הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

רכישת כליות במודל פרה-קליני של בעלי חיים גדולים

1.1K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/67835

⸱

2 במאי 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Pathology, Johns Hopkins University School of Medicine, 3Department of Molecular and Comparative Pathobiology, Johns Hopkins University School of Medicine, 4Department of Visceral, Transplant and Thoracic Surgery, Innsbruck Medical University

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

כאן, אנו מציגים פרוטוקול המפרט מודל כירורגי לרכישת כליות במודל חזירים פרה-קליני לזלוף מכונה או השתלה לאחר מכן.

תקציר

זלוף מכונה התפתח כאסטרטגיה בת קיימא להערכה, ניטור, טיפול, אופטימיזציה של איברים מחוץ לגוף , כמו גם להארכת זמני השימור. מודלים של בעלי חיים גדולים היו בעלי חשיבות עליונה לפיתוח ואופטימיזציה של טכנולוגיות אלה. עם זאת, על מנת להבטיח את איכות השתל ושחזור הנתונים, יש לעקוב אחר טכניקות כירורגיות סטנדרטיות וניתנות לתרגום קליני לרכישת איברים ורקמות. לפיכך, כאן, אנו מתארים פרוטוקול אופטימלי לרכישת כליות במודל חזירים פרה-קליני. התאוששות הכליות מתבצעת באמצעות חזירים מגזע מעורב (יורקשייר קרוס/מיקס). בקצרה, לאחר חיטוי סטרילי ועטיפה של שדה הניתוח, מבוצע חתך שלם בקו האמצע כדי לקבל גישה אופטימלית לשתי הכליות. השופכן, וריד הכליה והעורק מנותחים עד שמקורם בווריד הנבוב התחתון ובאבי העורקים, בהתאמה. לאחר דיסקציה מלאה של הכליה, השופכן נקשר ונחתך דיסטלי. לאחר מכן החיה התורמת עוברת הפרין מלא עם 100 יחב"ל לק"ג/משקל גוף. לאחר מכן, עורק הכליה מהודק קרוב לאבי העורקים, ווריד הכליה מהודק קרוב לווריד הנבוב באמצעות מהדק כלי דם של סטינסקי. לאחר מכן כורתים את שתל הכליה, ועורק הכליה מועבר מיד לשולחן האחורי. לאחר מכן הכליה תישטף בתמיסת שימור קרה כקרח ותאוחסן על קרח עד לזלוף מכונה או השתלה. לבסוף, גדם עורק הכליה נקשר בקשירה של משי 2-0, והווריד הנבוב נסגר בתפר פוליפרופילן 6-0. טכניקה זו משחזרת כליות ומדמה הגדרת תורם חי (כליה יחידה) או נפטר (כליה כפולה). התאוששות הכליה הבודדת מציעה את היתרון לביצוע השתלה אוטומטית לאחר מכן. במודל התורם שנפטר, ניתן לאסוף דם לפני המתת חסד על ידי החדרת מחטי שקיות דם ישירות לתוך אבי העורקים, ובכך להוציא את בעל החיים ולספק דם לזלוף מכונה ex vivo .

מבוא

השתלת כליה היא הטיפול האופטימלי למחלת כליות סופנית (ESRD), ומספקת איכות חיים משופרת ותוצאות ארוכות טווח בהשוואה לדיאליזה1. למרות ההתקדמות בשימור איברים, עשרות אנשים מתים מדי יום מ-ESRD בעודם ברשימת ההמתנה להשתלת כליה2. זלוף מכונה הוא תחום צומח המגדיל את זמני השימור, ומאפשר רשתות תורמים מורחבות והקצאת איברים יעילה יותר. טכנולוגיה זו מאפשרת גם ניטור ואופטימיזציה של איברים מחוץ לגוף, ובכך למזער את ההשפעות של פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה (IRI). בהשוואה לאחסון קר סטטי (SCS), הוכח כי זלוף מכונה מפחית משמעותית את השכיחות של תפקוד השתל המושהה 3,4. זלוף מכונה הוכיח גם החייאת שתלים שוליים, שאחרת לא היו עומדים בקריטריונים להשתלה5. למרות ההתקדמות הטכנולוגית, טכניקת השימור הנפוצה ביותר נותרה SCS על קרח. ניסויים ונתונים פרה-קליניים נוספים יכולים לעזור להפוך את זלוף המכונה לעמוד התווך של שימור הכליות.

מודל החזיר להשתלת כליה מבוסס היטב והיה חלק בלתי נפרד מפיתוח טכנולוגיית שימור הכליות, במיוחד זלוף מכונות. בניגוד לכליות מכרסמים לא אילובולריות, כליות חזיר ואדם הן שתיהן רב-לוליות, דומות בגודלן, וחולקות אנטומיה מקבילה של העורקים, הוורידים והשתן 6,7. לכן, הכליה החזירית מאפשרת תרגום ישיר למסגרת הקלינית, במיוחד במונחים של מכשירים רפואיים וטיפולים תרופתיים. בנוסף, כליות חזיר מראות פתופיזיולוגיה דומה של IRI כמו כליות אנושיות8, מה שהופך אותן לאידיאליות למחקרי שימור כליות.

על מנת להבטיח את איכות השתל ושחזור הנתונים, יש להקפיד על טכניקות כירורגיות סטנדרטיות וניתנות לתרגום קליני לרכישת איברים ורקמות. לפיכך, כאן, אנו מתארים פרוטוקול אופטימלי לרכישת כליות במודל חזירים פרה-קליני. פרוטוקול זה מאפשר התאוששות של כליות ומדמה מסגרת של תורם חי (כליה יחידה) או מת (כליה כפולה). התאוששות הכליה הבודדת מציעה את היתרון של ביצוע השתלה אוטומטית לאחר מכן. במודל התאוששות הכליה הכפולה, איסוף דם לפני המתת חסד אפשרי על ידי החדרת מחטי שקיות דם ישירות לתוך אבי העורקים, ובכך להוציא את בעל החיים ולספק דם לזלוף במכונה ex vivo .

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל ההליכים המתוארים אושרו על ידי ועדת הטיפול והשימוש המוסדיים של אוניברסיטת ג'ונס הופקינס, מוסד מוסמך של משרד החקלאות של ארצות הברית (USDA), המשרד לרווחת חיות מעבדה (OLAW) ומוסד מוסמך של האגודה להערכה והסמכה של טיפול בחיות מעבדה (AAALAC). בעלי החיים הוחזקו בהתאם לחוק רווחת בעלי החיים של משרד החקלאות של ארצות הברית, המדריך של המכונים הלאומיים לבריאות לטיפול ושימוש בחיות מעבדה, ומדיניות שירות בריאות הציבור של ארצות הברית בנושא טיפול ושימוש הומני בחיות מעבדה.

1. בעלי חיים ודיור

  1. השתמש בחזירי יורקשייר בריאים קלינית בני 3-6 חודשים במשקל 20-40 ק"ג (Sus scrofa domesticus), או דומה, לפרוטוקול זה.
  2. שיכנו את בעלי החיים במסלולי גידור שרשרת עם ריצוף דקים.

2. הליך טרום ניתוחי והרדמה

  1. צמו את בעל החיים לפחות 12 שעות לפני זמן ההרגעה.
  2. יש לתת סימטיקון דרך הפה (20 מ"ג/ק"ג) לפחות 12 שעות לפני הניתוח ולחזור על המינון לפחות שעה אחת לפני הטשטוש כדי להפחית את התרחבות המעי.
  3. יש לתת קטמין (20-30 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (2-3 מ"ג/ק"ג) במזרק יחיד תוך שרירי כדי למנוע זריקות מרובות.
  4. העבירו את החזיר לאזור ההיערכות לפני הניתוח. הנח קטטר תוך ורידי בווריד אוזן שולי. יש לתת 3-10 מ"ג/ק"ג/שעה של 0.9% תמיסת מלח או תמיסת רינגר חלב לאורך כל ההליך.
  5. לאחר שהחזיר מקבל הרדמה מספקת, הנח צינור אנדוטרכיאלי (צינור אנדוטרכאלי אזוק 6.0-6.5 מ"מ לבעל חיים במשקל 20-30 ק"ג; 6.5-7.0 מ"מ אזוק ל-30-40 ק"ג) למתן הרדמה בגז והנשמה מכנית. במידת הצורך, יש להקל על מינון של פרופופול (0.8-1.66 מ"ג/ק"ג) תוך ורידי, הניתן ביעילות.
  6. הסר את השיער על ומסביב לאתר הניתוח באמצעות קוצץ, כמו גם קרצוף מלוכלך של אתר הניתוח, לפני העברת החיה לחדר הניתוח.
  7. העבירו את החיה לשולחן הניתוחים. יש לתת צפזולין (20-22 מ"ג/ק"ג) תוך ורידי 10 דקות לפני תחילת הניתוח ושוב כל 90 דקות תוך כדי הניתוח. מתן פנטופרזול (0.5-1 מ"ג/ק"ג) תוך ורידי בתחילת הניתוח.
  8. יש לתת בלוק מקומי תת עורי עם לידוקאין (עד 2 מ"ג/ק"ג) כדי להקל על תוספת משככי כאבים לפני החתך.
  9. הכינו אספטית את מקום הניתוח, לסירוגין בין כלורהקסידין או בטדין ל-70% אתנול או מי מלח, לפחות שלוש פעמים.
  10. עקוב באופן רציף אחר נפח הנוזלים, קצב הלב, לחץ הדם, אוקסימטריית הדופק, קפנוגרפיה, אלקטרוקרדיוגרפיה וטמפרטורת פי הטבעת. רשום ערכים אלה כל 10-15 דקות. השתמשו בפד תחתון מחומם ובשמיכת אוויר חם כדי למנוע היפותרמיה.
  11. לפני תחילת הניתוח, ודא שהחיה נמצאת במישור המתאים של הרדמה כירורגית על ידי שימוש בשילוב של טונוס הלסת, רפלקס פלפברלי ופרמטרים המפורטים בשלב הקודם.

3. הליך קצירת כליות

  1. הכן את בעל החיים לניתוח, לפי השלבים המתוארים בסעיף 2.
  2. לאחר חיטוי סטרילי ועטיפה של שדה הניתוח, בצע לפרוטומיה חציונית (25-30 ס"מ) כדי לקבל גישה אופטימלית לשתי הכליות. הכנס מפסק בטן רגיל.
  3. מכסים את המעי הגס והמעי הדק במגבות ספוגות במי מלח חמים. משוך את המעיים לצד ימין לגישה לכליה השמאלית או לצד שמאל לגישה לכליה הימנית.
  4. פתח את הצפק המכסה את הכליה ונתח סביב הכליה כדי לשחרר הידבקויות. נתח את השופכן עד לקבלת אורך של 10-12 ס"מ.
  5. לנתח את וריד הכליה והעורק עד למקורם מהווריד הנבוב התחתון ומאבי העורקים, בהתאמה.
  6. לאחר דיסקציה מלאה של הכליה, קושרים את השופכן דיסטלי עם קשירה משי 2-0 וחותכים קרוב לעניבה. השאר את קצה השופכן הפרוקסימלי פתוח כדי לאפשר ניקוז שתן.
  7. יש להפרין את בעל החיים בהפרין תוך ורידי (100 יחב"ל/ק"ג) ולהמתין 2 דקות כדי להבטיח הפריניזציה מספקת של הכליה. יש לחזור על שלב זה לפני כריתת כל כליה.
  8. מהדקים את עורק הכליה ווריד הכליה קרוב לאבי העורקים ולווריד הנבוב התחתון, בהתאמה, בעזרת שני מהדקי כלי דם של סטינסקי. הסר את שתל הכליה על ידי חיתוך עורק הכליה והווריד קרוב למהדקים.
  9. קנולציה מיידית של עורק הכליה עם צינורית זלוף קצה קהה של 3 מ"מ. שטפו את הכליה בתמיסה קרה כקרח של אוניברסיטת ויסקונסין (UW) או בתמיסת שימור Custodiol Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK).
  10. הסר את צינורית הזלוף לאחר שטיפה עם UW או HTK והנח את הכליה בשקית איברים סטרילית מלאה באותה תמיסת שימור קרה כקרח ששימשה לשטיפת הכליה. הניחו את השקית הזו בתוך שקית איברים סטרילית שנייה. לאחר מכן אחסן את האיבר או התחל זלוף מכונה.
  11. קשרו את גדם עורק הכליה עם קשירה של משי 2-0. סגור את גדם וריד הכליה עם תפר ריצה דו שכבתי עם 6-0 פוליפרופילן.

4. הליך קצירת דם

  1. אם ההליך הוא סופני וכל ההתערבויות הכירורגיות האחרות בוצעו, המשך בקצירת דם לזלוף מכונה והמתת חסד על ידי הוצאה.
  2. החזירו את המעיים לצד ימין וזהו את אבי העורקים הבטני האינפרא-כליה. שחרר הידבקויות גדולות או רקמות המכסות את הכלי.
  3. הכנס את מחט שקית איסוף הדם ישירות לתוך אבי העורקים. תלו את השקית מתחת לבעל החיים כדי להקל על המילוי. לאחר שהשקית מלאה (כ-450 מ"ל דם), הוציאו את המחט מאבי העורקים והחזיקו לחץ על מקום הניקוב.
  4. לשקית דם שנייה, הכנס את המחט החדשה 1-2 ס"מ קרוב לאתר הניקוב הקודם. חזור על הפעולה עם שקיות דם מרובות לפי הצורך, נע 1-2 ס"מ קרוב עם כל מחט.
  5. לאחר איסוף כל הדם הדרוש, יש לגרום לדום לב עם הזרקה תוך ורידית של נתרן פנטוברביטל/פניטואין במינון של לפחות 78 מ"ג/ק"ג של מרכיב הפנטוברביטל. אם יש חשש שפנטוברביטל יפריע לבדיקות הבאות של הכליה, השתמש באשלגן כלורי (KCl) (75-100 מ"ג/ק"ג IV) כשיטת המתת חסד כימית חלופית אם הוא ניתן לחזירים בהרדמה. ודא מוות על ידי חוסר דופק, היעדר רפלקס קרנית וירידה משמעותית בטמפרטורת הגוף.
    הערה: ניתן להשתמש באיברים וברקמות הנותרים של החזיר המוקרב למטרות מחקר או חינוך אחרות בהתאם לעקרונות 3R.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

לקבוצת המחקר שלנו ניסיון רחב המשתרע על פני כמעט 15 שנים עם מודלים חזיריים של השתלת איברים מוצקים והשתלת אלוקולריות מרוכבות 9,10,11,12,13,14,15,16,17 . כאן, אנו מתארים את התוצאות של ניסויי ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

מודל החזיר להשתלת כליה היה חיוני לפיתוח ואופטימיזציה של טכנולוגיית זלוף מכונות. בהתחשב בדמיון האנטומי, האימונולוגי והפתופיזיולוגי לכליות אנושיות 6,7,8, כליות חזיר מציעות תרגום קל לבדיקות קליניות ולתרגול.

ניתן להשתמש במודל של רכישת כליות חזיר למגוון ניסויים פרה-קליניים. במודל של תורם חי, ניתן לשחזר ולשמר כליה בודדת, עם השתלה עצמית והסרה של ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין ניגודי אינטרסים לחשוף.

תודות

המחברים רוצים להודות לטכנאים הווטרינריים הרבים בבית הספר לרפואה של אוניברסיטת ג'ונס הופקינס על הסיוע הטכני שלהם. ברצוננו גם להביע את תודתנו לד"ר ג'סיקה איזי ואמנדה מקסוול, ולמתמחים הווטרינריים הרבים, כולל ד"ר מלורי בראון, ג'סיקה פלנקרד ואלכסיס רואץ' על שסיפקו לבעלי החיים שלנו טיפול קליני ופיקוח וטרינרי מעולה. לבסוף, ברצוננו להודות לכל חברי המעבדה להשתלה מרוכבת של כלי דם (VCA) בבית הספר לרפואה של ג'ונס הופקינס שסייעו בכל תפקיד ברכישת כליות או בהליכי רכישת איברים אחרים שבוצעו במעבדה שלנו. עבודה זו נתמכה על ידי מענק המכון הלאומי לסוכרת ומחלות עיכול וכליות (NIDDK) R44DK136396.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
תמיסת 70% אתנולפישר סיינטיפיק04-355-122
Adson Tissue ForceA2: D30ps, 4.75", 1 x 2 שינייםוקסלר כירורגיהFL0081.1
שמיכת גוף בריאות בעלי חיים של Bair Hugger3M53777
יחידת חימום Bair Hugger3M77500
רטרקטור בטני של בלפור עם להבים צדדיים קבועים, עומק 4 אינץ', פיזור מקסימלי של 10 אינץ'MPM Medical Supply124-7017
תמיסת בטדין (5% פרובידון-יוד)MWI בריאות בעלי חייםNDC-67618-155-01
ספאזולין להזרקה, USPMWI בריאות בעלי חייםNDC-63323-237-10
תמיסת כלורהקסידיןMWI בריאות בעלי חייםNDC-30798-624-31
משמורת  פתרון שימור האיברים של HTKתרופות חיוניות25767073545
מלקחי רקמות DeBakey, 7.75", קצה 2 מ"מוקסלר כירורגיהFL0789.1
יותאסול (פנטוברביטל נתרן ופניטואין נתרן)וירבאקNDC-051311-050-01
הזרקת נפרן להפארין, USPMWI בריאות בעלי חייםNDC-71288-402-10
בקר ניהול טמפרטורת נקניקיותאוגוסטין כירורגיה בע"מ.WC71V
מזרן חימום תחתון וטרינרי של Hot Dogאוגוסטין כירורגיה בע"מ.V106
תיק בידוד Invisishield, בגודל 20" x 20"מדלייןDYNJSD1003
מחזיק מחט Micro של Jacobson, לסתות ישרות, ידית עגולה, 7.25"וקסלר כירורגיהNL0729.11
תמיסה להזרקת קטמין הידרוכלורידNexGen PharmaceuticalsNC-0256
ספוגי לאפ בגודל 18" x 18"מדלייןMDS231318LF
מספריים מסוג Metzenbaum Discuts, 7" מעוקלתוקסלר כירורגיהSL5011.1S
צינור יניקה לא מוליכה עם מחברים מסולסלים, 1/4" x 10'מדלייןDYND50251
נתרן פנטופרזול להזרקהMWI בריאות בעלי חייםNDC-55150-202-00
קנולה פרפוזיה, זרימה חופשית, קצה קהה 3 מ"מפתרונות הברית של MEDPER-3003S
קצה הנורה הקשיח יאנקאוארמדלייןDYND50130
מהדק Satinsky, לסתות אטראומטיביות בזווית 30 מ"מ של DeBakey, שוקיים מעוקלים, 10"וקסלר כירורגיהAL2150.1
ידית סכין #3וורלד פרסיז'ן אינסטרומנטס500236
סרבייטור B UW (אוניברסיטת ויסקונסין)פתרונות השתלות גלובלייםJFISERB10A r2
יחידת איסוף בודדת ממולאת מראש CPDA-1, 450 מ"למעבדות יורגנסןJO520
עניבת תפר סופסילק, 2-0, שחור, 18"CovidienS-195
להב סכין ניתוח מס' 10וורלד פרסיז'ן אינסטרומנטס500239
תפר Surgipro II, 6-0, כחול, 30", כפול זרוע, מחט CV-22CovidienVP-733-X
וילון ניתוחי בשלושה רבעיםמדלייןDYNJP2414
עיפרון אלקטרוכירורגי של Valleylab עם אלקטרודות מפלדת אל-חלדCovidienCVNE2516H
גנרטור אלקטרוכירורגי Valleylab Force FXcCovidienMFI-MDT-FORCE-FXC
אלקטרודת החזרת מטופלים מבוגרים פוליהזיבית ValleylabCovidienE7507-SD
תמיסה להזרקה של זילזין הידרוכלורידNexGen PharmaceuticalsNC-0334

מקורות

  1. Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. JAMA. 294 (21), 2726-2733 (2005).
  2. Lentine, K. L., et al. OPTN/SRTR 2022 annual data report: Kidney. Am J Transplant. 24 (2S1), S19-S118 (2024).
  3. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  4. Malinoski, D., et al. Hypothermia or machine perfusion in kidney donors. N Engl J Med. 388 (5), 418-426 (2023).
  5. Hamar, M., Selzner, M. Ex vivo machine perfusion for kidney preservation. Curr Opin Organ Transplant. 23 (3), 369-374 (2018).
  6. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  7. Bagetti Filho, H. J., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  8. Giraud, S., et al. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127(2011).
  9. Girard, A. O., et al. Hickman catheter use for long-term vascular access in a preclinical swine model. J Vis Exp. (193), e65221(2023).
  10. Gerling, K. A., et al. A novel sutureless anastomotic device in a swine model: A proof of concept study. J Surg Res. 291, 116-123 (2023).
  11. Etra, J. W., et al. Latissimus Dorsi myocutaneous flap procedure in a swine model. J Invest Surg. 34 (12), 1289-1296 (2021).
  12. Etra, J. W., et al. A skin rejection grading system for vascularized composite allotransplantation in a preclinical large animal model. Transplantation. 103 (7), 1385-1391 (2019).
  13. Al-Rakan, M., et al. Ancillary procedures necessary for translational research in experimental craniomaxillofacial surgery. J Craniofac Surg. 25 (6), 2043-2050 (2014).
  14. Santiago, G. F., et al. Establishing cephalometric landmarks for the translational study of Le Fort-based facial transplantation in Swine: enhanced applications using computer-assisted surgery and custom cutting guides. Plast Reconstr Surg. 133 (5), 1138-1151 (2014).
  15. Ibrahim, Z., et al. Cutaneous collateral axonal sprouting re-innervates the skin component and restores sensation of denervated Swine osteomyocutaneous alloflaps. PLoS One. 8 (10), e77646(2013).
  16. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. J Vis Exp. (80), e50475(2013).
  17. Wachtman, G. S., et al. Biologics and donor bone marrow cells for targeted immunomodulation in vascularized composite allotransplantation: a translational trial in swine. Transplant Proc. 43 (9), 3541-3544 (2011).
  18. Kaths, J. M., et al. Heterotopic renal autotransplantation in a porcine model: A step-by-step protocol. J Vis Exp. 108, e53765(2016).
  19. Liu, W. J., et al. Orthotopic kidney auto-transplantation in a porcine model using 24 hours organ preservation and continuous telemetry. J Vis Exp. (162), e61591(2020).
  20. Steinhauser, C., et al. Assessment of hemodynamic and blood parameters that may reflect macroscopic quality of porcine kidneys during normothermic machine perfusion using whole blood. World J Urol. 42 (1), 471(2024).
  21. Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for graft quality assessment prior to transplantation. Am J Transplant. 18 (3), 580-589 (2018).
  22. Urcuyo, D., et al. Development of a prolonged warm ex vivo perfusion model for kidneys donated after cardiac death. Int J Artif Organs. 40 (6), 265-271 (2017).
  23. Vallant, N., et al. A comparison of pulsatile hypothermic and normothermic ex vivo machine perfusion in a porcine kidney model. Transplantation. 105 (8), 1760-1770 (2021).
  24. Hosgood, S. A., Saeb-Parsy, K., Hamed, M. O., Nicholson, M. L. Successful transplantation of human kidneys deemed untransplantable but resuscitated by ex vivo normothermic machine perfusion. Am J Transplant. 16 (11), 3282-3285 (2016).
  25. Vallant, N., Wolfhagen, N., Sandhu, B., Hamaoui, K., Papalois, V. Delivery of mesenchymal stem cells during hypothermic machine perfusion in a translational kidney perfusion study. Int J Mol Sci. 25 (9), 5038(2024).
  26. Uzarsk, J. S., et al. Sustained in vivo perfusion of a re-endothelialized tissue engineered kidney graft in a human-scale animal model. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1184408(2023).
  27. Anand, R. P., et al. Design and testing of a humanized porcine donor for xenotransplantation. Nature. 622 (7982), 393-401 (2023).
  28. Pan, W., et al. Cellular dynamics in pig-to-human kidney xenotransplantation. Med. 5 (8), 1016-1029 (2024).
  29. Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to- date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

רכישת כליות במודל פרה-קליני של בעלי חיים גדולים
צור קשר
המלצה לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

2026 © זכויות יוצרים MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.