/ק"ג) לתוך מזרק סטרילי ולחבר מחט סטרילית של 20 גרם. הכנס את המחט לווריד הג'וגולרי ומשוך בעדינות בחזרה על הבוכנה כדי לוודא שהדם נכנס לרכזת והמחט נמצאת בתוך הווריד. לאחר האישור, לגרום באמצעות מתן תוך ורידי (jugular).
  4. מיד לאחר אינדוקציה, מניחים את החיה בשכיבה הגבית, מרחיבים את הצוואר ומחזיקים את הלשון למעלה וקדימה, באמצעות לרינגוסקופ כדי לדמיין את הגרון. בצע אינטובציה אנדוטרכאלית על ידי החדרה עדינה של צינור אנדוטרכאלי (גודל 6.0-9.0 בהתאם לגודל הכבשה) בין מיתרי הקול כאשר החיה נושפת. לנפח את השרוול האנדוטרכאלי מיד ולאבטח את הצינור עם עניבה סביב הלסת התחתונה. אשר את זרימת האוויר דרך הצינור.
  5. מעבירים את הכבשה לשולחן הניתוחים ומניחים אותה בשכיבה צידית.
  6. מיד לחבר את צינור endotracheal צינורות של מכונת הרדמה למסירת isoflurane ב 100% חמצן. בתחילה מתחילים עם 3%-4% איזופלוראן ולאחר מכן מפחיתים ל-2%-3% לצורך תחזוקה. שימו לב לאוורור הספונטני של הכבשים.
  7. עקוב אחר קצב הלב (דופק), קצב הנשימה, ריווי החמצן, רמות CO2 בסוף הגאות וטמפרטורת הגוף הרקטלית לאורך כל ההליך. ראו טבלה 1 לערכים פיזיולוגיים לפרמטרים אלה בכבשים מורדמות (משתנה, אך משמש כהנחיה).
  8. מניחים וילון גדול, סטרילי ומרובע על עגלת ניתוח כירורגית, ואחריו המכשירים הסטריליים.
  9. מקמו וילון כירורגי סטרילי ופנסטרי מעל העין להזרקה.
  10. לחטא את העין באופן אספטי באמצעות מזרק סטרילי של 20 מ"ל להשקיית העין עם תמיסת 1-5% פובידון-יוד.
  11. יש למרוח 1-2 טיפות אלקאין 0.5% W/V תמיסת עיניים, כהרדמה מקומית, על העין.
  12. יש להתאים ספקולום עיניים נופה באראקר-קוליברי (10 מ"מ) לעפעפיים כדי להחזיק את העין פתוחה.
  13. לתפוס את הלחמית bulbar על ההיבט הגבי של העין עם מלקחיים, ולסובב את כדור העין ventromedial.
בהכרהמורדםנקודת התערבות קריטית מומלצת
דופק (פעימות לדקה)50-80 (מנוחה) עד 280 (פעיל)50-80<50, >100
קצב נשימה (נשימות לדקה)15-40 (מנוחה) עד 350 (מחומם יתר על המידה)10-30<8, >40
רוויון חמצן (מ"מ כספית)95-10098-100<90
CO2 סופני-גאות (מ"מ כספית)35-4535-45>55
טמפרטורת הגוף (°C)38.5-39.538.5-39.5<36, >40

טבלה 1: ערכים פיזיולוגיים של פרמטרים שיש לעקוב אחריהם בכבשים מורדמות.

3. הכנה ויראלית

  1. יש לאחסן את ה-AAV בטמפרטורה של 80°C- עד לשימוש.
  2. ביום הניתוח, הפשירו את המספר הנדרש של בקבוקונים להעברת IVT על קרח.
  3. מיד לפני הניהול, מערבבים את הווקטור הנגיפי aliquot וצנטריפוגה ב 400 × גרם במשך 10 שניות כדי לאסוף את התוכן.
  4. יש לדלל כל אליקוט וקטורי נגיפי בתמיסת מלח מסוננת סטרילית 1x עם פוספט (PBS) למינון הרצוי בנפח סופי של 100 μL. הכן דילולים וקטוריים בצינור מיקרוצנטריפוגה סטרילי בקושר חלבון נמוך של 1.5 מ"ל באמצעות קצוות פיפטה של מסנן סטרילי. יש להשליך את כל החומרים המתכלים שהיו במגע עם הווקטור הנגיפי בתמיסת החיטוי (ראו טבלת חומרים).
    הערה: בפרסום המקורי15 המינון של החומר הטיפולי (AAV9. CLN5) היה 1.9 x 1010 גנומים נגיפיים. המינון המומלץ ישתנה בהתאם לסוכן הטיפולי הניתן; לכן, מינון לא נכלל בפרוטוקול הסטנדרטי המוצג כאן.
  5. שאבו את מלוא 100 μL של הכנת וקטור AAV לתוך מזרק סטרילי, שטח מת נמוך 1 מ"ל עם מחט המחוברת באופן קבוע 28 G x 1/2 להזרקה מיידית. ודא שמשך הזמן מההכנה להזרקה הוא פחות מ-2 דקות.

4. ניהול ויראלי

  1. יש להחדיר את המחט כ-7 מ"מ אחורית לסקלרה בצד הצדדי של העין ובזווית אחורית כדי להימנע מהעדשה (איור 2 ואיור 3). לתת את הזריקה היחידה של 100 μL כמו בולוס קרוב ככל האפשר לרשתית מבלי להפריע למשטח הרשתית.
  2. יש לשטוף את העין בכ-10-15 מ"ל של תמיסת 1-5% פובידון-יוד ואחריה 10 מ"ל מלח לפני הסרת הספקולום והווילונות.
  3. הופכים את הכבשים וחוזרים עם העין השנייה במידת הצורך.

figure-protocol-2
איור 2: סיבוב ונטרומדיאלי של כדור הארץ של העין. (A) תפסו את הלחמית הבולבארית עם מלקחיים שאינם מטורפים ו-(B) סובבו את החוטם בצורה וונטרומדית (כלומר, כלפי מטה ולכיוון החוטם) כדי לחשוף את פני השטח הגביים של העין לצורך הזרקה. קיצורים: V = גחון, D = גב, M = מדיאלי, L = לרוחב. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

figure-protocol-3
איור 3: מיקום ההזרקה ועומקה. המחט מוזרקת על ההיבט הגבי של כדור העין, ואת מלוא אורכו של פיר המחט (0.5 אינץ '/ 12.7 מ"מ) מוכנס לתוך העין. שימו לב לזווית המחט לכיוון החלק האחורי של העין כדי להימנע מהעדשה ולהזריק קרוב ככל האפשר לרשתית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

5. ניהול לאחר הניתוח

  1. עם השלמת ההליך, להפסיק הרדמה גז isoflurane, לשטוף את הקו עם 100% חמצן, לנתק את הצינור מן הצינור endotracheal, ולהעביר את הכבשים לחדר ההתאוששות.
  2. מניחים את הכבשים במשענת עצם החזה, עם רגליים תחובות מתחת, ומוניטור עד להחלמה מלאה. ודא שהפה של החיה נקי מכל מכשול.
  3. כאשר רפלקס הבליעה הוא ציין, חלקית לנפח את השרוול של צינור endotracheal בעדינות להסיר את הצינור מן הפה.
  4. מתן נוגד דלקת לא סטרואידי תוך שרירי לתוך שריר הירך האחורי של הגפיים האחוריות, אנטיביוטיקה תת עורית בצד הצוואר או מאחורי הכתף, ו 0.5% כלורמפניקול טיפות עיניים על פני כדור הארץ העין.
  5. ספק מים ומזון (כדורי לוצרן ומוץ) ברגע שהכבשים יכולות לעמוד ללא הפרעה.
  6. לתת 0.5% כלורמפניקול טיפות עיניים 2-3 ליום במשך 7 ימים לאחר הניתוח.
  7. השאירו את הכבשים בתוך הבית למשך הלילה לפני שהן חוזרות למשטח החיצוני כ-24 שעות לאחר הניתוח.
  8. שיא טמפרטורות רקטליות מדי יום במשך 3 שבועות. עקוב אחר כל שינוי בדופק או בקצב הנשימה, צריכת מזון, התנהגות עצבית, טמפרטורת גוף, משקל, יציבה, בריאות העיניים וסימנים קליניים של בריאות לקויה. יש לפנות לטיפול וטרינרי מתאים אם יש אינדיקציות לתופעות לוואי.

6. הערכת יעילות in vivo

  1. אם מטרת הזרקת IVT היא לשמר את הראייה, עקוב אחר יעילות in vivo בשיטות כגון בדיקת מבוך או אלקטרורטינוגרפיה (ERG) כדי להעריך את תפקוד תאי הרשתית או טומוגרפיה קוהרנטית אופטית (OCT) להערכת מבנה הרשתית.
    הערה: אמצעי יעילות אלה תוארו היטב לאחר טיפול גנטי IVT11,15,16.

7. ניתוח רקמות לאחר המוות

  1. לבצע המתת חסד של כבשים בשיטה מאושרת בנקודת קצה מתאימה לאחר ניתוח הזרקה תוך ויטרלית.
    הערה: שיטות המתת חסד מוצעות, כגון תרופות המתת חסד וטרינריות תוך ורידיות או בורג שבוי חודר לעמוד השדרה הצווארי ואחריו exsanguination מהיר, מפורטים במקום אחר15,16.
  2. קציר גלובוסים לעין כבשים באמצעות מספריים מעוקלים חדים/קהים כירורגיים. חותכים את הקנטוס הלטרלי והמדיאלי כדי להגדיל את פתח ארובת העין ולאחר מכן חותכים באופן שיטתי דרך קפלי הלחמית, רקמת החיבור, השרירים ועצב הראייה כדי לשחרר את כדור העין מהשקע.
  3. תיקון טבילה שלם, כדורי עיניים מנוקבים ב-10% פורמלין למשך שעתיים, ולאחר מכן פוסט-פיקסינג בתמיסה של Bouin למשך 4 שעות, מה שהופך חתך קטן (0.5 ס"מ) בסקלרה כדי לאפשר זלוף מספיק. לחלופין, טבילה-תיקון גלובוס העין בפתרון של דוידסון למשך 48 שעות.
  4. מעבדים מקטעים של רקמת העין באמצעות הטבעה שגרתית של שעוות פרפין וחיתוך ב-3-5 מיקרומטר.
    הערה: הליכי צביעה עבור צביעה המטוקסילין ו eosin (H&E) וניתוח אימונוהיסטוכימי תוארו בעבר15,16.
  5. הערך את היעילות ברקמות שלאחר המוות על ידי מדדים כגון עובי רשתית כולל, עובי שכבת הרשתית, ספירות של שורות תאי בשכבה גרעינית חיצונית, וכתמים אימונוהיסטוכימיים עבור סוגי תאי רשתית, גליה רשתית או חלבונים מעניינים.
    הערה: לפרוטוקולים עבור ניתוחים אלה, ראה פרסומים קודמים15,16.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

היעילות של העברת IVT של וקטור טיפול גנטי CLN5 בהחלשת תפקוד לקוי של הרשתית וניוון בכבשים עם CLN5 NCL הוכחה בעבר על ידי קבוצת מחקר זו15. הכבשים המושפעות קיבלו זריקה אחת של 100 μL IVT של CLN5 ארוזה בסרוטיפ AAV 9 (AAV9) וקטור (AAV9). CLN5) לעין אחת, כאשר העין הנגדית משמשת כבקרה פנימית לא מטופלת. הראייה הוערכה מדי חודש מגיל ההזרקה (3 חודשים) ועד למחלה סופנית (18 חודשים). ניתוח לאחר המוות של היסטולוגיה רשתית בוצע על עיניים מטופלות ולא מטופלות, כמו גם על בקרות בריאות תואמות גיל ו- CLN5.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

זריקות תוך-ורידיות הן אחד ההליכים הכירורגיים הנפוצים ביותר ברפואת עיניים אנושית והוכחו כיעילות במתן טיפולים גנטיים בתיווך AAV לרשתית הכבשים. הוכחנו בעבר את היעילות של AAV9. טיפול גנטי CLN5 הניתן באופן תוך-ורידי בהחלשת תפקוד לקוי של הרשתית וניוון בכבשים עם CLN5 NCL15. יש לקוות כי התרגום של מסלול זה של מתן לחולי NCL אנושיים יועיל גם הוא.

הפרוטוקול להזרקות IVT בנפח קטן לעין כבש הוא פשוט יחסית ולא פולשני, ניתן לשחזור בקלות וקל למי שאינו מומחה ללמוד. ההצלחה תלויה בתאי המטרה ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

תודות

המחברים מבקשים להודות לד"ר סטיב היפ (BVSc, CertVOphthal) על עזרתו בהקמת פרוטוקול זה ובביצוע הזריקות שתוארו על ידי Murray et al.15. המחברים מכירים גם במימון של CureKids ניו זילנד, קרן המחקר הרפואי של קנטרברי, Neurogene Inc, והאגודה לתמיכה ומחקר של מחלות באטן.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מזרק בטיחות נמוך 1 מ"ל עם מחט 0.5 אינץ' מחוברת לצמיתותפישר סיינטיפיק, אוקלנד, ניו זילנד05-561-28Covidien Monoject Tuberculin מזרק בטיחות או דומה
1.5 מ"ל צינור מיקרוצנטריפוגהSigma AldrichHS4323צינורות חיטוי לעיקור לפני השימוש
מכונת הרדמה עם ספסל גז ומוניטור Hyvet Anesthesia, קרייסטצ'רץ', ניו זילנד
טיפות עיניים אנטיביוטיות טבע פארמה בע"מ, אוקלנד, ניו זילנדשם מסחרי: Chlorafast (0.5% chloramphenicol)
BrightMount plus מדיום הרכבה נגד דהייהAbcam, קיימברידג', בריטניהab103748
DAPI (4′ ,6-diamidino-2-phenylindole dihydrochloride)Sigma Aldrich, סנט לואיס, מיזורי, ארצות הברית10236276001
תרופתהרגעה DiazepamIlium, Troy Laboratories Pty Ltd, טאורנגה, ניו זילנד5 מ"ג/מ"ל
צינורות אנדוטרכיאלייםFlexicare Medical Ltd, Mountain Ash, בריטניהStandard, אזיקים. מידות 7, 7.5 או 8 בהתאם לגודל הכבשה
ספקולום עינייםCapes Medical Ltd, טאורנגה, ניו זילנדKP151/14Nopa Barraquer-Colibri (10 מ"מ)
וילון כירורגי מנוסהAmtech Medical Ltd, Whanganui, ניו זילנדDI583או דומה 
טיפים לסינוןInterlab, אוקלנד, ניו זילנד10, 200 ו-1,000 µ L 
תמיסת פורמלדהיד (37%)פישר סיינטיפיק, אוקלנד, ניו זילנדAJA809-2.5PLהכינו עד 10% במים מזוקקים עם 0.9%
NaCl עז נגד ארנב Alexa Fluor 594Invitrogen Carlsbad, CA, USA  A-11012שימוש בדילול של 1:500
חומר הרדמה איזופלורןAttane, Bayer Animal Health, אוקלנד, ניו זילנד
קטמין HCl חומר הרדמה/משכך כאביםPhoenixPharm Distributors Ltd, אוקלנד, ניו זילנד100 מ"ג/מ"ל
לרינגוסקופ (וטרינרי)KaWe Medical, דנמרקלהב Miller C, גודל 2
מחטים Capes Medical Ltd, טאורנגה, ניו זילנד302025BD מחטים היפודרמיות, או דומות
נוגדות דלקת לא סטרואידיותBoehringer Ingelheim (NZ) Ltd, אוקלנד, ניו זילנד49402/008שם מסחרי: Metacam 20 (20 מ"ג/מ"ל מלוקסיקם)
מלקחיים ללא שינייםCapes Medical Ltd, טאורנגה, ניו זילנדAB864/16או דומה 
המוסטט ללא שינייםCapes Medical Ltd, טאורנגה, ניו זילנדAA150/12או דומה 
סרום עיזים רגילתרמו פישר סיינטיפיק, קרייסטצ'רץ', ניו זילנד16210072
חמצן (רפואי)גז BOC, קרייסטצ'רץ', ניו זילנדצילינדר D2, קוד גז 180
מי מלח חוצץ פוספט Thermo Fisher Scientific, קרייסטצ'רץ', ניו זילנד10010023פובידון-יוד סטרילית ומסוננת
Capes Medical Ltd, טאורנגה, ניו זילנד005835שם מסחרי: Betadine (10% povidone-iodine)
ארנב חלבון חומצי סיבי גליה (GFAP)Dako, Glostrup, דנמרקZ0334שימוש בדילול של 1:2,500
סרוטיפ 9 של נגיף הקשור לאדנו, המשלים את עצמו, המכיל את מקדם פעולת בטא של עוף (CBh) ו-CLN5 Vectorצפון קרוליינה, צפון קרוליינה, ארה"ב.scAAV9 / CBh-oCLN5opt
נתרן כלורי 0.9% IV תמיסתשכמיות רפואיות בע"מ, טאורנגה, ניו זילנדAHB1322שם מסחרי: תמיסת מלח 
אנטיביוטיקה תת עוריתIntervet Schering Plough Animal Health Ltd, וולינגטון, ניו זילנדשם מסחרי: Duplocillin LA (150,000 IU/mL פרוקאין פניצילין ו-115,000 IU/mL בנזאטין פניצילין)
מספריים כירורגיים קהים ומעוקלים Capes Medical Ltd, טאורנגה, ניו זילנדSSSHBLC130
מזרק Terumo Luer LockAmtech Medical Ltd, Whanganui, ניו זילנדSH159/SH160מזרקים סטריליים; 10 מ"ל לעריכת תרופות אינדוקציה, 20 מ"ל לעריכת
אבקת חיטוי מלח Virkonקבוצת EBOS בע"מ, קרייסטצ'רץ', ניו זילנד28461115
תמיסת Core של אוניברסיטת

מקורות

  1. Himawan, E., et al. Drug delivery to retinal photoreceptors. Drug Discovery Today. 24 (8), 1637-1643 (2019).
  2. Murray, S. J., Mitchell, N. L. Ocular therapies for neuronal ceroid lipofuscinoses: More than meets the eye. Neural Regeneration Research. 17 (8), 1755-1756 (2022).
  3. Bishop, P. N. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Progress in Retinal and Eye Research. 19 (3), 323-344 (2000).
  4. Grzybowski, A., et al. update on intravitreal injections: Euretina expert consensus recommendations. Ophthalmologica. 239 (4), 181-193 (2018).
  5. Pavlou, M., et al. Novel AAV capsids for intravitreal gene therapy of photoreceptor disorders. EMBO Molecular Medicine. 13 (4), 13392(2021).
  6. Kousi, M., Lehesjoki, A. -E., Mole, S. E. Update of the mutation spectrum and clinical correlations of over 360 mutations in eight genes that underlie the neuronal ceroid lipofuscinoses. Human Mutation. 33 (1), 42-63 (2012).
  7. Wibbeler, E., et al. Cerliponase alfa for the treatment of atypical phenotypes of CLN2 disease: A retrospective case series. Journal of Child Neurology. 36 (6), 468-474 (2021).
  8. Schulz, A., et al. Study of intraventricular cerliponase alfa for CLN2 disease. The New England Journal of Medicine. 378 (20), 1898-1907 (2018).
  9. Mitchell, N. L., et al. Longitudinal in vivo monitoring of the CNS demonstrates the efficacy of gene therapy in a sheep model of CLN5 Batten disease. Molecular Therapy. 26 (10), 2366-2378 (2018).
  10. Murray, S. J., Mitchell, N. L. Natural history of retinal degeneration in ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Scientific Reports. 12 (1), 3670(2022).
  11. Russell, K. N., Mitchell, N. L., Wellby, M. P., Barrell, G. K., Palmer, D. N. Electroretinography data from ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Data in Brief. 37, 107188(2021).
  12. Shafiee, A., McIntire, G. L., Sidebotham, L. C., Ward, K. W. Experimental determination and allometric prediction of vitreous volume, and retina and lens weights in Göttingen minipigs. Veterinary Ophthalmology. 11 (3), 193-196 (2008).
  13. Shinozaki, A., Hosaka, Y., Imagawa, T., Uehara, M. Topography of ganglion cells and photoreceptors in the sheep retina. The Journal of Comparative Neurology. 518 (12), 2305-2315 (2010).
  14. Frugier, T., et al. A new large animal model of CLN5 neuronal ceroid lipofuscinosis in Borderdale sheep is caused by a nucleotide substitution at a consensus splice site (c.571+1G>A) leading to excision of exon 3. Neurobiology of Disease. 29 (2), 306-315 (2008).
  15. Murray, S. J., et al. Intravitreal gene therapy protects against retinal dysfunction and degeneration in sheep with CLN5 Batten disease. Experimental Eye Research. 207, 108600(2021).
  16. Ross, M., et al. Outer retinal transduction by AAV2-7m8 following intravitreal injection in a sheep model of CNGA3 achromatopsia. Gene Therapy. , (2021).
  17. Boyd, R. F., et al. Photoreceptor-targeted gene delivery using intravitreally administered AAV vectors in dogs. Gene Therapy. 23 (2), 223-230 (2016).
  18. Dalkara, D., et al. In vivo-directed evolution of a new adeno-associated virus for therapeutic outer retinal gene delivery from the vitreous. Science Translational Medicine. 5 (189), (2013).
  19. Gearhart, P. M., Gearhart, C., Thompson, D. A., Petersen-Jones, S. M. Improvement of visual performance with intravitreal administration of 9-cis-retinal in Rpe65-mutant dogs. Archives of Ophthalmology. 128 (11), 1442-1448 (2010).
  20. Ross, M., et al. Evaluation of photoreceptor transduction efficacy of capsid-modified adeno-associated viral vectors following intravitreal and subretinal delivery in sheep. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 719-729 (2020).
  21. Kotterman, M. A., et al. Antibody neutralization poses a barrier to intravitreal adeno-associated viral vector gene delivery to non-human primates. Gene Therapy. 22 (2), 116-126 (2015).
  22. Whitehead, M., Osborne, A., Yu-Wai-Man, P., Martin, K. Humoral immune responses to AAV gene therapy in the ocular compartment. Biological Reviews. 96 (4), 1616-1644 (2021).
  23. Yun, C., Oh, J., Hwang, S. -Y., Kim, S. -W., Huh, K. Subconjunctival hemorrhage after intravitreal injection of anti-vascular endothelial growth factor. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 253 (9), 1465-1470 (2015).
  24. Christensen, L., Cerda, A., Olson, J. L. Real-time measurement of needle forces and acute pressure changes during intravitreal injections. Clinical & Experimental Ophthalmology. 45 (8), 820-827 (2017).
  25. Allmendinger, A., Butt, Y. L., Mueller, C. Intraocular pressure and injection forces during intravitreal injection into enucleated porcine eyes. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 166, 87-93 (2021).
  26. Ross, M., Ofri, R. The future of retinal gene therapy: Evolving from subretinal to intravitreal vector delivery. Neural Regeneration Research. 16 (9), 1751-1759 (2021).
  27. Henein, C., et al. Hydrodynamics of intravitreal injections into liquid vitreous substitutes. Pharmaceutics. 11 (8), 371(2019).
  28. Park, I., Park, H. S., Kim, H. K., Chung, W. K., Kim, K. Real-time measurement of intraocular pressure variation during automatic intravitreal injections: An ex-vivo experimental study using porcine eyes. PloS One. 16 (8), 0256344(2021).
  29. Willekens, K., et al. Intravitreally injected fluid dispersion: Importance of injection technique. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (3), 1434-1441 (2017).
  30. Peynshaert, K., Devoldere, J., De Smedt, S. C., Remaut, K. In vitro and ex vivo models to study drug delivery barriers in the posterior segment of the eye. Advanced Drug Delivery Reviews. 126, 44-57 (2018).
  31. Kiss, S. Vector Considerations for Ocular Gene Therapy. Adeno-associated virus vectors offer a safe and effective tool for gene delivery. Retinal Physician. 17, 40-45 (2020).
  32. Kleine Holthaus, S. -M., et al. Gene therapy targeting the inner retina rescues the retinal phenotype in a mouse model of CLN3 Batten disease. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 709-718 (2020).
  33. Kleine Holthaus, S. -M., et al. Neonatal brain-directed gene therapy rescues a mouse model of neurodegenerative CLN6 Batten disease. Human Molecular Genetics. 28 (23), 3867-3879 (2019).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

הולכת תרופות לרשתיתטיפול גנטיניוון רשתיתניתוח אלקטרו-רטינוגרפיההיסטולוגיה של הרשתיתחלבון חומצה גליאלית פיברילריתהולכה באמצעות וקטור ויראליNeuronal Ceroid Lipofuscinosis
זריקות תוך ויטרליות בעין הבקר
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.