מאמר שיטה

כימות קצב ההתיישבות של פטריות מיקוריזה ארבוסקולריות בחקר צמחים זרים פולשים

1.6K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/65971

⸱

1 בדצמבר 2023

 ,  , 
1State Key Laboratory for Biology of Plant Diseases and Insect Pests, Institute of Plant Protection, Chinese Academy of Agricultural Sciences

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מספק גישה פשוטה וקלה לשימוש לקביעת קצב ההתיישבות של פטריות מיקוריזה ארבוסקולריות (AMF) בשורשי צמחים פולשים.

תקציר

פטריות מיקוריזה ארבוסקולריות (AMF) הן פטריות קרקע המופצות באופן נרחב במערכות אקולוגיות ויכולות ליצור אסוציאציות סימביוטיות (מיקוריזה) עם שורשי רוב הצמחים היבשתיים. צמחים מספקים מקורות פחמן ל-AMF באמצעות אסוציאציות מיקוריזה, בעוד שקורי AMF יכולים להרחיב את טווח ספיגת החומרים המזינים על ידי שורשים ולקדם את ספיגת חומרי המזון של הצמח. ישנם מינים רבים ושונים של AMF, והיחסים הסימביוטיים בין מינים שונים של AMF לבין צמחים שונים משתנים. צמחים פולשים יכולים להעשיר מיני AMF ביכולות סימביוטיות טובות יותר באמצעות הפרשות שורשים, לקדם את צמיחתם ובכך להגביר את ההתיישבות שלהם בשורשי צמחים פולשים. במקביל, צמחים פולשים יכולים גם לשבש את הקשר הסימביוטי בין AMF לצמחים מקומיים, ולהשפיע על קהילת הצמחים המקומית, שהיא אחד המנגנונים לפלישה מוצלחת של צמחים. קצב ההתיישבות של AMF בשורשי צמחים פולשים ומקומיים משקף בעקיפין את תפקידו של AMF בתהליך פלישת צמחים פולשים. בשיטה זו ניתן לעבד שורשי צמחים שנאספו ישירות או לשמור אותם בקיבוע לעיבוד אצווה מאוחר יותר. באמצעות הסרת צבע, החמצה, צביעה וטיפול בהימנעות של שורשים, ניתן לראות בבירור את הקורים, הנבגים והמבנים הארבוסקולריים של AMF במערכת השורשים. ניתן להשלים שיטה זו במעבדה בסיסית כדי לצפות ולחשב את קצב ההתיישבות של AMF במערכות השורשים של צמחים פולשים.

מבוא

פטריות מיקוריזה נפוצות במערכות אקולוגיות טבעיות ויוצרות קשרים סימביוטיים עם שורשי רוב הצמחים, ויוצרות מיקוריזה1. אסוציאציות אלה מועילות הדדית, מכיוון שצמחים מספקים תרכובות פחמן קבועות פוטוסינתטיות כגון חומצות שומן וסוכרים כדי לתמוך בצמיחה של פטריות מיקוריזה, בעוד שהפטריות מגיבות על ידי אספקת חומרי מזון מינרליים כמו זרחן וחנקן לצמחים המארחים, ובכך מקדמות את צמיחת הצמח2. בהתבסס על סוגי המיקוריזה שלהם שנוצרו עם שורשי צמחים, ניתן לחלק את פטריות המיקוריזה לארבעה סוגים עיקריים: פטריות אקטומיקוריזה (ECM), פטריות מיקוריזה אריקואידיות (ERM), פטריות מיקוריזה סחלב (ORM) ופטריות מיקוריזה ארבוסקולריות (AM)1. ביניהם, לפטריות מיקוריזה ארבוסקולריות (AMF) יש את התפוצה הרחבה ביותר ויכולות ליצור אסוציאציות מיקוריזה עם למעלה מ-80% ממיני הצמחים 3,4.

AMF ממלא תפקיד מכריע בשיפור מחזור חומרי המזון בקרקע5, שיפור ספיגת חומרי המזון של הצמח6 וויסות התחרות והרצף של הצמחים. הם ממלאים תפקיד חשוב בתהליך פלישת מיני צמחים פולשים 7,8. AMF, המסווג תחת הפילום Mucoromycota9, מקיף יותר מ-250 מינים10. הקשרים הסימביוטיים הספציפיים בין מינים שונים של AMF וצמחים שונים עשויים להשתנות. למיני צמחים פולשים יש פוטנציאל לשנות את מגוון ה-AMF ולקדם את העשרת מיני AMF עם יכולות סימביוטיות טובות יותר התורמות ליתרון התחרותי שלהם במהלך גידול וקולוניזציה 8,11,12,13. הבנת הדינמיקה של AMF והאינטראקציות שלהם עם מיני צמחים פולשים חיונית להבנת המנגנונים העומדים בבסיס פלישות צמחים וההשפעות האקולוגיות שלהם.

מחקרים איכותניים של מיני AMF כוללים בדרך כלל שתי שיטות עיקריות. האחד הוא זיהוי מורפולוגי, כגון איסוף נבגי AMF מהקרקע בשיטות כמו צנטריפוגה רטובה של סינון סוכרוז, ולאחר מכן סיווג וכימות הנבגים על סמך המורפולוגיה שלהם14. השיטה השנייה כוללת טכניקות מולקולריות, הגברת אזורים שמורים של גנים AMF וריצוף שלהם לזיהוי15. עם זאת, שיטות אלו דורשות לעתים קרובות ניסיון רב בזיהוי מורפולוגי או משאבים כספיים גבוהים יותר. מצד שני, מחקרים כמותיים של שיעורי ההתיישבות ב-AMF, למרות שאינם מסוגלים לקבוע שינויים במיני AMF ובהרכבם, עדיין מספקים הערכה מקיפה של הקשר הסימביוטי בין AMF לצמחים. מחקרים כאלה חיוניים הן במחקר בסיסי והן בעבודת אימות לאחר מכן לניסויי חיסון.

ההתיישבות של AMF ממלאת תפקיד מכריע בקביעת חלוקת המשאבים בין מיני צמחים המתקיימים במקביל7. זה משקף את הבסיס והחוזק של הקשר הסימביוטי בין AMF לשורשי הצמח המארח. באותו בית גידול, מיני צמחים פולשים מציגים לעתים קרובות שיעורי קולוניזציה גבוהים יותר בהשוואה לצמחים מקומיים16,17. קולוניזציה מוגברת זו של AMF תורמת לפלישה מוצלחת של מינים פולשים כגון Ambrosia artemisiifolia18, Solidago canadensis19, Sapium sebiferum20, Ageratina adenophora21, Sphagneticola trilobata22 ו-Flaveria bidentis7. הבנת קצב ההתיישבות של AMF בשורשי צמחים פולשים מספקת בסיס לחשיפת המנגנונים המיקרוביאליים בקרקע העומדים בבסיס הפלישה המוצלחת של מינים אלה. חקירת קצב ההתיישבות של AMF בשורשי צמחים פולשים שופכת אור על ההשלכות האקולוגיות של אינטראקציות בין צמח למיקרוב ותורמת להבנת המנגנונים המניעים פלישות צמחים.

קביעת קצב ההתיישבות של AMF כרוכה בטכניקת מיקרוסקופ צביעה, הכוללת מספר שלבים: שימור שורשים, הבהרה, החמצה, צביעה, הימנעות ובדיקה מיקרוסקופית (איור משלים 1). במהלך העשורים האחרונים, חוקרים חקרו שיטות תצפית שונות עבור AMF ופיתחו טכניקות צביעה שונות. בשלבים המוקדמים, צביעה כחולה של טריפן הייתה בשימוש נרחב23,24. עם זאת, לשיטה זו יש מגבלות בשל הרעילות של טריפן כחול. צביעת פוקסין חומצה, לעומת זאת, היא שיטה נפוצה המספקת צבעים בהירים, ומציגה תוצאות צביעה אמינות ויציבות25. בנוסף, ניתן לעשות שימוש חוזר בתמיסת הצביעה, מה שהופך אותה לחסכונית יותר. שיעור הקולוניזציה נקבע בשיטת הצטלבות קו הרשת, המספקת תוצאות סטטיסטיות אובייקטיביות יותר בהשוואה לגישות אחרות26. שיטה זו מאופיינת בפשטותה, עלותה הנמוכה ודרישות הציוד המינימליות שלה, מה שהופך אותה לאפשרית לביצוע במסגרות מעבדה בסיסיות. הוא מציע גישה מעשית ונגישה להערכת קצב ההתיישבות של AMF ותורם להבנתנו את הקשרים הסימביוטיים בין AMF לשורשי צמחים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

ערכנו ניסויים באמצעות צמח פולש אחד F. bidentis וצמח מקומי אחד Setaria viridis. שני הצמחים גודלו בחלקות ניסוי בבסיס הפיילוט למחקר מדעי Langfang של האקדמיה הסינית למדעי החקלאות (CAAS), הביי, סין. כל מין צמחים ניטע בנפרד בחלקות נפרדות, כאשר כל חלקה בגודל 2 מ' על 3 מ' ומרווח של מטר אחד בין החלקה. הצמחים הושארו לגדול באופן טבעי, ולאחר כחודשיים נאספו דגימות שורשים.

1. הכנת שורשים ושימורם

  1. עבור כל חלקה, בחר באופן אקראי שלושה צמחים עם תנאי גידול דומים. שחררו את האדמה סביב הצמחים בעזרת חפירה, ושלפו בעדינות את הצמחים החוצה. לאחר ניעור האדמה מהשורשים, חתכו את כל מערכת השורשים והביאו אותה למעבדה. שטפו היטב את דגימות השורש שנאספו מתחת למים זורמים וערבבו את השורשים משלושה צמחים באותה חלקה ליצירת שכפול אחד.
    הערה: כדי להקל על תיאור התהליך התפעולי, פרוטוקול זה מספק הוראות לשכפול ביולוגי אחד. כדי להבטיח את אמינות תוצאות הניסוי, מומלץ לאסוף דגימות מלפחות שלושה שכפולים ביולוגיים בהתאם לתכנון הניסוי במהלך הפעולות בפועל.
  2. השתמש בנייר סינון כדי להסיר עודף לחות מהשורשים הנקיים ולתת להם להתייבש באוויר.
  3. השתמש במספריים כדי לקצץ שורשים פגומים, לחתוך שורשים עדינים שלמים ולשמור אותם לאחסון או להמשיך לשלב הבא. אם ממשיכים בשלב הבא תוך יומיים, יש לאחסן אותם במקרר בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס. לשימור דגימות השורש לשימוש מאוחר יותר, יש לאחסן אותן בתמיסה מקבעת, כגון תמיסת פורמלין-אצטו-אלכוהול (FAA, 5 מ"ל של 38% פורמלין + 5 מ"ל חומצה אצטית + 90 מ"ל של 70% אלכוהול).
    הערה: הקיבוע של ה-FAA אינו חובה. אם יש רק מספר קטן של דגימות ויכול להכתים ולספור את השורשים תוך תקופה קצרה לאחר האיסוף, דלג על שלב הקיבוע של FAA והמשך ישירות לאחר שטיפת האדמה מהשורשים. בעת שימוש בקיבוע FAA, ודא שהפעולה מתבצעת באזור מאוורר היטב עקב נוכחות פורמלדהיד.

2. מכתים של השורשים

  1. הסר את השורשים המשומרים מתמיסת האחסון ושטוף את השורשים נקיים. מניחים את השורשים בכוס של 100 מ"ל ומוסיפים כ-50 מ"ל של תמיסת 10% KOH (10 גרם KOH + 100 מ"ל מים), ומוודאים שכל השורשים שקועים לחלוטין בתמיסה. מחממים את הכוס בחום של 90 מעלות למשך 30 דקות.
    הערה: התאם את זמן החימום על סמך בשלות השורשים. שלב זה מסיר פיגמנטים מהשורשים, מה שהופך אותם לשקופים לתצפית מיקרוסקופית.
  2. יש לשפוך את תמיסת KOH מהכוס ולשטוף בעדינות את דגימת השורש במי ברז פי 3x-6x כדי להסיר את שאריות ה-KOH. שופכים את עודפי המים.
    הערה: ודא שהכוס וכל הכלים המשמשים מנוקים היטב משאריות KOH, שכן כל שאריות עלולות לגרום להחמצה לא מלאה בשלב הבא, ובכך להשפיע על יעילות הצביעה של פוקסין החומצה.
  3. הוסף תמיסת HCl של 2% לכוס, וודא שהנוזל מכסה לחלוטין את השורשים. הניחו לשורשים להשרות בתמיסה החומצית בטמפרטורת החדר למשך 10 דקות.
  4. השליכו את תמיסת ה-HCl מהכוס והוסיפו כ-50 מ"ל של תמיסת פוקסין חומצה 0.01% (874 מ"ל חומצה לקטית, 63 מ"ל גליצרול, 63 מ"ל מים מזוקקים, 0.1 גרם פוקסין חומצה). מכתימים את השורשים ב-90 מעלות צלזיוס למשך 20-60 דקות. לאחר הצביעה ניתן לשחזר את תמיסת הפוקסין החומצה ולעשות בה שימוש חוזר לצביעה עתידית.
    הערה: זמן הצביעה עשוי להשתנות בהתאם לגיל ומצב השורשים, כאשר שורשים צעירים ורכים עשויים לדרוש צביעה למשך הלילה בטמפרטורת החדר.

3. הימנעות ומיקרוסקופיה

  1. מניחים את השורשים המוכתמים בכ-50 מ"ל תמיסת חומצה לקטית (85%) כדי להסיר את פוקסין החומצה מתאי השורש. טיפול ההפרדה יביא לכך שרקמות AMF ייצבעו באדום, בעוד שתאי השורש יישארו ללא צבע או בצבע אדום בהיר. הגליל המרכזי עשוי להופיע באדום.
  2. התבונן ברקמות השורש וברקמות הפטרייה תחת מיקרוסקופ פי 200 כדי להבטיח יכולת הבחנה ברורה לפני הפסקת ההימנעות. כאשר ניתן היה להבחין בבירור בין מבנה ה-AMF ותאי השורש, ניתן היה להשלים את תהליך ההימנעות.
    הערה: התאם את זמן ההימנעות בהתאם לבשלות השורש. במהלך התהליך, בחר כמה שורשים להכנת דלעת לצפייה במיקרוסקופ.
  3. הסר את השורשים מתמיסת חומצת החלב והעביר אותם לכ- 50 מ"ל תמיסת גליצרול (99%). פוקסין החומצה במבנה ה-AMF ובתאי השורש כבר לא ייפרד וניתן להשתמש בו לבדיקה מיקרוסקופית לאחר מכן.
  4. הניחו טיפת גליצרול על שקופית זכוכית. עבור כל שכפול, בחר באופן אקראי 30-50 שורשים, חתוך קטעי שורש באורך 1 ס"מ מכל שורש. סדרו אותם על שקופיות זכוכית עם גליצרול, במקביל לצד הקצר של השקופית, והניחו אותם במקביל זה לזה (איור משלים 1). מקם 10 מקטעי שורש בכל שקופית, והתוצאה היא 3 עד 5 שכפולים עבור כל שכפול.
    הערה: שלב זה מתאר את מספר מקטעי הבסיס המשמשים לתצפית, תוך התייחסות למספר השכפולים הטכניים עבור כל שכפול. יש לסדר באופן סביר את מספר מקטעי השורש שנצפו עבור כל דגימה על סמך מיני הצמחים ומורפולוגיה של השורשים. עבור שורשים עדינים, מספיק התבוננות ב 30-50 קטעי שורש, כל אחד באורך 1 ס"מ, לדגימה. עם זאת, עבור שורשים גדולים יותר, כמו אלה של תירס, יש צורך להגדיל את מספר התצפיות בהתאם. כדי להבטיח את אמינות התוצאות הסטטיסטיות, כל טיפול צריך לכלול לפחות 3 שכפולים ביולוגיים, וכל שכפול ביולוגי צריך להיות מופעל לפי השיטה הנ"ל.
  5. מכסים בכיסוי. לאחר הנחת הכיסוי, הימנע מהזזה אופקית של הדגימות כדי למנוע כל שפשוף או עיוות של השורשים. זה מבטיח שניתן לצפות במצב הנורמלי של מורפולוגיה היפאלית ללא הפרעה, ובכך לשמור על הדיוק של חישובי קצב הקולוניזציה.
  6. באמצעות מיקרוסקופ 200x, השתמש בשיטת הספירה הצולבת כדי לקבוע את קצב ההתיישבות בהתייחס לדיאגרמה הסכמטית (איור משלים 2).
    1. התקן מיקרומטר עם כוונת בעינית המיקרוסקופ. הזיזו את שדה הראייה לקצה אחד של השורש ויישרו את אחת הכוונות במקביל לשורש. שימו לב אם הקו השני חוצה את הקורים, הארבוסקולות או השלפוחיות.
    2. הזז את שדה הראייה לאורך כיוון השורש לקצה השני, נע באותו מרחק בכל פעם על סמך הקואורדינטות של שלב המיקרוסקופ. רשום את הצמתים בכל שדה ראייה באמצעות גישה בינארית (0 או 1). אם הכוונת השנייה מצטלבת עם קורי AMF, ארבוסקולות או שלפוחיות, היא נרשמת כ-1 בתא המתאים בטבלה. אחרת, הוא נרשם כ- 0. אם אין צמתים עם אף אחד ממבני ה-AMF, הוא נרשם כ-1 באזור השלילי. שימו לב ל-10 שדות ראייה עבור כל קטע שורש, בסך הכל מתקבלות 100 תצפיות בכל שקופית, וכתוצאה מכך 300 עד 500 תצפיות לכל דגימת צמח.

4. חישוב קצב קולוניזציה

  1. בהתבסס על המספרים המתועדים של הצטלבויות עם קורים (H), ארבוסקולים (A) ושלפוחיות (V) ולא מיקוריזה (N) ב-10 השורשים של כל שקופית (כפי שמוצג בטבלה 1), חישבו את שיעורי הקולוניזציה באופן הבא:

    שיעור קולוניזציה היפאלית = (AH / AT) × 100%
    שיעור קולוניזציה ארבוסקולרית = (A,A / A,T) × 100%
    שיעור קולוניזציה שלפוחית = (AV / AT) × 100%
    שיעור קולוניזציה כולל = [(AT - AN) / AT] × 100%

    איפה:
    AH: מספר הצטלבויות עם קורים
    AA: מספר הצטלבויות עם ארבוסקולות
    AV: מספר הצטלבויות עם שלפוחיות
    AT: המספר הכולל של צמתים
    AN: מספר הצטלבויות עם שורשים שאינם מיקוריזה

    חישובים אלה מספקים את שיעורי הקולוניזציה עבור כל מבנה (קורים, ארבוסקולות ושלפוחיות) ואת קצב הקולוניזציה הכולל, שהוא סכום שיעורי הקולוניזציה עבור כל המבנים.
טיפולשקופיתמספר צמתים
שליליקוריםארבוסקולסשלפוחיותסך
דוגמה 1שקופית 1אנ1אח1אא1אV1אט1
שקופית 2אנ2אח2אא2אV2אט2
שקופית 3אנ3אח3אא3אV3אט3
סךאנאחאא אאואט

טבלה 1: טבלה סטטיסטית של שיעורי קולוניזציה של פטריות מיקוריזה ארבוסקולרית. קיצורים: AH = מספר הצטלבויות עם קורים; AA = מספר הצטלבויות עם ארבוסקולים; AV = מספר הצטלבויות עם שלפוחית; AT = המספר הכולל של צמתים; AN = מספר הצטלבויות עם שורשים שאינם מיקוריזה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

תוצאות הצביעה של שורשי הצמחים הפולשים בשיטה זו מוצגות באיור 1. המבנים (קורים, ארבוסקולים, נבגים ושלפוחיות) של AMF צבועים באדום, תאי קליפת השורש נצבעים באדום בהיר לאחר ההימנעות, והגליל המרכזי צבוע באדום. תוצאת הצביעה הזו מספיקה כדי להבחין בין המבנים הפטרייתיים מכיוון ש-AMF קיים בעיקר בקליפת הצמח. מתוצאת הצביעה ניתן להבחין במבנים ברורים כגון ארבוסקולים (A), קורים תוך-רדיקליים (IH), קורים חוץ-רדיקליים (EH), נבגים (S), שלפוחיות (V) והיפופודיה. ארבוסקולות ממוקמות בדרך כלל בתוך תאי קליפת המוח של ה...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

האינטראקציות בין צמחים פולשים ל-AMF הן מורכבות ומגוונות. חקר האינטראקציות האלה חיוני להבנת ההצלחה של צמחים פולשים וההשפעות האקולוגיות שלהם. הם יכולים להשפיע על יכולת הפולש של צמחים, על המבנה והתפקוד של מערכות אקולוגיות בקרקע ועל התחרותיות של צמחים מקומיים. קצב ההתיישבות משמש כאינדיקטור חשוב לחקר הקשר בין צמחים פולשים ל-AMF. הוא מספק מדד כמותי לביסוס קשרים סימביוטיים, הערכת יכולות פולשניות, ניתוח השפעות אקולוגיות וחקר תחרות הדדית, ובכך מעמיק את הבנתנו את האינטראקצי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

לסופרים אין מה לחשוף.

תודות

עבודה זו מומנה על ידי תוכנית המו"פ הלאומית של סין (2021YFD1400100, 2021YFC2600400 ו-2022YFC2601100), ועל ידי הקרן הלאומית למדע של סין (42207162).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
70% אלכוהולשנחאי אלאדין ביוכימיה טכנולוגיה ושות', בע"מR433197
תמיסת חומצה אצטיתשנחאי אלאדין ביוכימיה טכנולוגיה ושות', בע"מA116166
חומצה פוקסיןשנחאי אלאדין ביוכימיה טכנולוגיה ושות', בע"מA104917
תמיסת פורמלדהיד, פורמליןשנחאי אלאדין ביוכימיה טכנולוגיה ושות', בע"מF111941
גליצרולשנחאי אלאדין ביוכימיה טכנולוגיה ושות', בע"מG116203
חומצה הידרוכלורית, HClשנחאי אלאדין ביוכימיה טכנולוגיה ושות', בע"מH399657
חומצה לקטיתשנחאי אלאדין ביוכימיה טכנולוגיה ושות', בע"מL432769
ידני מערכת מיקרוסקופ BX43אולימפוס (סין) ושות', בע"מ
אשלגן הידרוקסיד, KOHשנחאי אלאדין ביוכימיה טכנולוגיה ושות', בע"מP112284

מקורות

  1. Genre, A., Lanfranco, L., Perotto, S. Unique and common traits in mycorrhizal symbioses. Nat Rev Microbiol. 18 (11), 649-660 (2020).
  2. Shi, J., Wang, X., Wang, E. Mycorrhizal symbiosis in plant growth and stress adaptation: from genes to ecosystems. Annu Rev Plant Biol. 74, 569-607 (2023).
  3. Evelin, H., Devi, T. S., Gupta, S., Kapoor, R. Mitigation of salinity stress in plants by arbuscular mycorrhizal symbiosis: current understanding and new challenges. Front Plant Sci. 10, 470(2019).
  4. Smith, S. E., Read, D. J. Mycorrhizal symbiosis. , Academic press. (2010).
  5. Bender, S. F., Conen, F., Heijden, M. vd Mycorrhizal effects on nutrient cycling, nutrient leaching and N2O production in experimental grassland. Soil Biol Biochem. 80, 283-292 (2015).
  6. Shen, K., et al. AM fungi alleviate phosphorus limitation and enhance nutrient competitiveness of invasive plants via mycorrhizal networks in Karst Areas. Front Ecol Evol. 8, 125(2020).
  7. Zhang, F. J., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi facilitate growth and competitive ability of an exotic species Flaveria bidentis. Soil Biol Biochem. 115, 275-284 (2017).
  8. Zhang, F., et al. AM fungi facilitate the competitive growth of two invasive plant species, Ambrosia artemisiifolia and Bidens pilosa. Mycorrhiza. 28 (8), 703-715 (2018).
  9. Spatafora, J. W., et al. A phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on genome-scale data. Mycologia. 108 (5), 1028-1046 (2016).
  10. Tedersoo, L., et al. High-level classification of the fungi and a tool for evolutionary ecological analyses. Fungal Diversity. 90 (1), 135-159 (2018).
  11. Meinhardt, K. A., Gehring, C. A. Disrupting mycorrhizal mutualisms: a potential mechanism by which exotic tamarisk outcompetes native cottonwoods. Ecol Appl. 22 (2), 532-549 (2012).
  12. Dong, L. J., Ma, L. N., He, W. M. Arbuscular mycorrhizal fungi help explain invasion success of Solidago canadensis. Appl Soil Ecol. 157, 103763(2021).
  13. Ramana, J. V., Tylianakis, J. M., Ridgway, H. J., Dickie, I. A. Root diameter, host specificity and arbuscular mycorrhizal fungal community composition among native and exotic plant species. New Phytol. 239 (1), 301-310 (2023).
  14. Mertz, S. M., Heithaus, J. J., Bush, R. L. Mass production of axenic spores of the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Trans British Mycol Soc. 72 (1), 167-169 (1979).
  15. Renker, C., Heinrichs, J., Kaldorf, M., Buscot, F. Combining nested PCR and restriction digest of the internal transcribed spacer region to characterize arbuscular mycorrhizal fungi on roots from the field. Mycorrhiza. 13 (4), 191-198 (2003).
  16. Bunn, R. A., Ramsey, P. W., Lekberg, Y. Do native and invasive plants differ in their interactions with arbuscular mycorrhizal fungi? A meta-analysis. J Ecol. 103 (6), 1547-1556 (2015).
  17. Majewska, M. L., Rola, K., Zubek, S. The growth and phosphorus acquisition of invasive plants Rudbeckia laciniata and Solidago gigantea are enhanced by arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza. 27 (2), 83-94 (2017).
  18. Huang, D., Sang, W. G., Zhu, L., Song, Y. Y., Wang, J. P. Effects of nitrogen and carbon addition and arbuscular mycorrhiza on alien invasive plant Ambrosia artemisiifolia. Chinese J Appl Ecol. 21 (12), 3056-3062 (2010).
  19. Zhang, Q., et al. Positive feedback between mycorrhizal fungi and plants influences plant invasion success and resistance to invasion. PLoS ONE. 5 (8), e12380(2010).
  20. Yang, Q., Li, B., Siemann, E. Positive and negative biotic interactions and invasive Triadica sebifera tolerance to salinity: a cross-continent comparative study. Oikos. 124 (2), 216-224 (2015).
  21. Li, L. Q., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi enhance invasive plant, Ageratina adenophora growth and competition with native plants. Chinese J Ecol. 35 (1), 79-86 (2016).
  22. QI, S. S., et al. Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on the growth and the competition of an invasive plant Wedelia trilobata. Microbiol China. 47 (11), 3801-3810 (2020).
  23. Phillips, J. M., Hayman, D. S. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans British Mycol Soc. 55 (1), 158-161 (1970).
  24. Koske, R. E., Gemma, J. N. A modified procedure for staining roots to detect VA mycorrhizas. Mycol Res. 92 (4), 486-488 (1989).
  25. Kormanik, P. P., Bryan, W. C., Schultz, R. C. Procedures and equipment for staining large numbers of plant root samples for endomycorrhizal assay. Can J Microbiol. 26 (4), 536-538 (1980).
  26. McGonigle, T. P., Miller, M. H., Evans, D. G., Fairchild, G. L., Swan, J. A. A new method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol. 115 (3), 495-501 (1990).
  27. Souza, T. Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Springer International Publishing. Switzerland. (2015).
  28. Chandwani, S., Maiti, S., Amaresan, N. Microbial Symbionts. , Academic Press. (2023).
  29. Piercey, M. M., Graham, S. W., Currah, R. S. Patterns of genetic variation in Phialocephala fortinii across a broad latitudinal transect in Canada. Mycol Res. 108 (Pt 8), 955-964 (2004).
  30. Jumpponen, A. R. I., Trappe, J. M. Dark septate endophytes: a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi. New Phytol. 140 (2), 295-310 (1998).
  31. Du, E., et al. Rhizoglomus intraradices and associated Brevibacterium frigoritolerans enhance the competitive growth of Flaveria bidentis. Plant Soil. 453, 281-295 (2020).
  32. Wang, S. Y., et al. Practical methods for arbuscular mycorrhizal fungal spore density, hyphal density and colonization rate of AMF. Bio-protocol. 101, e2104253(2022).
  33. Sheng, P., Liu, R., Li, M. Methodological comparison of observation and colonization measurement of arbuscular mycorrhizal fungi. MYCOSYSTEMA. 30 (4), 519-525 (2011).
  34. Grace, C., Stribley, D. P. A safer procedure for routine staining of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Mycol Res. 95 (10), 1160-1162 (1991).
  35. Vierheilig, H., Coughlan, A. P., Wyss, U., Piche, Y. Ink and vinegar, a simple staining technique for arbuscular-mycorrhizal fungi. Appl Environ Microbiol. 64 (12), 5004-5007 (1998).
  36. Vierheilig, H., Schweiger, P., Brundrett, M. An overview of methods for the detection and observation of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Physiol Plant. 125 (4), 393-404 (2005).
  37. Dalpé, Y., Séguin, S. M. Microwave-assisted technology for the clearing and staining of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Mycorrhiza. 23, 333-340 (2013).
  38. Biermann, B., Linderman, R. G. Quantifying vesicular-arbuscular mycorrhizae: a proposed method towards standardization. New Phytol. 87 (1), 63-67 (1981).
  39. Bethlenfalvay, G. J., Pacovsky, R. S., Brown, M. S. Measurement of mycorrhizal infection in soybeans. Soil Sci Soc Am J. 45 (5), 871-875 (1981).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

AMF
הסרטון יגיע בקרוב

מאמרים קשורים