הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

בדיקת שדות עדשים לנוכחות נבילת פוסריום וריקבון שורשים בטורקיה תחת אקלים יבשתי

857 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/68156

⸱

11 באפריל 2025

 ,  ,  , 
1Department of Plant Protection, Faculty of Agriculture, Yozgat Bozok University, 2Department of Plant Protection, Faculty of Agriculture, University of Tokat Gaziosmanpaşa, 3Department of Field Crops, Faculty of Agriculture, Yozgat Bozok University

במאמר זה

סיכום

מחקר במחוז יוזגת מצא כי גורמים ביוטיים, כגון מחלות פטרייתיות כמו נבילה וריקבון שורשים, מגבילים את ייצור העדשים. מבודדי פוסריום נמצאו ב-95.4% מהדגימות, מה שמרמז על סקרים מקומיים תקופתיים וניטור קבוע לפיתוח טכנולוגיה בת קיימא ואסטרטגיות בקרה יעילות.

תקציר

עדשים הן צמח קטניות חשוב המאביק את עצמו. ייצורו מוגבל על ידי גורמים ביוטיים שונים, במיוחד חומרים פטרייתיים הגורמים לקומפלקס הנבילה וריקבון השורשים. המחקר נועד להבין את האפידמיולוגיה והאטיולוגיה האזורית של גורמים פטרייתיים פיטופתוגניים כדי לפתח אסטרטגיות בקרה נגד Fusarium spp הנישא בקרקע. מחקר זה חקר 83 יישובים לזריעת עדשים במחוז יוזגת עבור מחלות נבול, שורש וריקבון כתר הנגרמות על ידי מיני פוסריום נפוצים במהלך 2022 ו-2023. צמחי עדשים סימפטומטיים נאספו לבידוד וזיהוי פטרייתי. מבודדי הפוסריום קובצו לפי מורפולוגיה של המושבה ותורבו על מדיום PDA. יתר על כן, DNA גנומי שהתקבל מבודדי Fusarium נותח באמצעות PCR והושווה לבודדי Fusarium אחרים הרשומים ב-NCBI GenBank. הקשרים הגנטיים בין מבודדי Fusarium נקבעו בשיטת Maximum Parsimony (MP) בתוכנית Mega 11. התוצאות, השכיחות הממוצעת ושיעור חומרת המחלה של מחלות נבילה וריקבון שורשים במחוז יוזגת נקבעו כ-16.9% ו-38.6%, בהתאמה. מבודדי פוסריום נמצאו ב-95.4% מהדגימות. הייתה הומוגניות של רצף נוקלאוטידים של 99.5% עד 100% בקרב מבודדים של F. oxysporum, F. culmorum, F. graminearum, F. acuminatum ו-F. solani , והמין המבודד ביותר היה F. oxysporum. הדנדרוגרמה MP של מבודדי Fusarium חולקה לשני ענפים עיקריים, הענף הראשון כלל את כל מבודדי F. solani . הענף העיקרי השני כלל מיני Fusarium אחרים שבודדו במחקר הנוכחי וב-NCBI GenBank. המחקר מציע סקרים מקומיים תקופתיים כדי לקבוע את תדירות נבילת הפוסריום לדיכוי בעדשים. מומלץ מאוד לדכא בזמן נזקים מבוססי פוסריום כדי לשלוט במחלה ולשמר את מערכת ייצור העדשים.

מבוא

עדשים (Lens culinaris Medik.), קטנית קטנה למאכל השייכת למשפחת Fabaceae, היא יבול המאביק את עצמו בעונה קרירה עם עלים דמויי מחט ופרחים לבנים עד סגולים בהירים או סגולים כהים1. הוא בוית על ידי בני אדם לפני כ-10,000 שנה בחלק המסופוטמי של הסהר הפורה והתפשט במהירות לעולם החדש, כולל אגן הים התיכון ומרכז אסיה, ומאוחר יותר התאזרח באמריקה2. שטח גידול העדשים העולמי הוא כ-5.5 מיליון דונם עם ייצור של 6.6 מיליון טון3. טורקיה מדורגתבמקום הרביעי בייצור עדשים אחרי קנדה, הודו ואוסטרליה. גידול עדשים בטורקיה חשוב מאוד ומהווה 6.7% מהייצור העולמי. סך ייצור העדשים של טורקיה הוא 474,000 טון והוא מיוצר בלפחות 40 מחוזות4. כ-89.5% מייצור העדשים בטורקיה מורכב מעדשים אדומות וירוקות, המהוות 10.5% מיבול החורף באזור דרום מזרח אנטוליה. שאר היבול גדל כגידולי קיץ. מחוזות יוזגאט (39.5%), קוניה (23.7%), קירשהיר (16.3%), צ'ורום (7.6%) ואנקרה (2.9%) תורמים במידה רבה לייצור העדשים הירוקות4. ייצור עדשים יכול להיות מוגבל על ידי גורמי לחץ ביוטיים ואביוטיים. כפור ובצורת הם גורמי הלחץ האביוטיים הנפוצים ביותר בייצור עדשים ירוקות בקיץ5. מחלות פטרייתיות כמו קומפלקס ריקבון נבול, שורש וכתר הנגרמות על ידי Ascochyta lentis, Rhizoctonia solani, R. bataticola, Aphanomyces euteiche, Pythium ומיני Fusarium הן המחלות הפטרייתיות החשובות ביותר, הגורמות לשילוב של מחלות כולל שיכוך, דלקת שתילים, נבילה וריקבון שורשים, בהתאם לעיתוי ההדבקה, רגישות המארח ותנאים מטאורולוגיים 6,7, 8.

פוסריום היא פטרייה חוטית לא מושלמת הנמצאת באדמה, בצמחים ובמצעים אורגניים והיא סוג קוסמופוליטי בין פתוגנים אלה9. הוא גורם למחלות שונות כגון נבילת פוסריום, ריקבון שורש וריקבון צווארון שורש, כמו גם דלקת ראש פוסריום בחיטה, נבילת פוסריום בקוקורביטים וריקבון שורשים ברוב הקטניות, כולל עדשים 10,11,12. ריקבון צווארון הנבילה של כלי הדם, השורש והשורש הנגרם על ידי Fusarium spp. היא המחלה החשובה ביותר של עדשים באזורי גידול עדשים רבים ברחבי העולם10. Fusarium oxysporum הוא מין הפוסריום הנפוץ ביותר הקשור לריקבון נבול, שורש ושורש בעדשים. ברחבי העולם, מחלות נבולה, שורש וריקבון כתר נגרמות על ידי F. graminearum, F. sporotrichioides, F. equity, F. acuminatum, F. redolent, F. avenaceum, F. culmorum, F. solani ו- F. verticillioides באזורי שתילת עדשים7. מחלות ריקבון שורש וכתר הנגרמות על ידי Fusarium spp. מתרחשות הן בשלבי השתיל והן בשלבי הבגרות וגורמות לנבילה פתאומית, ייבוש ובסופו של דבר מוות של העלים. תסמיני המחלה כוללים ריקבון זרעים, ריקבון שורשים, עלעלים עליונים נבולים, עיכוב, התכווצות וסלסול עלים. בשלבים האמצעיים והמאוחרים של מילוי התרמילים, הזרעים בדרך כלל מתכווצים, ותסמיני השורש כוללים עיכוב בצמיחה, שינוי צבע חום, קצות שורשים פגומים והתפשטות של שורשים משניים. ייתכן שלא נראה שינוי צבע של רקמת כלי הדם בכל המקרים13.

באזור מרכז אנטוליה נערכו מחקרים על מצב מחלות נבילה וריקבון שורשים בעדשים במספרים מוגבלים. ליוזגת יש אקלים מתון ומתון עם שפע גשמים בחורף בהשוואה לקיץ והיא מסווגת כ-Dsb (אקלים יבשתי חם ולח) על ידי קופן וגייגר14. הטמפרטורה הממוצעת היא 9.6 מעלות צלזיוס עם משקעים ממוצעים של 512 מ"מ. יוזגת ממוקמת בחצי הכדור הצפוני. הקיץ מתרחש ביוני, יולי, אוגוסט וספטמבר. חשוב מאוד שיהיה מידע על האפידמיולוגיה והאטיולוגיה האזורית של הגורמים הפטרייתיים הפיטופתוגניים הגורמים למחלה לפיתוח אסטרטגיות בקרה שונות נגד Fusarium spp. הנישאים באדמה, כדי לשלוט במחלה15. בהקשר זה, מטרות המחקר הנוכחי הן לקבוע ולזהות - את פרמטרי המחלה (שכיחות, שכיחות וחומרת המחלה) של מחלות נבולה, שורש וריקבון כתר בעדשים על ידי ביצוע סקר במחוז יוזגת, שם כ-40% מכלל ייצור העדשים הירוקות נעשה לבד, הפוסריום הפתוגני מינים הגורמים לנבילה וריקבון שורשים בעדשים על ידי ניתוחים מורפולוגיים ומולקולריים, ולקבוע את רמות האלימות האישיות של מיני הפוסריום על ידי ביצוע בדיקות פתוגניות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

הערה: פרטי הריאגנטים והציוד המשמש במחקר מפורטים בטבלת החומרים.

1. סקר שדה, דגימה ובידוד פטרייתי

הערה: עבודות הסקר בוצעו בשנים 2022 ו-2023, על פי Endes16. בסך הכל נצפו 83 אזורי שתילת עדשים המכסים תשעה מחוזות במחוז יוזגת עבור מחלת ריקבון צווארון נבול, שורש ושורש (איור 1).

  1. בחר שדות עדשים בשטח של מעל 1000 מ"ר כאזור דגימה. אסוף כל דגימה על ידי הליכה אקראית מהגבול למרכז או לאמצע השדה על ידי זיגזגים ההולכים לאורך האלכסונים באמצעות מסגרת של 1 מ"ר , והצבתה באופן אקראי במינימום של שלוש נקודות שונות שנבחרו באופן אקראי. אספו צמחי עדשים המראים תסמיני מחלה מכל נקודה, הכניסו אותם לשקיות נייר והעבירו אותם למעבדה לשימוש במחקרי בידוד וזיהוי פטריות.
    הערה: השורשים וצווארוני השורש של צמחי עדשים חולים שהועברו למעבדה נשטפו תחילה במי ברז כדי להיפטר משאריות גסות; מאוחר יותר, הם עברו חיטוי פני השטח לבידוד הפתוגנים הפטרייתיים כפי שתואר על ידי אנדס16.
  2. משרים רקמות צמחים חולות באתנול 70% למשך 10-15 שניות, ולאחר מכן שוטפים 3 פעמים למשך 3 דקות כל אחת במים סטריליים. החזיקו את כולם ב-1% נתרן היפוכלוריט (NaOCl) למשך 5 דקות, ושטפו 3 פעמים למשך 5 דקות כל אחד שוב במים סטריליים.
  3. יבש את רקמות הצמח הרטובות על ניירות סינון בארון סטרילי כדי לסיים את תהליך חיטוי פני השטח. לאחר מכן, חותכים את רקמות הצמח המחוטאות לחתיכות באורך 5-10 מ"מ ומניחים 4-5 חתיכות על מדיום PDA המכיל 0.01% סטרפטומיצין בתוך צלחות פטרי (קוטר 90 מ"מ). הכניסו את צלחות הפטרי לחממה בחושך בטמפרטורה של 25 ± 1 מעלות צלזיוס למשך 4-7 ימים והתבוננו בצמיחת הפטרייה.
    הערה: המבודדים הפטרייתיים המתפתחים טוהרו בשיטת בידוד הנבגים הבודדים. למטרה זו, המחקר שנערך על ידי Choi et al.17 על השגת תרביות נבגים בודדות של פטריות השייכות ל-Ascomycetes, Basidiomycetes, Coelomycetes ו-Hyphomycetes שונו ושימשו כמתואר להלן.
  4. כדי לטהר מבודדים פטרייתיים, שמור את המבודדים הפטרייתיים שהתקבלו בתום מחקרי הבידוד בחממה בטמפרטורה של 25 ± 1 מעלות צלזיוס למשך 12 שעות של אור פלורסנט / 12 שעות חושך למשך 15 יום כדי לעודד היווצרות מבני רבייה אנמורפיים על PDA.
  5. שוקלים כ -100 מ"ג תפטיר פטריות מתרבויות בנות 15 יום בעזרת מרית, מעבירים אותו לצינור מיקרוצנטריפוגה סטרילי של 1.5 מ"ל ואז טוחנים אותו היטב עם עלי פלסטיק סטריליים להומוגניזציה.
  6. הוסף 1 מ"ל מים סטריליים ומערבולת למשך דקה אחת כדי להבטיח העברת נבגים למים. כדי להתאים את מספר הנבגים המועברים למים, צייר 20 מיקרוליטר מתערובת זו בעזרת פיפטה ובדוק את מספר הנבגים בהגדלה פי 10 של מיקרוסקופ האור.
  7. כאשר כמות הנבגים גדולה מהכמות הרצויה, יש לדלל את תערובת הנבגים-מים ביחסים כגון 1/10, 1/100 ו-1/1000. ספק תערובת המכילה 4-6 נבגים בשדה הראייה של המיקרוסקופ.
  8. קח 100 מיקרוליטר מתרחיף הנבגים המוכן והעביר אותו לצלחות פטרי בקוטר 90 מ"מ המכילות מדיום PDA בתוספת 0.1% סטרפטומיצין. לאחר מכן, מורחים את המתלה המועבר על מחשב כף היד בעזרת מרית דריגלסקי.
  9. דגרו את מנות הפטרי המוכנות בחושך בטמפרטורה של 25 ± 1 מעלות צלזיוס למשך 12-24 שעות. בסוף תקופה זו, חתיכות קטנות של קורים התפתחו מקונידיה אחת עם לולאת חיסון לצלחת פטרי חדשה המכילה מדיום PDA. כל תרבות המתקבלת מכל נבג היא תרבית נבגים אחת. אחסן אותם לשימוש בבדיקות פתוגניות וזיהוי מורפולוגי ומולקולרי.
    הערה: המטרה העיקרית היא לשמור על מבודדים פטרייתיים בחיים לאורך זמן מבלי לשנות את המורפולוגיה, הגנטיקה והאלימות שלהם. תהליך האחסון בוצע בשתי שיטות שונות18,19. כל שיטות האחסון המשמשות במחקר זה מוסברות בפירוט להלן.
    1. השיטה הראשונה לאחסון דגימות היא כדלקמן. גדל מבודדים פטרייתיים על מדיום PDA בטמפרטורה של 25 ± 1 מעלות צלזיוס עם חושך של 12:12 שעות: אור למשך 15 יום כדי לקבל דיסקיות תפטיר בקוטר 4 מ"מ שניתן לאחסן במים סטריליים.
    2. חותכים דיסקיות תפטיר (קוטר 4 מ"מ, 10 דיסקים) עם מקדח שעם מתרביות פטרייתיות שגדלו בתנאים הנ"ל. העבירו את דיסקי התפטיר לצינורות מיקרו-צנטריפוגה המכילים 1 מ"ל מים סטריליים. שמור את הדגימות בצינורות מיקרו-צנטריפוגה במקרר בטמפרטורה של -20 מעלות צלזיוס למשך 6 חודשים.
    3. השיטה השנייה לאחסון דגימות היא כדלקמן. ראשית, קחו קמצוץ מהדיסק הפטרייתי הטהור מתרביות הנבגים הבודדות המתקבלות עם לולאת חיסון והעבירו אותו לצלחות פטרי המכילות PDA בתוספת כלורמפניקול, חומצה לקטית, אמפיצילין, ריפמפיצין, טטרציקלין, סטרפטומיצין וכו'.
    4. גדל במשך 5-10 ימים לפני תהליך האחסון בטמפרטורה של 25 ± 1 מעלות צלזיוס בתנאי אור של 12 שעות: 12 שעות. חותכים ומעקרים ניירות סינון לשימוש כללי בגודל 1 ס"מ על 1 ס"מ בחיטוי ב-121 מעלות צלזיוס, 15 psi למשך 60 דקות.
    5. מניחים את ניירות הסינון בצלחות פטרי חדשות עם מדיום זהה או סלקטיבי. חותכים מושבות/נבגים מתרבות פטרייתית טהורה ומניחים אותם על החלק העליון של כל חתיכה.
    6. אוטמים את צלחות הפטרי ומניחים אותן בחממה בתנאי גידול מתאימים (כאמור לעיל). הפטריות המבודדות גדלות לאט על נייר פילטר. יש לדגור במשך כ-15 יום כדי להבטיח קולוניזציה מלאה.
    7. לאחר נבג או היווצרות מושבה מלאה על ניירות סינון, העבירו את פיסות הנייר הבודדות לצלחת פטרי חדשה ללא מדיום תרבית. מאוחר יותר, הכניסו את כלי הפטרי לחממה עד שנייר הסינון והפטרייה יבשים לחלוטין (כ-20-30 יום).
    8. לאחר הייבוש הכניסו 10 פיסות נייר סינון לכל מעטפת נייר סטרילית, סמנו כל מעטפה, הכניסו את המעטפות לשקיות ניילון ואחסנו את שקיות הניילון המכילות את המעטפות בכלי פלסטיק ושקוף בטמפרטורה של -20 מעלות צלזיוס.
  10. חשב את שיעור השכיחות של מחלת נבילת עדשים, שורש וריקבון כתר ביוזגת על פי הנוסחה המופיעה להלן, בהתחשב בשכיחות המחלה בכל שדה עדשים, ואחריו שם המחוז של המחוז.
    שיעור שכיחות המחלה (%) = (a / b) x 100
    כאשר a מציין את מספר השדות החולים; b מציין את המספר הכולל של השדות שנסקרו במחוז.
  11. חשב את שכיחות המחלה על פי שיטת הממוצע המשוקלל שדווחה על ידי בורה וקראצ'ה20. ספרו את הצמחים בכל ריבוע בשדה. הפרד אותם לצמחים חולים ולא חולים בכל ריבוע וחשב את שכיחות המחלה לפי הנוסחה המופיעה להלן.
    שיעור שכיחות המחלה (%) = (x / y) x 100
    כאשר x מציין את מספר הצמחים החולים; y מציין את המספר הכולל של הצמחים שנסקרו.
  12. חשב את חומרת המחלה לפי הסולם 0-4 של Öğüt21, כאשר 0 = לא הראה תסמינים, 1 = תסמינים ברמה קלה ב -25% מהעלים; 2 = תסמינים ברמה בינונית ב-26%-50% מהעלים; 3= כלורוזיס חמור ונבילה ב-51%-75% מהעלים; ו-4 = כלורוזיס חמור מאוד ותסמיני נבילה או ייבוש, נשירה, עיכוב בגדילה או עלים מתים ביותר מ-75% צמחים באותו סדר (איור 2).
  13. חשב את חומרת המחלה באמצעות הנוסחה הבאה עם ערכי הסולם שהתקבלו16.
    חומרת המחלה (%) = [∑ [ i (ni x vi) / (V) x N)] x 100
    כאשר ni מספר הצמחים בערך הסולם; ערך סולם vi; ערך V בקנה מידה גבוה ביותר; N המספר הכולל של הצמחים שנצפו; i מציין את מספר המחלקות.

2. נתונים מטאורולוגיים

  1. לערוך מחקרי סקרים. לצורך פרוטוקול זה, נערכו סקרים בתקופות מאי ויוני 2022 ו-2023. קבל את ערכי הטמפרטורה, הלחות היחסית וסך המשקעים לתקופה מרץ-יולי בשנים 2022, 2023, ושנים ארוכות מהמנהלת למטאורולוגיה מחוזית ב-Yozgat (טבלה 1).

3. זיהוי מורפולוגי

  1. השווה את המאפיינים התרבותיים (צבע המושבה, תפטיר אווירי, קצב גידול התפטיר) והקונידיאלי (מידות קונידיאליות, צורה, צבע ומספר המחיצות) של מבודדי הפוסריום לאלה של מחקרים קודמים וזהה באופן זמני מיני פטרייה.
  2. בחר דגימות מייצגות מהקבוצות שישמשו בזיהוי מורפולוגי. טהר דגימות אלו על פי שיטת בידוד הנבגים הבודדת כאמור לעיל. במהלך תקופה זו, שימו לב למאפייני הפיגמנטציה של המושבה של מבודדי פוסריום וכן מבני מיקרו/מקרוקונידיה וכלמידוספור.
  3. כדי לקדם את היווצרותם של מבנים מיקרומורפולוגיים כגון מיקרו/מקרוקונידיה וכלמידוספורים בתרביות הפטריות הטהורות המתקבלות, דגרו על PDA בטמפרטורה של 25 ± 1 מעלות צלזיוס ו-12 שעות: 12 שעות חושך: אור למשך 25-30 יום בחממה. מדוד את האורך והרוחב של קונידיה עבור כל Fusarium מבודד על ידי מיקרוסקופ אור. בנוסף, תעד את המבנה, הצורה, הצבע והמחיצה או ללא מחיצות של הקונידיה באמצעות מיקרוסקופ אור המסופק עם מצלמה דיגיטלית.
  4. בהתבסס על התצפיות לעיל, קבץ את מבודדי הפוסריום לפי רמת המינים, כמתואר בלסלי וסוארל22.

4. זיהוי מולקולרי

הערה: ה-DNA הגנומי הכולל של מבודדי הפוסריום חולץ בשיטה הבאה, ששונתה מעט מהפרוטוקול של Cenis23. ניתוחי PCR ואלקטרופורזה של מבודדי פוסריום בוצעו באמצעות הפרוטוקול שתואר על ידי אראס ואנדס24.

  1. מיצוי DNA גנומי פטרייתי
    1. מתרבית טרייה (בת 10 ימים) של Fusarium isolates הגדלים על PDA, מגרדים 100 מ"ג תפטיר עם אזמל סטרילי ולאחר מכן מעבירים אותו לצינור מיקרו-צנטריפוגה של 2 מ"ל. דגרו את הצינורות בטמפרטורה של -20 מעלות צלזיוס למשך הלילה.
    2. לאחר דגירה של לילה, הוסף 500 מיקרוליטר של מאגר מיצוי DNA (200 מ"מ Tris-HCl pH: 8.5, 250 מ"מ NaCl, 25 מ"מ EDTA, 0.5% נתרן דודציל סולפט) לתוך הצינורות ומועך בעזרת עלי פלסטיק סטרילי.
    3. לאחר מכן, הוסף 150 מיקרוליטר של 3M נתרן אצטט (NaOAc) pH 5.2 לצינורות ודגירה בטמפרטורה של -20 מעלות צלזיוס למשך 30 דקות. לאחר שלב זה, צנטריפוגה את הצינורות ב -4,000 x גרם למשך 10 דקות.
    4. לאחר צנטריפוגה, העבירו 400 מיקרוליטר של הסופרנטנט בחלק העליון של הצינור לצינורות חדשים (1.5 מ"ל) והוסיפו נפח שווה של איזופרופנול (2-פרופנול). דגרו את הצינורות החדשים בטמפרטורה של -20 מעלות צלזיוס למשך 30 דקות. במהלך תקופה זו, ערבבו בעדינות את הצינורות פי 5 או 6.
    5. צנטריפוגה ב-4,000 x גרם למשך 10 דקות כדי לזרז את ה-DNA הגנומי ולהשליך את כל הנוזל שנותר בצינורות.
    6. הוסף 1 מ"ל של 70% אתנול לכדור ה-DNA הגנומי כמשקע לבן או בצבע שמנת בתחתית הצינור. מערבבים בעדינות את הצינור למעלה ולמטה 4x-5x למשך כדקה אחת, וזורקים את כל האתנול בצינורות. לאחר מכן, פתח את הצינורות בזרימת אוויר למינרית למשך 30 דקות כדי לאדות לחלוטין את האתנול על כדור ה-DNA.
    7. כדי להמיס את ה-DNA הגנומי ולאחסן אותו לאורך זמן, הוסף 50 מיקרוליטר של תמיסת חיץ TE (1M Tris-HCl pH: 8.0; 0.5M EDTA pH 8.0) לצינורות ודגר את הצינורות באמבט מים ב-65 מעלות צלזיוס למשך שעה. במהלך תקופה זו, ערבבו בעדינות את הצינור למעלה ולמטה פי 8-10. אחסן את ה-DNA הגנומי המומס בתמיסת חיץ TE במקפיא עמוק של -20 מעלות צלזיוס לשימוש במחקרים מולקולריים.
  2. למחקרי PCR, השתמש בפריימרים אוליגונוקלאוטידים ITS5 F (5′GGAAGTAAAGTCGTAACAAGG3') / ITS4 R (5'TCCTCCGCTTATTGATATGC3') כדי להגביר את אזור ה- ITS של rDNA25. בצע כל תגובת PCR עם 2.5 מיקרוליטר של מאגר PCR פי 10, 2.5 מיקרוליטר של MgCl2 (25 מ"מ), 2.5 מיקרוליטר של dNTP (2 מ"מ), 0.5 מיקרוליטר מכל פריימר (10 מיקרומטר), 2 מיקרוליטר של DNA תבנית, 0.5 מיקרוליטר של Taq DNA פולימראז (1 U/μL, פרמנטס) ו-14 מיקרוליטר של sQH2O בנפח כולל של 25 מיקרוליטר.
  3. עבור תגובת PCR של 25 מיקרוליטר, הפעל את תוכנית ה-PCR הבאה 95 מעלות צלזיוס למשך 2 דקות (דנטורציה ראשונית), ואחריה 40 מחזורים; 95 מעלות צלזיוס למשך 30 שניות (דנטורציה), 55 מעלות צלזיוס למשך 45 שניות (חישול), 72 מעלות צלזיוס למשך 90 שניות (הארכה) ו-72 מעלות צלזיוס למשך 5 דקות (הארכה סופית). מוצרי PCR אלקטרופוריים למשך 1.5 שעות ב-90 וולט בג'ל אגרוז 1.5% המוכן בתמיסת חיץ 1x TAE (Tris Base - Glacial Acetic Acid - EDTA).
    1. להכנת מאגר TAE לאלקטרופורזה של ג'ל, ממיסים 242 גרם בסיס טריס ב-700 מ"ל מים סטריליים; הוסף 57.1 מ"ל של חומצה אצטית קרחון; הוסף את 100 מ"ל של תמיסת EDTA של 0.5 M, והתאם את הנפח ל-1 ליטר על ידי הוספת מים סטריליים. התאם את ה-pH הסופי של מאגר 1 L 50x TAE ל-8.5. כדי ליצור את מאגר העבודה 1x TAE, הוסף 49 חלקים של מים סטריליים לחלק אחד של מאגר ה-50x TAE.
  4. צבעו את הג'לים ב-0.5 מיקרוגרם/מ"ל אתידיום ברומיד ובדקו אותם ויזואלית על ידי הפיכתם לגלויים על גבי משדר UV.
  5. על מנת לבחון את הקשר הפילוגנטי בין מבודדי חומר ריקבון שורש וכתר, השג את רצפי הבסיס של הגן ITS על ידי PCR, שסונתזו באופן דו-כיווני (5'-3' ו-3'-5') באמצעות ספק. השווה את רצפי הבסיס עם נתוני הגנים מאתר NCBI (המרכז הלאומי למידע ביוטכנולוגי) ורצפי הבסיס של גן ה-ITS של מבודדי Fusarium אחרים בעולם באמצעות תוכנית Blast. השתמש בזה כדי לזהות את המבודדים ברמת המין כמתואר להלן.
    1. עבור אל אתר האינטרנט https://www.ncbi.nlm.nih.gov. לחץ על הכרטיסייה BLAST בקטע משאבים פופולריים.
    2. לחץ על הכרטיסייה פיצוץ נוקלאוטיד בחלון החדש. בקטע הזן רצף שאילתות בחלון החדש, הזן את רצפי הבסיס בפורמט Fasta וכתוב את שם המחקר בסעיף תפקיד.
    3. לאחר מכן, בדוק מסדי נתונים סטנדרטיים (nr וכו') בכרטיסייה מסד נתונים בקטע בחר ערכת חיפוש בתחתית.
    4. בדוק רצפים דומים מאוד (מגה-בלסט) בכרטיסייה אופטימיזציה עבור בקטע בחירת תוכנית ולחץ על הכרטיסייה BLAST בתחתית העמוד.
  6. השתמש בתוכנית הניתוח הפילוגנטי MEGA 11 כדי לקבוע את הקשר הפילוגנטי בין מבודדי פוסריום . יישר את רצפי הבסיס באמצעות תוכנית ClustalW וצור את עצי המשפחה הגנטיים של המבודדים בהתאם לחסכון המקסימלי עבור הגן ITS26.
    1. להורדת תוכנת מגה, היכנסו לאתר https://www.megasoftware.net, והתקינו את תוכנת מגה. תוכנת MEGA ניתנת בחינם לשימוש במחקר וחינוך.
    2. תחילה, שמור את הרצפים בשולחן העבודה כקובץ פנקס רשימות (.txt) בפורמט FASTA. הפעל את תוכנת מגה ולחץ על הכרטיסייה ALIGN . לחץ על ערוך/בנה יישור בחלון. לאחר מכן, סמן צור יישור חדש בחלון החדש ולחץ על אישור כדי לאשר.
    3. לחץ על לשונית DNA . מחק את ה- 1. רצף שמופיע אוטומטית בחלון, ועבור אל ערוך קובץ, ולאחר מכן לחץ על הוסף רצף מקובץ הכרטיסייה. פתח את קובץ פנקס הרשימות (.txt) המכיל את הרצפים וממוקם בשולחן העבודה.
    4. בשלב זה, כל הרצפים מופיעים על המסך. ראשית, לחץ על כל רצף שמופיע על המסך, ולאחר מכן סמן את כל הרצפים עם CTRL + A. פתח את יישור file ולחץ על Align by Clustal W משם, ולחץ על אישור כדי להפעיל את התוכנית בהגדרות ברירת המחדל.
    5. לאחר בחינת ההבדלים ביישור הרצפים, עבור לקובץ הנתונים, לחץ על ניתוח פילוגנטי ולאחר מכן לחץ על לא בתיבת הסימון בחלון אם הרצפים מסנתזים חלבונים או לא. הרצפים שלנו אינם מסנתזים חלבונים מכיוון שהם שייכים לאזור ה-ITS.
    6. חזור לחלון הראשי של תוכנת מגה. לחץ על פילוגנטיה ובחר בנה/בדוק עצי חסכון מקסימליים. בחלון החדש, בחר שיטת אתחול עבור מבחן הפילוגניה והזן ערכי אתחול 1,000 כדי לבדוק את חוזק הענף. בכרטיסייה Gaps/Data Treatment (טיפול בנתונים חסרים), בחר Partial Deletion, בחר Subtree-pruning-Regrafting (SPR) כשיטת החיפוש MP ולחץ על OK כדי לאשר את הפעולות.
    7. המתן לתוצאת הניתוח כדי להראות את העץ הפילוגנטי.

5. מבחן פתוגניות

  1. השתמש בארבעה מבודדים למחקרי פתוגניות עבור כל מין מייצג ממיני הפוסריום שזוהו בשיטות מולקולריות. בצע מחקרי פתוגניות ב-24 מעלות צלזיוס, 16 שעות של אור פלואורסצנטי/8 שעות אור חושך, עם 65% לחות בחדר ממוזג.
  2. זורעים זרעי עדשים בבקבוקוני פלסטיק שחורים עם 45 חורים בקוטר 5 ס"מ. שמור כל בקבוקון בנתרן היפוכלוריט 1% למשך 3 דקות ולאחר מכן שטוף במים מזוקקים סטריליים פי 3. יבש את הזרעים בארון סטרילי למשך 24 שעות וזרע עם זרע אחד בכל חור.
    הערה: זרעי העדשים מזן Kayı 91, הרגישים למחלה, שימשו בכל בדיקות הפתוגניות6. טכניקת טבילת השתילים שימשה כשיטת החיסון27.
  3. דגרו תרביות טהורות של כל איזולט ב-PDA ב-24 מעלות צלזיוס למשך 7-10 ימים. מגרדים את המושבות המעובדות מתרבות הציר מפני השטח של המדיום בעזרת מרית ומכינים את תרחיף הנבגים/תפטיר באמצעות מים מזוקקים סטריליים.
  4. הסר שאריות גדולות מהתרחיף על ידי סינון דרך בד גבינה בן 4 שכבות והתאם את ריכוז הנבגים/תפטיר ל-1 x 106 נבגים/מ"ל בעזרת המוציטומטר.
  5. לאחר שלב זה, עקרו את שורשי השתילים שגדלו בעבר בבקבוקונים כאשר יש להם 2-3 עלים אמיתיים. שוטפים במי ברז ופוצעים מעט שורשים בעזרת מחט סטרילית. טבלו את השתילים הללו בתרחיף הנבגים/תפטיר המוכן למשך 3 דקות ולאחר מכן השתלו אותם בבקבוקוני פלסטיק המכילים תערובת אדמה/כבול סטרילית (2:1; v/v).
  6. עבור השתילים המשמשים כבקרות, עקרו את שורשיהם, פצעו אותם ואז שתלו אותם על ידי טבילתם במים סטריליים בלבד. בצע הערכות בדיקת פתוגניות 3 שבועות לאחר תהליך החיסון לפי סולם 0-4.
  7. לאחר שערכי חומרת המחלה המחושבים עברו שינוי זווית, הכניסו את הערכים שהתקבלו לניתוח שונות והעריכו את ההבדלים בין הממוצעים על פי מבחן HSD (p = 0.05) של Tukey. חומרת המחלה: מבודדים עם 0%-15% הוערכו כבעלי אלימות נמוכה מאוד (LV), מבודדים עם 16%-35% הוערכו כאלימות נמוכה (LV), מבודדים עם 36%-50% הוערכו כאלימות בינונית (O), מבודדים עם 51%-70% הוערכו כאלימות גבוהה (VV), מבודדים עם 71%-100% הוערכו כאלימות גבוהה מאוד (VV) ומבודדים ללא תסמיני מחלה הוערכו כמבודדים ספרופיטיים או אפיפיטיים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

קביעת פרמטרים של מחלה
בסך הכל נסקרו 83 אזורי זריעת עדשים המכסים תשעה אזורים שונים של יוזגת במונחים של תסמיני מחלת נבול, שורש וריקבון עטרה, המשתרעים על פני שטח של 1.1984 x 106 מ"ר (טבלה 2). תסמיני מחלת נבילה או ריקבון שורשים נתקלו בכל התחומים. עם זאת, שכיחות מחלת הנבילה וריקבון השורשים ביוזגת נקבעה כ-16.9%, עם חומרת מחלה של 38.6% במחוזות סורגון וסריקאיה. שכיחות ניכרת של המחלה נקבעה גם במחוזות שפאטלי (26.4%), בוגאזליאן (23.0%) וסורג...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

ידוע כי נבילת פוסריום גורמת לאובדן תשואה כלכלי חמור בחלקים מסוימים של העולם31. המחלה דווחה לראשונה בהונגריה32 ומאוחר יותר דווחה במדינות רבות כמו מצרים, הודו, מיאנמר, נפאל, פקיסטן, טורקיה, סוריה וארה"ב33. Kumar et al.34 דיווחו על תפוצה רחבה של נבילת עדשים, שורש וריקבון צווארון שורש עם דיווחים על התרחשות בלפחות 26 מדינות ברחבי העולם. במחקר שנערך לאחרונה, בודדו 12 מיני פטריות מצמחי עדשים...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים מצהירים שאין ניגודי אינטרסים.

תודות

מחקר זה נתמך על ידי מרכז הבקשה והמחקר לתיאום פרויקטים של אוניברסיטת בוזוק, יחידת BAP עם מספר פרויקט FÇD-2022-1096. מחקר זה הוא חלק ממחקר הדוקטורט של Sevim Atmaca.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
(S)-חומצה לקטיתMerck100366שימשה כאנטיביוטיקה במחקרים.
2-פרופנולMerck109634משמש במחקרים מולקולריים.
פיפטה מיקרו אוטומטית מתכווננת (0.1-2.5 ומיקרו; L)Eppendorf ResearchLB. EP.3123000012משמש למדידת כמויות קטנות של נוזלים.
סט פיפטות מיקרו אוטומטי מתכוונן (2 – 20 ומיקרו; l, 20 – 200 ומיקרו; l, 100 – 1.000 ומיקרו; l)Eppendorf ResearchLB. EP.4924000916משמש למדידת כמויות קטנות של נוזלים.
אגרמרק110453לשימוש בייצור מדיה פטרייתית.
AgaroseSigma-Aldrich18300012לשימוש בהכנת ג'ל באלקטרופורזה.
חדר מיזוג אוויר?קלימלבשימש לגידול צמחים בתנאים מבוקרים.
AmpisilinSigma-AldrichA9393שימש כאנטיביוטיקה במחקרים.
איזון דיוק אנליטיShimadzu ATX224שימש לשקילת החומרים המוצקים ששימשו במחקר.
סטריליזטור חיטויZealway GF-120DRהוא שימש לעיקור חומרים מוצקים ונוזליים בכל שלב של המחקר.
מיקרוסקופ דו-עיניLeica DM750לשימוש באבחון מורפולוגי.
ארון בטיחות ביולוגיHFsafe Class II A2כדי להבטיח את בטיחות אזור העבודה, המשתמש, הסביבה והתפעול.
צנטריפוגליDM1424פאונד. DL.903001124משמש להפרדת חלקיקים בדגימה על סמך צורתם, גודלם וצפיפותם
כלורמפניקולסיגמא-אולדריץ'220551שימש כאנטיביוטיקה במחקרים.
סט קידוח השעםSigma-AldrichZ165220הוא שימש ללקיחת דגימות מתרבות פטריות בצלחות פטרי.
כיסוי זכוכית ושקופיתISOLAB075.01.006 / 075.02.005שימש בתהליך ההכנה למחקרי מיקרוסקופ.
D(+)-גלוקוז מונוהידראטMerck108342לשימוש בייצור מדיה פטרייתית.
DFC450 עם מצלמה דיגיטליתמצלמת מיקרוסקופ דיגיטלית Leica עם ממשק c-mount ועם חיישן ccd של 5 מגה פיקסל.
מיקרוסקופ דו-עיני Dm750 LeicaMIC5246שימש לזיהוי מורפולוגי של פטריות.
אלקטרופורזה של ג'ל DNAתרמו פישר מדעיB2-UVT
צבע טעינת ג'ל Dna (6x)Thermo ScientificR0611לשימוש באבחון מולקולרי.
dNTP mixThermo ScientificR0192משמש במחקרים מולקולריים.
תערובות מאסטר של Dreamtaq pcr (2x)Thermo ScientificK1082לשימוש באבחון מולקולרי.
מרית דריגלסקיISOLAB082.03.001הוא שימש לגירוד והפצה של תרביות פטרייתיות שגדלו בצלחות פטרי.
Edta Thermo Scientific17892לשימוש באבחון מולקולרי.
אתנולMerck100983משמש במחקרים מולקולריים ובמחקרי חיטוי פני השטח.
אתידיום ברומידסיגמא-אולדריץ'E7637משמש להכתמת DNA בג'לים במהלך אלקטרופורזה של ג'ל.
חומצה אתילנדיאמינטטראצטית (EDTA)סיגמא-אולדריץ'E6758משמש במחקרים מולקולריים.
נייר סינוןISOLAB107.58.158משמש במחקרי תרבות מניות.
ארון ייבוש אוויר מאולץZHICHENG ZXDS-A-1090לשימוש בתהליכי דגירה.
מכסה אדיםElektromag EM1201LB. א.מ. EM1201הוא שימש לשליטה באדים כימיים מזיקים, גזים ואבק.
מערכת הדמיית ג'לSyngene G:BOX Chemi XX6לשימוש באבחון מולקולרי.
Generuler 50 bp סולם DNAThermo ScientificSM0372לשימוש באבחון מולקולרי.
חומצה אצטית קרחוניתMerck1005706משמש במחקרים מולקולריים.
גליצרולMerck104094לשימוש בתרבית מלאי של פטריות.
LancetISOLAB048.50.002משמש להסרת רקמות חולות מדגימות צמחים.
מגנזיום כלורידסיגמא-אולדריץ'814733משמש במחקרים מולקולריים.
סרט מדידהISOLAB016.07.500משמש למדידת נפחי נוזלים.
צינורות מיקרוצנטריפוגהISOLAB0778.03.001 / 0778.03.002 / 0778.03.003משמשים לאחסון נפחים שונים של נוזלים.
צינור PCRISOLAB123.01.002הוא שימש להכנסת תערובת DNA במחקרי PCR.
צלחות פטריISOLAB120.13.090לשימוש בגידול פטריות.
קצות פיפטותISOLAB005.01.001 / 005.01.002 / 005.01.003 / 005.01.004להעברת נפחי נוזלים המשמשים לניתוחים.
שקית ניילוןISOLAB039.30.005שימשה להובלת דגימות למעבדה.
סיר פלסטיקToXAשימש לגידול צמחים.
צבת, מהדקיםISOLAB048.08.130הוא שימש להכנסת ניירות סינון למעטפות לאחר שהפטרייה גדלה בצלחת הפטרי.
טיט חרסינהISOLAB038.02.150שימש לריסוק תפטיר פטרייתי.
תפוחי אדמה דקסטרוז אגרCondalab1022לזיהוי וגידול ושל פטריות.
מערכת מים טהוריםתאגיד אנושיבע"מ HC. NHP009שימש בהכנת פתרונות וניתוח לאורך כל המחקרים.
מקרר (+4 ° C / -20 ו-deg; ג)וסטללשימוש באחסון חומרי מלאי.
ריפמפיציןסיגמא-אולדריץ'557303שימש כאנטיביוטיקה במחקרים.
נתרן אצטטMerck106268משמש במחקרים מולקולריים.
נתרן כלוריMerck1064041000משמש במחקרים מולקולריים.
נתרן דודציל סולפטסיגמא-אולדריץ'436143משמש במחקרים מולקולריים.
תמיסת נתרן היפוכלוריטMerck105614משמש לחיטוי פני השטח.
מריתISOLAB047.33.210הוא שימש לגירוד תרבות הפטריות הגדלה בצלחות פטרי.
Streptomyc?n sulfateBioShop CanadaSTP101למניעת זיהום בגידול תרביות פטרייתיות.
Teksoll טהור במיוחדTekkimTK.200650לשימוש כחומר חיטוי בכל שלבי העבודה.
TetrasiklinSigma-AldrichT3258שימש כאנטיביוטיקה במחקרים.
מחזור תרמי PCRביו? Rad T100לשימוש בניתוחים גנומיים.
Thoma lamISOLAB075.03.002לשימוש בספירת נבגים.
Tris HCLRoche10812846001משמש במחקרים מולקולריים.
TrizmaSigma-AldrichT1503משמש במחקרים מולקולריים.
Tween 80Merck822187לשימוש בתמיסת נבגים בבדיקת פתוגניות.
מערבל מערבולת vorteksVelp WIZARDLB. VLP. F202A0175משמש לערבוב חומרים בנפחים נוזליים.
אמבטיות מיםMemmert WNB 221018-5702הוא שימש במהלך הדגירה במחקרי מיצוי DNA.
DLAB

מקורות

  1. Skrzypkowski, W., Kiełkowska, A. Current status of haploidization in cool-season grain legume crop species. Agriculture. 14 (7), 1031(2024).
  2. Liber, M., Duarte, I., Maia, A. T., Oliveira, H. R. The history of lentil (Lens culinaris subsp. culinaris) domestication and spread as revealed by genotyping-by-sequencing of wild and landrace accessions. Front Plant Sci. 12, 628439(2021).
  3. FAOSTAT. , Food and Agriculture Organization of the United Nations. Database on Crops https://www.fao.org/faostat/en/#data (2022).
  4. TÜİK. Agricultural statistics report. , Turkish Statistical Institute. Türkiye. (2023).
  5. Baxevanos, D., et al. Lentil cultivar evaluation in diverse organic mediterranean environments. Agronomy. 14 (4), 790(2024).
  6. Aydın, M., Koç, M., Sağır, A. Investigations on determination of soilborne fungal pathogens causing root rot, crown rot and wilt on lentil in Southeast Anatolia Region. Plant Protect Bulletin. 44 (1), 93-103 (2004).
  7. Zitnick-Anderson, K., et al. Fusarium species associated with root rot of lentil (Lens culinaris) in North Dakota. Plant Health Prog. 22 (4), 524-528 (2021).
  8. Kushwaha, D. A. A research book of seed mycoflora of chickpea (Cicer arietinum). , books.google.com (2020).
  9. Ekwomadu, T. I., Mwanza, M. Fusarium fungi pathogens, identification, adverse effects, disease management, and global food security: A review of the latest research. Agriculture. 13 (9), 1810(2023).
  10. Jiskani, A. M., et al. A destructive disease of lentil: Fusarium wilt of lentil. Plant Arch. 21 (1), 2117-2127 (2021).
  11. Alisaac, E., Mahlein, A. K. Fusarium head blight on wheat: biology, modern detection and diagnosis and integrated disease management. Toxins. 15 (3), 192(2023).
  12. Yang, F., et al. Effects of rhizosphere microbial communities on cucumber Fusarium wilt disease suppression. Microorganisms. 11 (6), 1576(2023).
  13. Kumari, N., Katoch, S. Wilt and root rot complex of important pulse crops: their detection and integrated management. Management of Fungal Pathogens in Pulses. Fungal Biology. , Springer. Cham. (2020).
  14. Köppen, W., Geiger, R. Handbuch der klimatologie. , Gebrüder Borntraeger. Berlin. (1936).
  15. Agrios, G. N. Plant Pathology. , 5th Edn, Elsevier Academic Press. Amsterdam. (2005).
  16. Endes, A. Occurrence and distribution of Chickpea root rot and wilt disease in Yozgat Kırşehir and Kırıkkale Provinces. Çukurova J Agri Food Sci. 38 (2), 284-298 (2023).
  17. Choi, Y. W., Hyde, K. D., Ho, W. H. Single spore isolation of fungi. Fungal Diversity. 3, 29-38 (1999).
  18. Baskarathevan, J., Jaspers, M. V., Jones, E. E., Ridgway, H. J. Evaluation of different storage methods for rapid and cost effective preservation of Botryosphaeria species. New Zealand Plant Protect. 62, 234-237 (2009).
  19. Dikilitaş, M., Katırcıoğlu, Z., Altınok, H. Latest developments and methods on long-term storage, protection, and recycle of fungi and fungal material. JAgric Fac HR U. 15 (1), 55-69 (2011).
  20. Bora, T., Karaca, İ Measurement of disease and damage in cultivated plants. , Ege University Press. Turkey. (1970).
  21. Öğüt, E. Pathogenic and molecular characterization of some Fusarium spp. causing root rot and wilt on lentil with determination of variety reactions in south eastern Anatolia. , Mustafa Kemal University, Institute of Science and Technology. (2015).
  22. Leslie, J. F., Summerell, B. A. The Fusarium Laboratory manual. , Blackwell Publishing. (2006).
  23. Cenis, J. L. Rapid extraction of fungal DNA for PCR amplification. Nuc Acids Res. 20 (9), 2380(1992).
  24. Aras, S., Endes, A. Effect of Fusarium oxysporum infection on strawberry under calcium, iron, and zinc deficiency conditions. Zemdirbyste-Agri. 110 (1), 71-78 (2023).
  25. White, T. J., Bruns, T., Lee, S., Taylor, J. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. PCR Protoc A Guide Metho Appl. , 315-322 (1990).
  26. Endes, A. Characterization and pathogenicity of Botryosphaeriaceae species associated with Gummosis, Dieback, Trunk and Branch Cankers of almond trees in Türkiye. J Agri Sci. 30 (4), 698-711 (2024).
  27. Gordon, T. R., Okamoto, D., Jacobson, D. J. Colonization of muskmelon and non-susceptible crops by Fusarium oxysporum f. sp. melonis and other species of Fusarium. Phytopathology. 79 (10), 1095-1100 (1989).
  28. Xu, X., et al. Fusarium species associated with maize leaf blight in Heilongjiang Province, China. J Fungi. 8 (11), 1170(2022).
  29. Fonseca-Guerra, I. R., Chiquillo-Pompeyo, J. C., Benavides Rozo, M. E., Díaz Ovalle, J. F. Fusarium spp. associated with Chenopodium quinoa crops in Colombia. Sci Rep. 12 (1), 20841(2022).
  30. Khan, M. F., et al. First report of damping-off and seedling rot of Hemp (Cannabis sativa) caused by Fusarium solani in North Dakota, U.S.A. Plant Dis. 107 (1), 232(2023).
  31. Chaudhary, R. G., Saxena, D. R., Dhar, V., Singh, R. K., Namdev, J. K. Prevalence of wilt-root rot and their associated pathogens at reproductive phase in lentil. Arch Phytopathol Plant Protect. 43 (10), 996-1000 (2010).
  32. Fleischmann, R. Some observations on Maize smut in Hungary. Pflanzenbau. 14 (5), 199-206 (1937).
  33. Bedasa, T. Distribution and management of Fusarium wilt (Fusarium oxysporum f. sp. lentis) of lentil (Lens culinaris Medikus) in Central Highlands of Ethiopia. , Haramaya University Doctoral dissertation. (2018).
  34. Kumar, S., et al. Vascular wilt disease of lentil: A review. J Lentil Res. 4, 1-14 (2010).
  35. Chenari, S., Abbasi, S., Chehri, K. Phylogeny and host specificity of Fusarium solani species complex isolated from chickpea, lentil and common bean. Arch Phytopathol Plant Protect. , 1-15 (2024).
  36. Rathod, A., et al. Isolation of causal organism of wilt and collar rot of lentil and its pathogenicity tests. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 10 (12), 276-282 (2021).
  37. Hayit, T., Endes, A., Hayit, F. The severity level classification of Fusarium wilt of chickpea by pre-trained deep learning models. J Plant Pathol. 106 (1), 93-105 (2024).
  38. Dean, R., et al. The Top 10 fungal pathogens in molecular plant pathology. Mol Plant Pathol. 13 (4), 414-430 (2012).
  39. Fletcher, J. D., Broadhurst, P. G., Bansal, R. K. F. avenaceum: A pathogen of lentil in New Zealand. New Zealand J Crop Horticultural Sci. 19 (2), 207-210 (1991).
  40. Al Ahmad, M., Mouselli, N. Wilt and root rot of lentis. Lens. 14 (1/2), 27-31 (1987).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

מיני Fusariumפתוגנים נישואים בקרקעבידוד פטריותאנליזת PCRמורפולוגיה של מושבותשכיחות מחלהקשרים גנטיים

מאמר זה פורסם

הסרטון יגיע בקרוב

צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.