הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

פרפוזיה נורמותרמית של כליות עכברוש להשתלה

1.4K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/68251

⸱

27 בינואר 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר את ההזרמה במכונה נורתורמית אקס ויבו לכליית עכברוש להשתלה מאוחרת בעכבר המקבל.

תקציר

טכניקת הפרפוזיה המכונה הנורותרמית (NMP) היא טכנולוגיית שימור מבטיחה המספקת פלטפורמת הערכה והתערבות של איברים מחוץ לחי (ex-vivo ). בשל הזמינות המוגבלת של איברים שנזרקו קלינית והעלות הגבוהה של מודלים גדולים של בעלי חיים, מודל ה-NMP של בעלי חיים קטנים נחשב לאלטרנטיבה מבטיחה למחקר. כאן קבענו NMP סטנדרטי ופרוטוקול השתלות לכליות חולדות, המספק מדריך שלב אחר שלב לרכישת כליות, שימור NMP והשתלה. פרטי ופרמטרים של NMP נרשמו. כל מקבלי העכברים שרדו בהצלחה עם הליך כירורגי זה וטכניקת NMP, ותפקוד השתל הכלייתי נשאר תקין לאחר ההשתלה. שיעור ההישרדות וההיסטולוגיה של השתל ב-NMP לא הראו הבדל משמעותי מזה של אחסון קר סטטי (SCS) ביום השביעי לאחר הניתוח. אסטרטגיית NMP חדשנית זו במודלים של בעלי חיים קטנים עשויה להועיל למחקרים בסיסיים הקשורים לשימור, הערכה והתערבות של איברים בעתיד. יתרה מזאת, מודל זה מציע פלטפורמה חסכונית וניתנת להרחבה לבדיקות פרה-קליניות של טיפולים, טכניקות הדמיה והתערבויות הקשורות לפרפוזיה.

מבוא

מחלת כליות בשלב סופי (ESKD) היא נטל הולך וגדל במהירות על מערכות הבריאות והבריאות ברחבי העולם 1,2,3. למרות שדיאליזה היא הטיפול הדומיננטי ל-ESKD ברוב המדינות, השתלת כליה נשארת הטיפול הסטנדרטי הזהב, מספקת איכות חיים טובה יותר ומשפרת הישרדות ותחזית בהשוואה לדיאליזה 1,3,4,5. עם זאת, המחסור בכליות תורמות מגביל את ההפצה הנוספת של השתלות כליה ומוביל לעלייה בשימוש בשתלים שנתרמו לאחר מוות במחזור הדם (DCD) או שנלקחו מתורמים מורחבים (ECD)6,7,8.

אחסון קר סטטי (SCS) הוא כיום השיטה הסטנדרטית לשימור איברים, אך איסכמיה קרה ממושכת מגבירה את הסיכון לעיכוב בתפקוד השתל (DGF) ומעוררת דחייה חריפה וכרונית, במיוחד בשתלי DCD או ECD 9,10,11,12. לכן, חיפוש שיטת שימור איברים למזעור נזקי איסכמיה מצוננת ושיפור פרוגנוזה של השתל הוא קריטי. פרפוזיה מכונה נורמתרמית (NMP) היא טכניקה מתפתחת לשימור איברים שיכולה לחקות תנאים פיזיולוגיים על ידי סיבוב הפרפוזאט המחומם והחמצן דרך האיבר 12,13,14,15. זה גם יכול לשמור על מצב מטבולי כמעט פיזיולוגי, מה שמאפשר להעריך את חיוניות האיברים, להקל על פגיעות איסכמיות מקור, ואפילו לתקן נזק לאיברים 16,17,18,19,20. בהשוואה ל-SCS, NMP מוביל לאחוז נמוך יותר של DGF ולפרוגנוזה טובה יותר של השתל הן ב-DCD והן ב-ECD 17,21,22.

כליות החזיר והכליות הקליניות שנזרקו בבני אדם משמשות כיום במחקר בסיסי של NMP 20,23,24. עם זאת, יש לציין שמודלים של חזיר מתמודדים עם מגבלות משמעותיות, כולל עלויות גידול גבוהות, דרישות מינון תרופות גבוהות ומחסור בתגובות ספציפיות למין25. יתרה מזאת, השימוש באיברים אנושיים שהושלכו כרוך בזמינות מוגבלת ותהליכי סקירה אתית מורכבים. מגבלות אלו מגבילות יחד את יישומם הנרחב במחקר בסיסי. לעומת זאת, מודלים של בעלי חיים קטנים למכרסמים (במיוחד מודלים של חולדות), אף שהם מיוצגים כיום בחסר בספרות, מציעים עלויות תפעול נמוכות בהרבה ותגובות מסחריות בשפע. יתרונות אלו מציבים אותם כפלטפורמות מבטיחות לקידום לימודי יסוד 26,27,28. בהתבסס על הנימוק הזה, פיתחנו ואימתנו מודל NMP והשתלות מבוסס עכברים במאמר זה.

מאמר זה מציג פרוטוקול מפורט לקביעת NMP והשתלה בכליות חולדות. הוא כולל הכנת הפרפוזאט ומערכת הפרפוזיה, ותיאור מקיף של ההליך הכירורגי הן לתורם והן לכליות המקבל. מודל זה מדגים את הפוטנציאל להיות מודל אידיאלי לבעלי חיים לחקר השתלות כליות, במיוחד כפלטפורמה לעיבוד ומעקב אחר יעילות התרופות הרלוונטיות 19,29,30,31.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

פרוטוקולי בעלי חיים אושרו על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים של מרכז בעלי החיים המעבדה של אוניברסיטת סון יאט-סן (מס' SYSU-IACUC-2023-000717). כל בעלי החיים במחקר זה היו זכרים של חולדות ספרג–דולי בגילאי 7–8 שבועות (250–300 גרם), ללא פתוגנים ספציפיים (SPF), ועמדו בדרישות הסטנדרטיות לבטיחות בעלי חיים במעבדה (ראו רשימת החרגת הפתוגנים בטבלה המשלימים S1). הם קיבלו תזונה סטנדרטית ואוחסנו בחדר נטול פתוגנים במרכז בעלי החיים המעבדה של אוניברסיטת סון יאט-סן.
חטא את כל כלי הניתוח באמצעות אוטוקלבינג (121 מעלות צלזיוס, 30 דקות) לפני הניסויים. השתמש אך ורק במוצרי צריכה סטריליים חד-פעמיים לאורך כל ההליכים והקפיד על פרוטוקולים אספטיים בכל הניתוחים.

1. הכנת פרפוזאט בסיסי

  1. שלבו 2.5 גרם אלבומין סרום בקר (BSA), 50 מ"ל RPMI 1640, 2% פניצילין-סטרפטומיצין ו-0.6 מ"ג קריאטינין להכנת הפרפוזאט הבסיסי (טבלה משלימה S2).
  2. מוסיפים תמיסת ביקרבונט נתרן של 5% (0.5-1.2 מ"ל) כדי לכוון את ה-pH ל-~7.3 ואת עודף הבסיס (BE, מדד חשוב למדידת איזון חומצה-בסיס במערכת הפרפוזיה) ל-~0, וכך מגיעים לנפח כולל של ~60 מ"ל.
  3. סיננו את התמיסה דרך פילטר של 0.22 מיקרון להסרת חלקיקים וחיידקים.
    הערה: הפרפוזאט המלא דורש 50 מ"ל פרפוזאט בסיסי ו-10 מ"ל דם תורם (ראו שלב 2.13).

2. רכישת כליות

הערה: השתמש ב-8-0 תפרים כירורגיים לכל הקשירות.

  1. השרה הרדמה עם 3% איזופלוראן בתא ההרדמה ושמרו על הרדמה כללית באמצעות 1.5% איזופלורן לאורך כל ההליך.
  2. הכנה לפני ניתוח.
    1. הוסיפו 20 מ"ל סליין מקורר מראש לצלחת פטרי לשימור הכליה שנאספה בשלב 2.12.
    2. מלאו מזרק ב-10 מ"ל תמיסת HCA (ציטראט אדנין היפרטוני) קרה ו-1,250 U של הפארין. חבר את המזרק עם צינור הארכת עירוי ומחט 24 G.
  3. בחר והרדימו את העכברוש התורם עם איזופלורן. אשר עומק הרדמה מספק על ידי אימות היעדר רפלקסים בכף הרגל האחורית.2.3. לאחר השראת ההרדמה, השתמשו במכונת תספורת חשמלית לגילוח שיער הבטן (בטווח: מתהליך הזקפואיד ועד הסימפיזיזה הערווית, משני הצדדים ועד לקו האמצע-שחי).
  4. השתמש בסרט הרפואי כדי לתקן את החולדה על לוח ניתוח עם כרית חימום. חטא את עור הבטן עם כדור כותנה ספוג ביוד, ואחריו כדור כותנה ספוג אלכוהול לניקוי נוסף. מרחו את הגזה הסטרילית על עור הבטן המחוטא.
  5. השתמשו בסקלפל ומלקחיים כדי ליצור חתך קו אמצע מתהליך הזיפואיד לשלפוחית השתן (כ-8 ס"מ באורך). פתח ברצף את שכבות העור והשרירים של הבטן.
    הערה: מהדק את כלי הדופן של הבטן כדי למנוע דימום במידת הצורך.
  6. משוך את דופן הבטן עם וו משיכה כדי לחשוף את שדה הניתוח.
  7. השתמשו במלקחיים במיקרוסקופ כדי לנתק את רקמת החיבור ולבודד את הכליה השמאלית והשופכן.
  8. הניחו חבורה (Ligature I) סביב השופכן השמאלי. נתח את השופכן הכלייתי השמאלי במרחק 0.5-1.0 ס"מ דיסטלי מההילום הכלייתי וקטטר אותו עם צינור 26 G באורך ~0.5 ס"מ, ואז הדק את הריגטורה I (איור 1A,B).
  9. הפריד את כלי הכליה השמאליים. הניחו רצועות על עורק הכליה (Ligature II) ועל וריד הכליה (Ligature III) (איור 1A,B).
  10. הדק ברצף את הליגטורות II ו-III. נתח את כלי הדם ואת השופכן הרחוק מאתר הקשירה. נתח את רקמת החיבור הסביבתית והעבר את הכליה לצלחת פטרי המוכנה.
  11. קנול את עורק הכליה השמאלי עם המחט המורכבת מראש של 24 G. מקבע את הקנולה עם קשורה (Ligature IV) ופרפיוז בקצב זרימה של 100 מ"ל/שעה עד שהכליה מתחלקת (איור 1A).
    הערה: מלאו מראש את צינור הפרפוזיה והמחט הפנימית בתמיסה כדי למנוע בועות אוויר.
  12. מניחים את הכליה המנוזלת בתוך צלחת פטרי על קרח עד להתחלת NMP (ראו שלב 2.1.1).
    הערה: לגבי קבוצת ה-SCS, הכליות המופרדות נשמרו בצינור צנטריפוגה בנפח 15 מ"ל עם תמיסת HCA בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס למשך 3 שעות, בעוד שהכליות של קבוצת ה-NMP עברו 3 שעות פרפוזיה.
  13. הזריק 1,250 U של הפארין מהאאורטה הבטנית באמצעות מחט 24 G שמחוברת למזרק של 20 מ"ל. לאחר מכן, לאסוף 10 מ"ל דם הפאריני באמצעות המחט המתאימה שתוארה לעיל להכנת הפרפוזאט המלאה הבאה. הורד חולדות תורמים על ידי הרדמת דם תחת הרדמה גזית מתוחזקת.
    הערה: הפרפוזאט המלא שומר על רמות המטוקריט (HCT) של 6-8%.

3. הכנת מערכת NMP ופרפוזיה

  1. הרכיבו את מערכת הפרפוזיה (איור 2).
  2. כוון את אמבט המים לשמור על תא האורגן בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס. הפעל את זרימת הגז של 90% O2 כדי לחמצן את מכשיר החמצן של ממברנת החי.
  3. ערבבו 10 מ"ל דם תורם (שלב 2.13) עם הפרפוזאט הבסיסי (שלב 1) בתא האיברים לאחר הסינון דרך מסננת תאית כדי לקבל את הפרפוזאט המלא. השאירו ~2 מ"ל מדגימת התערובת כדגימת בסיס.
  4. הפעל את המשאבה הפריסטלטית והתחל את הפרפוזיה (3 מ"ל לדקה) ומלא את צינור הפרפוזיה בתערובת. אבטח חוט עגול סטרילי מעל התא עם מהדקים.
  5. לאחר שהתערובת ממלאת את הצינור וזורמת החוצה, חבר את הכליה (שלב 2.12) למערכת הפרפוזיה והתחל את ההזרמה. השתמש במהדק כדי לאבטח את הצינור (איור 1A,C).
  6. חבר את קנולת השופכן עם צינור הארכה. איסוף שתן בצינור מיקרוצנטריפוגה במהלך הזרימה.
  7. במהלך הזרימה, יש לשמור על לחץ הזרימה ~80 מ"מ כספית וטמפרטורת הכליה על ~37 מעלות צלזיוס. מעקב והקלטה של זרימת הפרפוזיה, הלחץ וההתנגדות הווסקולרית (המוגדרת כלחץ פרפוזיה חלקי זרימת הפרפוזיה).
  8. הוסף 1.0 מ"ל מים סטריליים וחמצן למשך 20 שניות (3 ליטר לדקה, 90%O2) כל 30 דקות, ואסף 1 מ"ל פרפוזאט ושתן שמיוצר בכל שעה לשמירת דגימות, וכן למדוד את גזי הדם והביוכימיה של הפרפוזאט.
  9. בסיום הפרפוזיה, יש למדוד את הביוכימיה בדם של הפרפוזאט כדי לחשב את ההפרשה השברית (FE) של נתרן ואשלגן. נוסחאות החישוב עבור האינדקסים שהוזכרו הן כדלקמן:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    כאשר PNa מייצג את ריכוז הנתרן בפרפוזאט. UCr מייצג את ריכוז הקריאטינין בשתן. UNa מייצג את ריכוז הנתרן בשתן. PCr מייצג את ריכוז הקריאטינין בפרפוזאט. מייצג את ריכוז האשלגן בפרפוזאט. UK מייצג את ריכוז האשלגן בשתן.
    1. עקוב אחרי ה-pH במהלך הפרפוזיה בהתאם לתוצאה של גזי הדם. הפחתת אוורור במקרה של אלקלוזיס נשימתי (היפרוונטילציה).
    2. במקרה של חומצת מטבולית, יש להוסיף כמות מתאימה של תמיסת נתרן ביקרבונט לפרפוסט.
  10. לאחר 3 שעות של NMP, הסר את צינור הארכת השופכן ואסף את דגימת השתן.
  11. הוציאו את הכליה ממערכת הפרפוזיה. חבר את הפנימייה למשאבה קטנה. פרפו את הכליה עם תמיסת HCA מקוררת מראש (מאוחסנת במקרר בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס ומשיכה רק את הנפח המתאים לפני השימוש) עד שהכליה הופכת לחיוורת.
  12. הוציאו את הכליה מהמחט הפנימית. אחסן אותו בתמיסת HCA בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס לפני ההשתלה.

4. השתלת כליה בעכברים

הערה: השתמש ב-8-0 תפרים לכל הקשרים ותפרים 11-0 לביצוע אנסטומוזה של כלי הכליה והשופכן. השתמשו בתפרים 3-0 לביצוע אנסטומוזה של עור ושריר הבטן.

  1. יום אחד לפני הניתוח, הזריק מלוקסיקאם (2 מ"ג/ק"ג) לכל חולדות המקבל תוך-פריטונית לצורך הקלה בכאבים. השרה הרדמה עם איזופלורן 3% בתא הרדמה ושמור על הרדמה כללית באמצעות 1.5% איזופלורן לאורך כל ההליך. מרחי תרסיס לידוקאין 2% מקומית על אתר החתך בבטן לאחר הניתוח לצורך הקלה מקומית.
  2. בחרו והרדימו את העכברוש המקבל בתא ההרדמה. אשר עומק הרדמה מספק על ידי אימות היעדר רפלקסים בכף הרגל האחורית.
  3. לאחר השראת ההרדמה, יש להשתמש בקלשן חשמלי לגילוח שיער הבטן (טווח: מתהליך הזיפואידים ועד הסימפיזיזה הערווה, משני הצדדים ועד לקו האמצע-שחי).
  4. השתמש בסרט הרפואי כדי לתקן את החולדה על לוח ניתוח עם כרית חימום. חטא את עור הבטן עם כדור כותנה ספוג ביוד, ואחריו כדור כותנה ספוג אלכוהול לניקוי נוסף. חזרו על הליך החיטוי לעיל שלוש פעמים בסך הכל. מרחו את הגזה הסטרילית על עור הבטן המחוטא.
  5. השתמשו בסקלפל ומלקחיים כדי ליצור חתך קו אמצע מתהליך הזיפואיד לשלפוחית השתן (כ-8 ס"מ באורך). פתח ברצף את שכבות העור והשרירים של הבטן. מהדק את כלי הדופן של הבטן כדי למנוע דימום.
  6. משוך את דופן הבטן עם וו משיכה כדי לחשוף את שדה הניתוח. בודדו וחשפו את הכליה הימנית מרקמת חיבור. נתק וקשור את כלי הכליה הימניים (Ligature V) ואת השופכן (Ligature VI). כריתת הכליה הימנית בקצה המרוחק של הליגטורה V והקצה הפרוקסימלי של הריגטורה VI (איור 1A,D).
  7. בודד וחשוף את כלי הדם הכלייתיים השמאליים. לאחר מכן, מהדקים את עורק הכליה השמאלי והווריד ברצף עם קלימפ וסקולרי. כריתת הכליה השמאלית על ידי חיתוך כלי הכליה והשופכן (איור 1A,E).
  8. חשפו לחלוטין את הלומנה הווסקולרית של העורק והווריד. שטוף את עורק הכליה השמאלי והווריד של המקבל עם מלח הפאריני (טבלה משלימה S2) עד שלא יישאר נוזל לומן.
  9. העבר את הכליה השמאלית של התורם בשלב 3.12 לחלל הבטן השמאלי של המקבל. לאחר ההעברה, יש להפעיל שטיפה קרירה במי מלח על הכליה כל 3-5 דקות כדי לשמור על מצבים היפומטבוליים ולהפחית פגיעה איסכמית.
  10. לבצע אנסטומוזה מקצה לקצה של עורק הכליה (אנסטומוזה I) והוריד (אנסטומוזה II) באמצעות תפרים 11-0. השקה את פני ההשתלה במי מלח קרים במהלך תהליך התפירה.
    1. עשה סגירה מופרעת של שני הקוטב העליון והתחתון של עורק הכליה.
    2. בצע סגירה רציפה של החלק הגחוני של עורק הכליה. חשפו את החלק הגבי של עורק הכליה. בצע סגירה רציפה של החלק הגבי של עורק הכליה.
      הערה: הדק את התפרים כדי לוודא שאין רווחים בדופן כלי הדם. ודאו שהתכוון בעובי מלא של דופן כלי הדם בכל מיקום תפר, תוך הימנעות מחדירה טרנסמורלית לצד הנגדי.
    3. יש לבצע סגירה מופרעת של שני הקוטב העליון והתחתון של הווריד הכלייתי.
    4. יש לסגור באופן רציף את הצד הגבי של הווריד הכלייתי. אבטח את התפר האנסטומטי הרציף לפני שתמשיך בסגירה הבאה. יש לסגור באופן רציף את החלק הגחוני של הווריד הכלייתי.
  11. שחרר את המהדקים הוסקולריים ופתח את עורק הכליה והווריד.
    הערה: אם יש כמות קטנה של דימום, השתמשו בכדור כותנה נקי כדי ללחוץ ולעצור את הדימום.
  12. הכנס את הקנולה השופכנית של התורם במשקל 26 גרם לשופכן של המקבל. אבטח את גדם השופכן משני הצדדים הימני והשמאלי (אנסטומוזה III).
  13. קבע את השתל על ידי תפירת רקמת החיבור לרקמת השומן הסביבתית (איור 1A,F).
  14. בדוק את מראה השתל לפני סגירת הבטן (איור 1A,G). לאחר ההליך, תפרו את שכבת שריר הבטן ושכבת העור ברצף, וסגרו את חלל הבטן. מרחו תרסיס לידוקאין על האנסטומוזה. השתמשו בכרית חימום לשמירת טמפרטורת הגוף של העכבר במהלך ההחלמה והניחו אותו בכלוב מטבולי למעקב לאחר ההליכה.
    הערה: בצע סגירה שכבתית של דופן הבטן עם מיקום רקמתי מדויק ומתח יציב בכל מיקום תפר. בעת סגירת העור, שלב חלק משכבת השריר שמתחת כדי למנוע היווצרות חלל מת.

5. מתן סביב הניתוח וגילוי לאחר הניתוח

  1. ניהול תרופתי סביב הניתוח: התרופות הבאות ניתנו מדי יום באמצעות הזרקה תוך-פריטוניאלית: מלוקסיקאם במינון של 2 מ"ג/ק"ג למשכך כאבים סביב הניתוח, מיום לפני הניתוח ועד 3 ימים לאחר הניתוח. מתילפרדניזולון סודיום סוקסינאט במינון של 4 מ"ג/ק"ג למניעת דחיית אלוגרפט, מיום הניתוח ועד היום השביעי לאחר הניתוח. יש לעקוב ולתעד את ההישרדות ואת תפוקת השתן היומית של חולדות המקבל לאחר הניתוח.
  2. ביום השביעי לאחר הניתוח, הרדימו את העכבר ואספו דם מהאאורטה הבטנית לצורך מדידות ביוכימיות. קצור את השתל הכליה. הורד את העכברים באמצעות הרדמה ממושכת תחת הרדמה גזית ממושכת לאחר איסוף רקמות.
  3. מקבע דגימות כליה בתמיסת 4% פאראפורמלדהיד (PFA), ואז מעבד אותן באמצעות ייבוש סטנדרטי, ניקוי והטמעת פרפין (טבלת תוסף S3). חתך את הבלוקים המוטבעים בפרפין בעובי של 4 מיקרון. לאחר מכן, צביעה עם המטוקסילין ואאוזין (H&E, טבלת תוסף S4) ו-Periodic Acid-Schiff (PAS, טבלת תוסף S5)) להערכה היסטולוגית.
    הערה: הליכי הצביעה המפורטים מוצגים בטבלה המשליפה S3, טבלה משלימה S4 וטבלה משלימה S5.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

בשיטה שתוארה, כליות עכברוש מבודדות יכולות להישאר חיוניות לפרפוזיה נורמית במכונה ex vivo למשך לפחות 3 שעות. במהלך ה-NMP, עמידות הפרפוזיה של הכליות (איור 3A, מערך הנתונים המלא של איור 3 ואיור 4 זמין בטבלה המשליפה S6) נשמרת יציבה ב-5.958 ± 1.106 מ"מ כספית/(מ"ל/דקה), מה שמדגים את יציבות מערכת הפרפוזיה הקיימת שלנו. הכליות ייצרו שתן באופן תקין במהלך תקופת הפרפוזיה (

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

NMP יכול לקצר את משך האיסכמיה של השתל ולאפשר הערכה וטיפול באיכות השתל מחוץ לחי 16,17,18,19,20,32,33. עם זאת, אין תקן אחיד ל-NMP של מודל העכברוש. במאמר זה פיתחנו מודל בעלי חיים ל-NMP ולהשתלה בכליית העכברוש, שיכול לשמש ככלי חשוב לחקר תפקיד ה-NMP בתחום...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

תודות

עבודה זו נתמכה במימון הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (תוכנית כללית, מענק מס' 82470778); הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (פרויקט קרן מדעי הנוער, מענק מס' 82201961); קרן המדע הטבעי של מחוז גואנגדונג (תוכנית כללית, מענק מס' 2024A1515011447); והמעבדה המרכזית של מחוז גואנגדונג לאימונולוגיה של תרומת איברים והשתלות (מענק מס' 2023B1212060020); מעבדת המשותפים לשיקום ושיקום הכליות של אוניברסיטת סאן יאט-סן - ARM (מענק מס' SYSU-50000-20240428-0001).

המחברים רוצים להודות למרכז בעלי החיים למעבדה של אוניברסיטת סון יאט-סן על מתן בעלי חיים למעבדה, מתקנים ומכשירי מכשור. איור 1 ואיור 2 הוכנו באמצעות FigDraw; Graphpad Prism סיפקה שירותי גרף נתונים, וחברת Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited ביצעה חתך פרפין וצביעה פתולוגית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
אלכוהול (75%)מוסיאןJJ-75-1
מכשיר עירוי דםפושאן יוז'אן טק בע"מYZDW-15-5
אלבומין סרום בקר (BSA)אלאדין סיינטיפיק קורפ.B265991-100 גרם
מסננת תאים (70 ו-mu; m)קורנינג לייף סיינס (ווג'יאנג) בע"מ352350
צינור צנטריפוגה (1.5 מ"ל)קורנינג לייף סיינס (ווג'יאנג) בע"מMCT-150-C-1
צינור צנטריפוגה (15 מ"ל)ביוגרפיה של ExCellCS015-0001
כדור כותנהקבוצת פיאואן הנאן בע"מגודל קטן
מטלית כותנהפושאן שונדה קאנגג'נג חומר סניטרי בע"מKZ3-12
קריאטיניןשנגחאי יואניה ביוטכנולוגיה בע"מS20198-100g
תפר ניילון עם מחט כפולה (11-0)נינגבו מדיקל נידל בע"מSYZ-11-0
סולם אלקטרוניSENSSUNEHA17
מפזר נוזליםג'יו רפואהYZ-00-0231
גזהזיטארC11001-001
כרית חימוםגואנגג'ואו דווי ביולוגי טכנולוגיה בע"מDK0032
הזרקת נתרן להפארין (12500 U, 2 מ"ל)צ'נגדו הפאטון פארמה בע"מH51021209
מדחום אינפרא-אדוםדליDL333380
מזרק הזרקה (1 מ"ל)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
מזרק הזרקה (10 מ"ל) Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
מזרק הזרקה (20 מ"ל)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20ml
איזופלוראןRWD Life Science Co., LTDR510-22-10
i-STAT 1  מנתח דםאבוט04P75-03 (ארה"ב)
מחסנית i-STAT CG4+אבוט03P85-25
מחסנית i-STAT CHEM8+אבוט09P31-25
צינור הארכה נוזליקבוצת ציוד רפואי ג'יאנגשי הונגדה בע"מZJ983
חמצן עכברים Micro-1דונגגואן קווי מדיקל אינסטרומנט בע"ממיקרו-MO
מיקרופאמפEDCAPTAINSYS-3011
פילטר מחט (0.22 & mu; m)מרק מיליפורSLGPR33RB
פתרון לשימור איבריםקבוצת התרופות של נהר היאנגצהHCA II
אוקסיגנטוראוגלסOZ-3-02HWO
פניצילין-סטרפטומיצין (10,000 U/mL)תרמו פישר סיינטיפיק בע"מ.15140122
משאבה פריסטלטיתחברת Kamoer Fluid Tech (שנחאי) בע"מ.LLS Plus V2
צינור משאבה פריסטלטיפושאן יוז'אן טק בע"מLG-1-14
צלחת פטריBKMAMBKM001
חיישן לחץתאגיד אדוארדס לייףסיינסJIBPT-A-01-EDW
מקלט חיישן לחץסינגולריות רפואיתCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 מ"ל)קורנינג לייף סיינס (ווג'יאנג) בע"מR10-040-CV
סלייןבית המרקחת YXHA1001346
חולדות SDמרכז בעלי החיים המעבדתיים של אוניברסיטת סון יאט-סןNA
מכונת גילוחביוטייםFS600
תפר ניילון בזווית אחת (3-0)נינגבו מדיקל נידל בע"מDJZ-3-0
תפר ניילון עגול יחיד (8-0)נינגבו מדיקל נידל בע"מDYZ-8-0
מכונת הרדמה לבעלי חיים קטניםRWD Life Science Co., LTDR500
מכונת פרפוזיה רב-איברית לבעלי חיים קטניםLife  Perfusor  רפואהPU-100כולל צלחת מתכת, אמבט מים, משאבת חימום וחיישן טמפרטורה
ערכת ניתוחים לבעלי חיים קטניםביוטייםFS500
תמיסת נתרן ביקרבונט (NaHCO<תת->3, 5%)דונגגואן פוג'י Medical Technology Co., LtdH20064480
דף ניתוח סטריליטכנולוגיית HengAoSKR-BY-DD0001
מים סטרילייםביוגרפיה של הייוואנגH35021140
קטטר עירוי עם ידית ישרה (24 G)פושאן יוז'אן טק בע"מ20230816-1
מיקרוסקופ ניתוחימורזידרMSD203
קלטתMinnesota Mining and Manufacturing Co,. בע"מ1527C-0
מחבר טיפושאן יוז'אן טק בע"מWGST-10
מחט קטטר פנימית מסוג Y (24 G)ג'יאנגשי פנגליןYZDW-7-5
מחט קטטר פנימית מסוג Y (26 G)ג'יאנגשי פנגליןYZDW-7-6

מקורות

  1. Collins, A. J., et al. Excerpts from the US Renal Data System 2009 Annual Data Report. Am J Kidney Dis. 55 (1 Suppl 1), A6-A7 A1-A420 (2010).
  2. Skorecki, K., Chertow, G. M., Marsden, P. A., Taal, M. W., Yu, A. S. L. Brenner & Rector's The Kidney. , 10th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2016).
  3. Thurlow, J., et al. Global epidemiology of end-stage kidney disease and disparities in kidney replacement therapy. Am J Nephrol. 52 (2), 98-107 (2021).
  4. Schnuelle, P., Lorenz, D., Trede, M., Van Der Woude, F. J. Impact of renal cadaveric transplantation on survival in end-stage renal failure: evidence for reduced mortality risk compared with hemodialysis during long-term follow-up. J Am Soc Nephrol. 9 (11), 2135(1998).
  5. O'Connell, P. J., et al. The role of kidney transplantation as a component of integrated care for chronic kidney disease. Kidney Int Suppl (2011). 10 (1), e78-e85 (2020).
  6. Wu, D. A., Watson, C. J., Bradley, J. A., Johnson, R. J., Forsythe, J. L., Oniscu, G. C. Global trends and challenges in deceased donor kidney allocation. Kidney Int. 91 (6), 1287-1299 (2017).
  7. Fang, X., et al. Long-term outcomes of kidney transplantation from expanded criteria donors with Chinese novel donation policy: donation after citizens' death. BMC Nephrol. 23, 325(2022).
  8. Gill, J., et al. Use and outcomes of kidneys from donation after circulatory death donors in the United States. J Am Soc Nephrol. 28 (12), 3647-3657 (2017).
  9. Debout, A., et al. Each additional hour of cold ischemia time significantly increases the risk of graft failure and mortality following renal transplantation. Kidney Int. 87 (2), 343-349 (2015).
  10. Jing, L., Yao, L., Zhao, M., Peng, L., Liu, M. Organ preservation: from the past to the future. Acta Pharmacol Sin. 39 (5), 845-857 (2018).
  11. Kvietkauskas, M., Leber, B., Strupas, K., Stiegler, P., Schemmer, P. Machine perfusion of extended criteria donor organs: immunological aspects. Front Immunol. 11, 192(2020).
  12. Hosgood, S. A., Brown, R. J., Nicholson, M. L. Advances in kidney preservation techniques and their application in clinical practice. Transplantation. 105 (11), e202-e214 (2021).
  13. Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. First in man renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion. Transplantation. 92 (7), 735-738 (2011).
  14. Radajewska, A., Krzywonos-Zawadzka, A., Bil-Lula, I. Recent methods of kidney storage and therapeutic possibilities of transplant kidney. Biomedicines. 10 (5), 1013(2022).
  15. Bellini, M. I., et al. Organ reconditioning and machine perfusion in transplantation. Transpl Int. 36, 11100(2023).
  16. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Dormer, J., Nicholson, M. L. The use of ex vivo normothermic perfusion for the resuscitation and assessment of human kidneys discarded because of inadequate in situ perfusion. J Transl Med. 13, 329(2015).
  17. Georgiades, F., Hosgood, S. A., Butler, A. J., Nicholson, M. L. Use of ex vivo normothermic machine perfusion after normothermic regional perfusion to salvage a poorly perfused DCD kidney. Am J Transplant. 19 (12), 3415-3419 (2019).
  18. He, X., et al. The first case of ischemia-free kidney transplantation in humans. Front Med (Lausanne). 6, 276(2019).
  19. López-Martínez, S., Simón, C., Santamaria, X. Normothermic machine perfusion systems: where do we go from here. Transplantation. 108 (1), 22(2024).
  20. Zulpaite, R., et al. Ex vivo kidney machine perfusion: therapeutic potential. Front Med (Lausanne). 8, 808719(2021).
  21. Elliott, T. R., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Normothermic kidney perfusion: an overview of protocols and strategies. Am J Transplant. 21 (4), 1382-1390 (2021).
  22. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  23. Pool, M. B. F., Hartveld, L., Leuvenink, H. G. D., Moers, C. Normothermic machine perfusion of ischaemically damaged porcine kidneys with autologous, allogeneic porcine and human red blood cells. PLoS One. 15 (3), e0229566(2020).
  24. Bouari, S., Eryigit, Ö, de Bruin, R. W. F., IJzermans, J. N. M., Minnee, R. C. Optimizing porcine donor kidney preservation with normothermic or hypothermic machine perfusion: a systematic review. Artif Organs. 45 (11), 1308-1316 (2021).
  25. Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
  26. Czogalla, J., Schweda, F., Loffing, J. The mouse isolated perfused kidney technique. J Vis Exp. (117), e54712(2016).
  27. Mahboub, P., et al. The efficacy of HBOC-201 in ex situ gradual rewarming kidney perfusion in a rat model. Artif Organs. 44 (1), 81-90 (2020).
  28. Czogalla, J., Grahammer, F., Puelles, V. G., Huber, T. B. A protocol for rat kidney normothermic machine perfusion and subsequent transplantation. Artif Organs. 45 (2), 168-174 (2021).
  29. Thompson, E. R., et al. Novel delivery of cellular therapy to reduce ischemia reperfusion injury in kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1402-1414 (2021).
  30. Huijink, T. M., et al. Metformin preconditioning and postconditioning to reduce ischemia reperfusion injury in an isolated ex vivo rat and porcine kidney normothermic machine perfusion model. Clin Transl Sci. 14 (1), 222-230 (2021).
  31. Ferdinand, J. R., et al. Cytokine absorption during human kidney perfusion reduces delayed graft function-associated inflammatory gene signature. Am J Transplant. 21 (6), 2188-2199 (2021).
  32. Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early DCD graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
  33. Tingle, S. J., et al. Normothermic and hypothermic machine perfusion preservation versus static cold storage for deceased donor kidney transplantation. Cochrane Database Syst Rev. 7 (7), CD011671(2024).
  34. Venema, L. H., et al. Effects of oxygen during long-term hypothermic machine perfusion in a porcine model of kidney donation after circulatory death. Transplantation. 103 (10), 2057-2064 (2019).
  35. Sui, M., et al. A new HC-A II solution for kidney preservation: a multi-center randomized controlled trial in China. Ann Transplant. 19, 614-620 (2014).
  36. Hamelink, T. L., et al. Renal normothermic machine perfusion: the road toward clinical implementation of a promising pretransplant organ assessment tool. Transplantation. 106 (2), 268(2022).
  37. Stimmeder, S., Leber, B., Sucher, R., Stiegler, P. Genetic modulation: future trends toward graft optimization during machine perfusion. Transplantation. 108 (3), 614-624 (2024).
  38. You, H., et al. A rat orthotopic renal transplantation model for renal allograft rejection. J Vis Exp. (180), e63464(2022).
  39. Shrestha, B., Haylor, J. Review of surgical techniques of experimental renal transplantation in rats. Exp Clin Transplant. 15 (4), 373-380 (2017).
  40. Ju, C., Xue, L., Cheng, H., Jin, Z. Optimized method to harvest both kidneys from one donor rat for transplantation. BMC Surg. 18, 66(2018).
  41. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: a novel and simplified surgical approach. J Vis Exp. (147), e59403(2019).
  42. Căluşi, T., Sorohan, B., Iordache, A., Purcaru, F. Cold ischemia time as a risk factor for graft dysfunction types in kidney transplant recipients. Chirurgia. 119 (5), 572(2024).
  43. Gorayeb-Polacchini, F. S., et al. Impact of cold ischemia time on kidney transplant: a mate kidney analysis. Transplant Proc. 52 (5), 1269-1271 (2020).
  44. Weissenbacher, A., et al. Hemodynamics and metabolic parameters in normothermic kidney preservation are linked with donor factors, perfusate cells, and cytokines. Front Med (Lausanne). 8, 801098(2022).
  45. Lantinga, V. A., et al. Impact of device variability and protocol differences on kidney function during normothermic machine perfusion: a comparative study using porcine and human kidneys. Artif Organs. 49 (1), 93-107 (2024).
  46. Fayek, S. A., et al. Ureteral stents are associated with reduced risk of ureteral complications after kidney transplantation: a large single center experience. Transplantation. 93 (3), 304(2012).
  47. Brubaker, D. K., Lauffenburger, D. A. Translating preclinical models to humans. Science. 367 (6479), 742-743 (2020).
  48. Mullins, L. J., Conway, B. R., Menzies, R. I., Denby, L., Mullins, J. J. Renal disease pathophysiology and treatment: contributions from the rat. Dis Model Mech. 9 (12), 1419-1433 (2016).
  49. Gao, S., et al. A rat model of orthotopic kidney transplantation based on nonanastomotic technique. Transplant Proc. 53 (10), 3080-3086 (2021).
  50. Franzin, R., et al. Renal delivery of pharmacologic agents during machine perfusion to prevent ischaemia-reperfusion injury: from murine model to clinical trials. Front Immunol. 12, 673562(2021).
  51. Moeckli, B., et al. Evaluation of donor kidneys prior to transplantation: an update of current and emerging methods. Transpl Int. 32 (5), 459-469 (2019).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

השתתלת כליות בחולדהשימור איבריםפרפוזיה אקס-ויו (Ex Vivo)השגת כליותמודל בעל חיים קטןאחסון קר סטטיתפקוד השתל כלייתיאנסטומוזה וסקולריתפרמטרי פרפוזיה
פרפוזיה נורמותרמית של כליות עכברוש להשתלה
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.