מאמר שיטה

מודל שריפת חולדות לחקר כוויה תרמית עורית בעובי מלא וזיהום

6.9K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/64345

⸱

23 באוגוסט 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1UNC Eshelman School of Pharmacy, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Department of Biochemistry & Pharmacology, School of Biomedical Sciences, Faculty of Medicine, Dentistry and Health Sciences, The University of Melbourne, 3Department of Microbiology & Immunology, University of North Carolina School of Medicine, 4Department of Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill, 5Curriculum in Toxicology and Environmental Medicine, University of North Carolina at Chapel Hill, 6Department of Microbiology, Monash Biomedicine Discovery Institute, Monash University

במאמר זה

סיכום

מודל המחקה את התרחיש הקליני של פגיעה בכוויות וזיהום נחוץ לקידום מחקר הכוויות. הפרוטוקול הנוכחי מדגים מודל פשוט וניתן לשחזור של זיהום כוויות חולדות הדומה לזה שבבני אדם. זה מקל על המחקר של כוויות וזיהומים לאחר כוויה לפיתוח טיפולים אנטיביוטיים מקומיים חדשים.

תקציר

מתודולוגיות השראת שריפה מתוארות באופן לא עקבי במודלים של חולדות. מודל אחיד של פצעי כוויה, המייצג את התרחיש הקליני, נחוץ לביצוע מחקר כוויות הניתן לשחזור. הפרוטוקול הנוכחי מתאר שיטה פשוטה וניתנת לשחזור ליצירת ~20% כוויות בעובי מלא של שטח הגוף הכולל (TBSA) בחולדות. כאן, מוט נחושת בקוטר 22.89 ס"מ 2 (5.4ס" מ) שחומם ב 97 מעלות צלזיוס באמבט מים הוחל על פני העור של החולדה כדי לגרום לפציעת הכוויה. מוט נחושת בעל מוליכות תרמית גבוהה הצליח לפזר את החום עמוק יותר ברקמת העור וליצור כוויה בעובי מלא. ניתוח היסטולוגיה מראה אפידרמיס מוחלש עם נזק קוגולטיבי להיקף עובי מלא של הדרמיס והרקמה התת עורית. בנוסף, מודל זה מייצג את המצבים הקליניים שנצפו בחולי כוויות מאושפזים לאחר פגיעה בכוויות כגון חוסר ויסות חיסוני וזיהומים חיידקיים. המודל יכול לשחזר את הזיהום החיידקי המערכתי הן על ידי חיידקים גראם-חיוביים והן על ידי חיידקים גראם-שליליים. לסיכום, מאמר זה מציג מודל קל ללמידה וחזק של כוויות חולדות המחקה את המצבים הקליניים, כולל חוסר ויסות חיסוני וזיהומים חיידקיים, אשר מועיל רבות לפיתוח תרופות אנטיביוטיות מקומיות חדשות לפצעי כוויות וזיהומים.

מבוא

פציעות כוויות הן בין צורות הטראומה ההרסניות ביותר, כאשר שיעורי התמותה מגיעים ל -12% אפילו במרכזי כוויות מיוחדים 1,2,3. על פי דיווחים שפורסמו לאחרונה, ~ 486,000 חולי כוויות זקוקים לטיפול רפואי מדי שנה בארצות הברית, עם כמעט 3,500 מקרי מוות 1,2,3,4,5,6. פגיעת כוויות מציבה אתגר גדול למערכת החיסונית של החולים ויוצרת פצע פתוח משמעותי, אשר נרפא לאט, ומותיר אותם רגישים להתיישבות עורית, ריאתית וסיסטמית עם חיידקים נוסוקומיאליים ואופורטוניסטיים. חוסר ויסות חיסוני בשילוב עם זיהום חיידקי קשור לעלייה בתחלואה ותמותה בקרב חולי כוויות7.

מודל של כוויות וזיהומים בבעלי חיים חיוני לחקר הפתוגנזה של זיהומים חיידקיים בעקבות נזק לעור ודיכוי חיסוני הקשור לטראומה מכוויות. מודלים כאלה מאפשרים תכנון והערכה של שיטות חדשות לטיפול בזיהומים חיידקיים בחולי כוויות. חולדות ובני אדם חולקים מאפייני עור, פיזיולוגיים ופתולוגיים דומים שתועדו בעבר8. בנוסף, החולדות קטנות יותר בגודלן, מה שהופך אותן לקלות יותר לטיפול, זולות יותר וקלות יותר לרכישה ולתחזוקה מאשר מודלים גדולים יותר של בעלי חיים.

מאפיינים אלה הופכים את החולדות לחיית מודל אידיאלית לחקר כוויות וזיהומים9. למרבה הצער, הטכניקה להשראת כוויות אינה עקבית ולעתים קרובות מתוארת באופן מינימלי 10,11,12,13,14. הפרוטוקול הנוכחי נועד לפתח הליך פשוט, חסכוני וניתן לשחזור ליצירת פגיעה עקבית בכוויות בעובי מלא במודל חולדה המדמה את התרחיש הקליני וניתן להשתמש בו להערכת דיכוי חיסוני וזיהום חיידקי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל הנהלים אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) של אוניברסיטת צפון קרוליינה ונערכו בהתאם להנחיות שנקבעו שלה. זכרים ונקבות חולדות Sprague Dawley (250-300 גרם) בגילאי 7-9 שבועות שימשו לניסויים. כל בעלי החיים שוכנו במחזור אור-חושך של 12 שעות: 12 שעות עם גישה חופשית למזון ומים אד ליביטום. תמיד לעבוד עם הווטרינר המוסדי שלך על תוכנית משככי כאבים לפני תחילת המחקר.

1. הכנת חולדות לפציעת הכוויה

  1. הכינו את בעלי החיים לפציעת כוויה 24 שעות לפני הכוויה.
  2. מרדימים את החולדה עם 5% איזופלורן ב-100% חמצן בתא אינדוקציה למשך 5 דקות (קצב זרימה: 2 ליטר/דקה) עד להאטה בנשימה.
  3. ברגע שהחולדה מורדמת עמוקות (לא מגיבה לצביטה בבוהן בכל הגפיים), העבירו את החולדה לכרית חימום במצב נוטה והפחיתו את האיזופלורן ל-1.5% חמצן לתחזוקה דרך חרוט באף.
  4. כדי למנוע התייבשות הקרנית לאחר הרדמה ובמהלך ההליך, יש למרוח חומר סיכה לעיניים על הקרניות של שתי העיניים באמצעות מוליך צמר גפן.
  5. גלחו את האזור הגבי של החולדה באמצעות קוצץ חשמלי (ראו טבלת חומרים) והסירו כמה שיותר שיער במלבן גדול מהשכמות ועד לבסיס הזנב (איור 2A).
  6. נקו את האזור המגולח עם טישו ספוג במי מלח כדי לנגב את השערות הרופפות. יש למרוח תחליב להסרת שיער על האזור המגולח באמצעות אפליקטור עם קצוות כותנה ולהשאיר אותו למשך ~3 דקות.
    הערה: מריחת תחליב הסרת השיער הנזכר במשך יותר מ -3 דקות תגרום לפריחה אדומה על העור.
  7. נגבו את האזור עם ספוג גזה רטוב פעמיים כדי להסיר את הקרם ולמנוע גירוי בעור.
  8. כבו את האיזופלורן, הסירו את חרוט האף והכניסו את החולדה לכלוב ההתאוששות.
    הערה: הכניסו כרית חימום לכלוב ההתאוששות.
  9. העבירו את בעל החיים שהתאושש לכלוב דיור נקי להליך הכוויה למחרת (ייתכן שיחלפו ~10-15 דקות עד שהחולדה תתאושש מההרדמה).

2. גרימת פציעת כוויה בחולדות

  1. ביום הכוויה, כוונו את טמפרטורת אמבט המים ל -97 מעלות צלזיוס והניחו את כל ארבעת מוטות הנחושת (420 גרם כל אחד; איור 1) באמבט המים שעה לפני ניסוי הכוויה כדי לאפשר למוטות להתחמם באופן אחיד.
    הערה: יש לטבול את המוטות במים. בדוק את הדיוק של תצוגת הטמפרטורה הדיגיטלית באמצעות מדחום לפני הניסוי.
  2. להרדים את החולדה כאמור בסעיף 1.
  3. ברגע שהחולדה לא מגיבה לצביטה בבוהן בכל הגפיים, הניחו אותה על כרית חימום במצב נוטה עם 1.5% איזופלורן בחמצן לתחזוקה (איור 2A).
  4. הזריקו מורפיום (20 מ"ג/ק"ג משקל גוף) דרך המסלול התוך-צפקי (I.P.) לטיפול בכאב6.
  5. בדוק את טמפרטורת המים באמבט המים. הגדר את הטיימר ולבש את הכפפות העמידות בחום.
  6. הוציאו מוט נחושת מחומם אחד מאמבט המים וגעו בו באזור הגבי של החולדה למשך 7 שניות כדי לגרום לכוויה.
    הערה: יש לשמור על מרחק מינימלי (10-15 ס"מ) בין אמבט המים לבין בעל החיים כדי למזער את איבוד החום, ואין להפעיל לחץ על המוטות בעת גרימת הכוויה (כלומר, המגע חייב להישמר על ידי כוח הכבידה).
  7. הפעילו ארבע כוויות, באמצעות מוט אחד לכל אתר כוויה, אחת מיד אחרי השנייה כדי לייצר כ-20% כוויות TBSA במגע מלא (איור 2B).
  8. לאחר הכוויה, יש לבצע החייאה על ידי הזרקת תמיסת רינגר מניקה (0.1 מ"ל/גרם משקל גוף).
    הערה: השתמש בתמיסת רינגר הנקה מותאמת לטמפרטורת הגוף כדי להחיות את החולדות.
  9. כבו את האיזופלורן, הסירו את חרוט האף והניחו את החולדה על משטח החום להתאוששות.

3. הכנת חיסון חיידקי וזיהום

  1. פזרו את הדגימה הקפואה של Pseudomonas aeruginosa PAO1 ו-Staphylococcus aureus ATCC25923 על לוחות Muller Hinton Agar (MHA), יומיים לפני ניסוי הכוויה.
  2. למחרת, בחרו מושבה אחת של חיידקים בוגרים מהצלחת, ובעזרת לולאת חיסון, גרדו אותה מעט מהצלחת. לאחר מכן, הניחו אותו בצינור התרבית כדי לחסן 10 מ"ל של מרק מולר הינטון (MHB) ותרבית לילה ב 37 מעלות צלזיוס בשייקר אינקובטור.
  3. ביום השריפה וההדבקה, צנטריפוגה את התרבית ב 4,000 × גרם במשך 5 דקות. שטפו את הגלולה במי מלח רגילים (תמיסת NaCl 0.9%).
  4. להשהות מחדש את כדורית החיידקים במי מלח ולדלל עד 0.1 OD600nm (צפיפות אופטית ב 600 ננומטר). לדלל את החיסון החיידקי על ידי לקיחת 200 μL של תרחיף חיידקי זה וערבוב אותו עם 800 μL של מלוחים כדי לקבל את החיסון החיידקי הרצוי של 2 × 107 CFU/מ"ל.
  5. הזריקו 50 μL של P. aeruginosa או S. aureus inoculum שהוכן בשלב הקודם (מינון זיהום 1 × 106 CFU) לחולדה המורדמת 15 דקות לאחר הכוויה, באמצעות מחט 29 G תת עורית קרוב ככל האפשר לפצע הכוויה.
  6. לאחר הדבקת פצע הכוויה, הניחו את החולדה על כרית החימום להתאוששות. לאחר שהחיה מתאוששת (~ 15-20 דקות), אכסנו אותה בכלוב נקי.
    הערה: לאחר פציעת הכוויה, אכלסו חולדה אחת בכל כלוב. השתמשו בכדורי מזון רטובים במים ללעיסה קלה והניחו אותם על רצפת הכלוב להגעה נוחה.
  7. מלאו את בקבוקי המים בכלוב במים עם מורפיום (0.4 מ"ג/מ"ל) לטיפול בכאב.
    הערה: מורפיום אוראלי משקף את המצב הקליני עם חולי כוויות אנושיים. מחקר זה השתמש במורפיום אוראלי כדי לשמור על ניסויים אלה דומים לחולי כוויות אנושיים לאחר התייעצות עם הצוות הווטרינרי בהזדמנויות רבות. יומני שתייה ומשקל נשמרו לאורך כל הניסוי. השתמש באותה מערכת שתייה במהלך כל ההליכים. משככי כאבים אחרים, כגון Buprenorphine, יכולים להינתן תת עורית / intraperitonely בהתאם להנחיות מוסדיות לטיפול בבעלי חיים.
  8. מלאו את רשימת התיוג לניטור ועקבו מקרוב אחר בעלי החיים לאיתור מצוקה או מחלה במשך כל תקופת הניסוי.

4. הערכת פציעת הכוויה

  1. יש להעריך את הפגיעה בכוויה בעור מבחינה מורפולוגית מבחינת צבע ושוליים מיד לאחר הפציעה מכוויה.
  2. הכתימו את העור השרוף עם המטוקסילין ואאוזין (H&E) כדי להמחיש את מבנה פצע הכוויה ואת פער האפיתל15 (ראו שלב 5.6 לעיבוד דגימה).

5. עיבוד לאחר דגימות חולדות וספירת חיידקים

  1. הרדימו את החולדה ב-24, 48 ו-72 שעות לאחר הכוויה עם מנת יתר של חומר הרדמה.
  2. הוציאו דגימות דם מהחולדות באמצעות ניקוב לב ואספו אותן בצינורית איסוף קטנה.
    1. נתח ספירות דם מלאות מדגימות הדם כדי לקבוע את ההשפעה של השראת כוויות על המערכת החיסונית המארחת.
  3. יש לקצור עור, רקמות תת עוריות, שרירים, ריאות וטחול בזמן המתת חסד.
    הערה: יש לשמור חלק אחד (~ 1 ס"מ × 1 ס"מ; במשקל ~ 200-300 מ"ג) של העור לצביעת H&E וחלק אחר לספירה חיידקית.
  4. אספו את הרקמות בצינור איסוף של 10 מ"ל והניחו אותן במי מלח רגילים על קרח לצורך ספירת חיידקים.
  5. לנרמל את משקל הרקמה עם מלוחים רגילים והומוגניזציה של הדגימות באמצעות הומוגנייזר רקמות (ראה טבלת חומרים).
    1. לדלל באופן סדרתי את ההומוגנאטים של הרקמה במי מלח רגילים.
    2. צלחת 100 μL של הומוגנאט לא מדולל וכל הדילולים של כל דגימת רקמה על צלחות אגר cetrimide עבור דגימות שנאספו מחולדות נגועות P. aeruginosa.
      הערה: השתמש בצלחות אגר מניטול לציפוי דגימות שנאספו מחולדות נגועות ב- S. aureus.
    3. לדגור את הצלחות ב 37 מעלות צלזיוס באינקובטור במשך 16-18 שעות.
    4. למחרת, ספרו את מושבות החיידקים על הלוחות, הכפילו ביחס הדילול כדי לקבל את ספירת CFU/mL, ונרמלו עם משקל הרקמה כדי לחשב את רקמת CFU/g.
    5. השתמש בתוכנה לניתוח נתונים כדי לשרטט את ספירת החיידקים באיברים שונים בנקודות זמן הדגימה השונות.
  6. בצע צביעת H&E של עור שרוף כדי להמחיש את מבנה הפצע ואת פער האפיתל.
    1. בעזרת מספריים ומלקחיים חותכים טלאי עור בגודל 1X1 ס"מ מאזור הכוויה וטובלים אותו בקיבוע (פורמלין חוצץ ניטרלי 10%, NBF) למשך 48 שעות בטמפרטורת החדר.
      הערה: סובבו את המיכל כדי לוודא שכל הרקמות שקועות לחלוטין בקיבוע, כאשר נפח הקיבוע גדול פי 30 מנפח הרקמה.
    2. יש לייבש את רקמת העור באתנול 70% (v/v) למשך 72 שעות בטמפרטורת החדר.
    3. מעבדים את הדגימות המיובשות בגושי פרפין כדי לחתוך את החלקים ולהכתים עם H&E15.
    4. צייר באופן דיגיטלי את השקופיות המוכתמות בסורק שקופיות (ראה טבלת חומרים) באמצעות מטרה של 40x.
    5. נתח את התמונה הסרוקה באמצעות תוכנה (ראה קובץ משלים 1 לעיבוד התמונה לניתוח; ראה טבלת חומרים).
    6. בדוק את כל שדות העור המוכתם כדי להעריך את מצב האפידרמיס, הדרמיס, הרקמה התת עורית ושרירי השלד.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

הפרוטוקול המוצג כאן ניתן לשחזור רב והביא לפציעת כוויה מדרגה שלישית בעובי מלא בחולדות. פצע הכוויה נראה לבן שעווה לאחר השראת הכוויה (איור 2B). צבע פציעת הכוויה השתנה מלבן לחום במהלך 72 שעות לאחר הכוויה (איור 2B-E).

ניתוח היסטולוגי אישר כוויה בעובי מלא (עומק >2.61 מ"מ ב-24 שעות לאחר הכוויה; איור 3B). בהשוואה לעור שלם שלא נכווה, דגימות עור מחיות שנכוויות הראו עדויות לפציעה...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

מספר מודלים של כוויות הוצגו כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה של פגיעה בכוויות 8,12,16,17. במחקר הנוכחי, השתמשנו במודל של חולדות כדי לפתח פרוטוקול פשוט וניתן לשחזור כדי לגרום לכוויה בעובי מלא ואחריה זיהום חיידקי כדי לדמות טראומה מכוויה נגועה בחולים. הבחירה בחולדה כמודל החייתי לחיקוי התנאים האנושיים מבוססת על איזון של עלות, קלות שימוש, יכולת שחזור ואמינות הנתונים. למודל החולדות המשמש כאן יתרונות רבים ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

תודות

המחברים מודים למחלקה לרפואה השוואתית באוניברסיטת צפון קרוליינה על מתן וטיפול בבעלי חיים. אנו מודים ללורן ראלף ולמיה אוונג'ליסטה בליבת שירותי הפתולוגיה על סיוע טכני מומחה בהיסטופתולוגיה/פתולוגיה דיגיטלית, כולל חתך רקמות והדמיה. מחקר זה נתמך על ידי מענק מחקר ממשרד ההגנה (פרס מספר W81XWH-20-1-0500, GR ו- TV).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מזרק 1 מ"לBD, ארה"ב309597משמש להזרקת משכך כאבים
1.7 מ"ל מיקרו-צינוראולימפוס, ארה"ב24-282משמש לנשיאת מורפיום
10% NBFVWR, USA16004-115משמש לקיבוע חתיכת העור לצביעה של
מזרק 30 מ"לBD, ארה"ב302832משמש להזרקת תמיסת רינגר הלקטט
70% אלכוהול אתיליפישר Scientific, ארה"בBP28184
Aperio AT2 Digital Pathology  סורק שקופיות עם תוכנת ImageScopeAperio, Technologies Inc., Vista, CA, ארה"בn/aסריקה של H & שקופיות E וניתוח
צלחות אגר CetrimideBD, ארה"ב285420לוחות מדיה סלקטיביים לצמיחה Pseudomonas aeruginosa
מוטות נחושתn/a n/aמשמשים לגרימת פציעת הכוויה
אפליקטורים עם קצה כותנהOMEGA אספקה כירורגית, ארה"ב4225-IMCמשמש למריחת משחת עיניים
מכונת גילוח חשמליתאוסטר, ארה"בזהב A5משמש להסרת שערות הצד הגביות
סיכה לעינייםDechra, UKn/aחומר הרטבת העיניים כדי לספק נוחות לאורך זמן ולמנוע יובש בעיניים
רפידות תחתונות מלאותמוך Medline, ארה"בMSC281225משמש בהליך הכוויה
מלקחייםFST11027-12משמש להחזקת חתיכת העור
ספוגי גזהאואזיס, ארה"בPK412משמש לניקוי קרם הנאייר המיושם מהצד הגבי  
כפפות עמידות בחוםn/an/a משמשלהחזקת מוטות הנחושת המחוממים
מנתח המטולוגיהמעבדות IDEXX, ארה"בProCyte Dx
קנט סיינטיפיק, ארה"בvetFlo-0730משמש להרדמת בעלי החיים
מזרק אינסוליןBD, ארה"ב329461
IsofluranePivetal, ארה"בNDC46066-755-04משמש להרדמת חולדות כדי לגרום לאובדן הכרה
אידוי איזופלורןn/a n/a
תמיסת רינגר חלבicumedical, ארה"בNDC0990-7953-09משמש להחייאת החולדות
מפזר בצורת Lפישר סיינטיפיק, ארה"ב14-665-230
מניטול אגרBD, ארה"ב211407לוחות מדיה סלקטיביים עבור Staphylococcus aureus growth
צינורות Minicollect (K2EDTA)greiner bio-one, ארה"ב450480משמש לאיסוף הדם
מורפיוםמלינקרודט, בריטניהNDC0406-8003-30משכך כאבים זה שימש לגרימת חוסר היכולת להרגיש כאבי פציעת כוויות
Muller Hinton BrothBD, USA275730
Muller Hinton II AgarBD, ארה"ב211438
תחליב הסרת שיער NairNair, ארה"בn/aמשמש להסרת שאריות השערות בצד הגב
מחט 23 גרםBD, ארה"במשמש להזרקת תמיסת רינגר לקטט
תמיסת מלח רגילהn/a n/a
ספקטרופוטומטרThermoScientific, ארה"בGenesys 30
חולדות Sprague-Dawley, זכר ונקבהמעבדות צ'ארלס ריברn/aבן 7-9 שבועות לאינדוקציה לכוויות
מספריים כירורגייםFST14501-14משמש לחיתוך פיסת העור הרצויה
צינורות איסוף רקמותגלובוס סיינטיפיק220101236
הומוגנייזר רקמותKinematica, Inc, ארה"בPOLYTRON PT2100משמש להומוגניזציה של דגימות הרקמה
אמבט מיםפישר סיינטיפיק, ארה"בn/aמשמש לגרימת פציעת הכוויה
כרית חימום משוקללתComfytemp, ארה"בn/aמשמש במהלך ההליך לשמירה על חום גוף החולדה
תא אינדוקציה 305193

מקורות

  1. Peck, M., Molnar, J., Swart, D. A global plan for burn prevention and care. Bulletin of the World Health Organization. 87, 802-803 (2009).
  2. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2011 fact sheet. Chicago: American Burn Association. , (2011).
  3. Miller, S. F., et al. National burn repository 2007 report: a synopsis of the 2007 call for data. Journal of Burn Care & Research. 29 (6), 862-870 (2008).
  4. Kruger, E., Kowal, S., Bilir, S. P., Han, E., Foster, K. Relationship between patient characteristics and number of procedures as well as length of stay for patients surviving severe burn injuries: analysis of the American Burn Association National Burn Repository. Journal of Burn Care & Research. 41 (5), 1037-1044 (2020).
  5. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2016. Burn Incidence Fact Sheet. Chicago: American Burn Association. , (2016).
  6. Willis, M. L., et al. Plasma extracellular vesicles released after severe burn injury modulate macrophage phenotype and function. Journal of Leukocyte Biology. 111 (1), 33-49 (2022).
  7. Kartchner, L. B., et al. One-hit wonder: late after burn injury, granulocytes can clear one bacterial infection but cannot control a subsequent infection. Burns. 45 (3), 627-640 (2019).
  8. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. Animal models in burn research. Cellular and Molecular Life Sciences. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  9. Cai, E. Z., et al. Creation of consistent burn wounds: a rat model. Archives of Plastic Surgery. 41 (4), 317(2014).
  10. Pessolato, A. G. T., dos Santos Martins, D., Ambrósio, C. E., Mançanares, C. A. F., de Carvalho, A. F. Propolis and amnion reepithelialise second-degree burns in rats. Burns. 37 (7), 1192-1201 (2011).
  11. Gurung, S., Škalko-Basnet, N. Wound healing properties of Carica papaya latex: in vivo evaluation in mice burn model. Journal of Ethnopharmacology. 121 (2), 338-341 (2009).
  12. Eloy, R., Cornillac, A. Wound healing of burns in rats treated with a new amino acid copolymer membrane. Burns. 18 (5), 405-411 (1992).
  13. Upadhyay, N., et al. Safety and healing efficacy of Sea buckthorn (Hippophae rhamnoides L.) seed oil on burn wounds in rats. Food and Chemical Toxicology. 47 (6), 1146-1153 (2009).
  14. El-Kased, R. F., Amer, R. I., Attia, D., Elmazar, M. M. Honey-based hydrogel: In vitro and comparative In vivo evaluation for burn wound healing. Scientific Reports. 7 (1), 1-11 (2017).
  15. Fan, G. -Y., et al. Severe burn injury in a swine model for clinical dressing assessment. Journal of Visualized Experiments. (141), e57942(2018).
  16. Davenport, L., Dobson, G., Letson, H. A new model for standardising and treating thermal injury in the rat. MethodsX. 6, 2021-2027 (2019).
  17. Kaufman, T., Lusthaus, S., Sagher, U., Wexler, M. Deep partial skin thickness burns: a reproducible animal model to study burn wound healing. Burns. 16 (1), 13-16 (1990).
  18. Casal, D., et al. Blood supply to the integument of the abdomen of the rat: a surgical perspective. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 5 (9), (2017).
  19. Casal, D., et al. A model of free tissue transfer: the rat epigastric free flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281(2017).
  20. Naldaiz-Gastesi, N., Bahri, O. A., Lopez de Munain, A., McCullagh, K. J., Izeta, A. The panniculus carnosus muscle: an evolutionary enigma at the intersection of distinct research fields. Journal of Anatomy. 233 (3), 275-288 (2018).
  21. Weber, B., et al. Modeling trauma in rats: similarities to humans and potential pitfalls to consider. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 1-19 (2019).
  22. Nguyen, J. Q. M., et al. Spatial frequency domain imaging of burn wounds in a preclinical model of graded burn severity. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 066010(2013).
  23. Sobral, C., Gragnani, A., Morgan, J., Ferreira, L. Inhibition of proliferation of Pseudomonas aeruginosa by KGF in an experimental burn model using human cultured keratinocytes. Burns. 33 (5), 613-620 (2007).
  24. Olivera, F., Bevilacqua, L., Anaruma, C., Boldrini Sde, C., Liberti, E. Morphological changes in distant muscle fibers following thermal injury i n Wistar rats. Acta Cirurgica Brasileira. 25, 525-528 (2010).
  25. Davies, J. W. Physiological Responses to Burning Injury. , Academic Press. (1982).
  26. Neely, C. J., et al. Flagellin treatment prevents increased susceptibility to systemic bacterial infection after injury by inhibiting anti-inflammatory IL-10+ IL-12-neutrophil polarization. PloS One. 9 (1), e85623(2014).
  27. Dunn, J. L., et al. Direct detection of blood nitric oxide reveals a burn-dependent decrease of nitric oxide in response to Pseudomonas aeruginosa infection. Burns. 42 (7), 1522-1527 (2016).
  28. Gouma, E., et al. A simple procedure for estimation of total body surface area and determination of a new value of Meeh's constant in rats. Laboratory Animals. 46 (1), 40-45 (2012).
  29. Dawson, N. The surface-area/body-weight relationship in mice. Australian Journal of Biological Sciences. 20 (3), 687-690 (1967).
  30. Moins-Teisserenc, H., et al. Severe altered immune status after burn injury is associated with bacterial infection and septic shock. Frontiers in Immunology. 12, 529(2021).
  31. Robins, E. V. Immunosuppression of the burned patient. Critical Care Nursing Clinics. 1 (4), 767-774 (1989).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Pseudomonas AeruginosaStaphylococcus Aureus

מאמרים קשורים