מאמר שיטה

ניטור קליטה ולוקליזציה של תרכובות אורגניות ברקמות הצמח באמצעות בדיקת תיוג רדיו הידרופונית 14C והדמיית זרחן

DOI:

10.3791/68735

⸱

10 באוקטובר 2025

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Calgary

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מאמר זה מתאר שיטה לחקר שיקום בתיווך צמחי באמצעות 14מזהמים אורגניים המסומנים ב-C. הוא מתאר הכנת צמחים הידרופוניים, קליטת תווית רדיו והדמיית זרחן כדי לעקוב אחר ספיגת מזהמים, טרנסלוקציה וחילוף חומרים. הטכניקה מציעה כלי רב ערך להערכת פוטנציאל פיטו-רימדיציה על פני מיני צמחים שונים ומזהמים סביבתיים.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Phytoremediation, השימוש בצמחים להפחתת מזהמים סביבתיים, מציע גישה בת קיימא וחסכונית לניקוי אתרים מזוהמים. פיתוח שיטות המסייעות בהבהרת המנגנונים מאחורי ספיגת צמחים וחילוף חומרים של מזהמים הוא חיוני לשיפור שיטות הטיפול בצמחים. מאמר זה מתאר שיטה להערכת קליטה וטרנספורמציה של מזהמים אורגניים על ידי צמחים המשתמשים בתרכובות עם תוויות רדיו. 14תרכובות אורגניות המסומנות ב-C, כגון חומצות C-נפתניות מדגם 14, משמשות למעקב אחר ספיגתן, טרנסלוקציה, לוקליזציה וחילוף חומרים ברקמות הצמח. השתמשנו בעבר בשיטה זו עם מיני צמחים מרובים, כולל Elymus trachycaulus ו-Salix interior. תצפיות אלה מאוששות כאן עם צמח המודל, Arabidopsis thaliana, שגדל באופן הידרופוני בתמיסות הוגלנד מותאמות. ספיגת תוויות הרדיו נוטרה באמצעות ספירת נצנוץ נוזלי והדמיית זרחן, המאפשרת הדמיה וכימות של תרכובות עם תווית רדיו בתוך רקמות הצמח. שיטה זו מפרטת את הכנת החומרים הצמחיים, השימוש בתרכובות עם תוויות רדיו, ותהליך ניתוח התפוצה והגורל של מזהמים בתוך צמחים. השיטה כוללת גם אסטרטגיות להערכת הפרשה של תרכובות ומאפשרת הערכה הן של קליטת צמחים והן של טרנסלוקציה של מזהמים סביבתיים. גישה זו מספקת תובנה לגבי תהליכי שיקום בתיווך צמחים וניתן ליישם אותה לחקר מגוון רחב של מזהמים סביבתיים ומיני צמחים.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

טיפול ביולוגי הוא טכנולוגיית תיקון המתווכת על ידי ישויות ביולוגיות, כגון צמחים ומיקרואורגניזמים. Phytoremediation, המשתמש בצמחים או במוצרים צמחיים כדי להסיר מזהמים מהסביבה, יכול להשלים או לשמש כחלופה לתיקון מבוסס מיקרוביאלי, ולהתגבר על חלק מהמגבלות של שימוש במיקרואורגניזמים בלבד 1,2,3,4. פיטו-מדיציה היא חסכונית בשל התהליכים המונעים על ידי השמש של צמחים, שבהם מזהמים נספגים דרך שורשיהם או יורה ומועברים בין תאים ורקמות שם ניתן לעבור חילוף חומרים, בידוד או נידוף5. הצמחים היעילים ביותר לפיטו-רימדיציה הם בדרך כלל מינים עמידים ועמידים לעקה עם שיעורי דיות גבוהים, ייצור ביומסה מהיר ומערכות שורשים עמוקות, כמו אלה שנמצאות בסוגים Populus ו-Salix 6. כאורגניזמים יושבים, צמחים פיתחו מסלולים מטבוליים מגוונים כדי להתמודד עם תרכובות רעילות בסביבתם1. זה מעניק להם מגוון רחב של גנים ותהליכים ביוכימיים המשפרים את יכולתם להתמודד עם מזהמים.

מסגרת פירוק הפיטו, שהוצעה לראשונה על ידי סנדרמן ואחרים (1977)7, מתארת תהליך תלת-שלבי לניקוי רעלים ממזהמים בתיווך צמחי: טרנספורמציה, צימוד ומידור. בכל שלב, מזהמים עוברים שינויים אנזימטיים המגבירים את ההידרופיליות שלהם, מפחיתים את רעילותם והופכים אותם לנגישים יותר לקיבוע או למינרליזציה נוספת4. עם זאת, מכיוון שצמחים מסתמכים בעיקר על פחמן דו חמצני אטמוספרי לקיבוע פחמן, יכולתם למינרליזציה מלאה של מזהמים אורגניים מוגבלת פוטנציאלית. במקום זאת, מזהמים עשויים להיות מבודדים בוואקואולים או בדפנות התא (פיטו-קיבוע) או נדיפים לאטמוספירה (פיטו-וולטיליזציה)1.

אתגר מרכזי במחקר פיטו-מדיציה הוא לזהות אם צמחים יכולים לספוג ולשנות מזהמים אורגניים מסביבתם1. שיטות זיהוי מסורתיות לרוב אינן מצליחות לעקוב במדויק אחר מסלולי ספיגת המזהמים והטרנסלוקציה, מה שמקשה על הערכת יכולתו של הצמח לתקן מזהמים ספציפיים 1,5. תרכובות אורגניות פחמן-14 (14C) המסומנות ברדיו מציעות פתרון רב עוצמה לנושא זה. על ידי חשיפת צמחים ל-14מזהמים המסומנים ב-C, חוקרים יכולים לעקוב אחר שילוב של פחמן מסומן ברדיו ברקמות הצמח, ולספק תובנה מדויקת לגבי הספיגה, הטרנסלוקציה והטרנספורמציה של המזהם. טכניקה זו מאפשרת לזהות מיני צמחים המסוגלים לתקן מזהמים אורגניים ספציפיים ומציעה דרך אמינה להעריך את המסלולים הפיזיולוגיים המעורבים. בסופו של דבר, השימוש ב-14תרכובות המסומנות ב-C מקדם את ההבנה שלנו לגבי פוטנציאל הטיפול בפיטו-רימדיה, ותומך בפיתוח אסטרטגיות יעילות וממוקדות יותר לתיקון סביבתי.

מאמר זה מתאר שיטה המשתמשת ב-14מזהמים אורגניים בעלי תווית רדיו C כדי לנטר את הספיגה, הטרנסלוקציה והגורל של מזהמים אלה מתמיסה הידרופונית על ידי צמחים. פרסום שפורסם לאחרונה תיאר שיטה דומה למעקב אחר גורלם של 14קוטלי עשבים המסומנים ב-C בעת יישום עלים8. עם זאת, השיטה המתוארת כאן מתארת כיצד להעריך את ההסרה וההעברה של מזהמים מסומנים ברדיו מתמיסה הידרופונית, עם הערות כיצד להתאים שיטה זו לשימוש באדמה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הערה: לפני שתמשיך בפרוטוקול זה, חשוב להתייעץ עם ההנחיות והתקנות הרלוונטיות לבטיחות רדיואיזוטופים מוסדיים ולאומיים. בקצרה, טפל בכל החומר הרדיואקטיבי, או כל דבר שעלול לבוא במגע עם רדיואיזוטופים, תוך לבישת כפפות כפולות, חלוק מעבדה ומשקפי מגן. ההליך בוצע בחלל ייעודי במעבדה עם סרט לסימון חלקים המכילים רדיואיזוטופים. כמו כן, לאחר כל ההליכים, נקו מיד את כלי הזכוכית והמכשירים, ולאחר מכן ספוגו ובדקו את נוכחותם של רדיואיזוטופים מזהמים באמצעות ספירת נצנוץ. כל החומרים והנוזלים ששימשו בבדיקות אלה הושלכו גם הם למיכלי פסולת רדיואקטיבית ייעודיים והושלכו כראוי בהתאם להנחיות של אוניברסיטת קלגרי והוועדה הקנדית לבטיחות גרעינית.

1. הכנת תמיסת הוגלנד

  1. הכן תמיסת הוגלנד 0.5x (חצי חוזק) מתערובת מסחרית או הכין את המדיה מאפס, המורכבת מ-0.5 מ"מ NH4H2PO4, 3 מ"מ KNO3, 2 מ"מ Ca(NO3)2, 1 מ"מ MgSO4, 23 מיקרומטר H3BO3, 5 מיקרומטר MnCl2•4H2O, 400 ננומטר ZnSO4•7H2O, 200 ננומטר CuSO4•5H2O, 70 ננומטר H2MnO4•1H2O, 45 מיקרומטר FeSO4•7H2O.
  2. הוסף MES או מאגר מתאים אחר כדי להשיג ריכוז סופי של 10 מ"מ.
  3. התאם את ה-pH לערך הרצוי (כאן, ה-pH היה 5.0).

2. הכנת פתרון תיוג רדיו

  1. העבר את הנפח הנדרש של תמיסת הוגלנד 0.5x (50 מ"ל לכל שכפול) לבקבוק נקי.
  2. הוסף 0.1-0.26 kBq/mL של התרכובת המסומנת ברדיו לתמיסת הוגלנד.
    הערה: במחקר זה נעשה שימוש ב-14C-AdCA (חומצה אדמנטנית-1-קרבוקסילית) המומסת במתנול.
  3. מערבבים היטב על ידי סיבוב הבקבוק למשך 2-3 דקות.
  4. יש להקצות 50 מ"ל מתמיסת תיוג הרדיו לתוך צלוחיות ארלנמאייר של 125 מ"ל עבור כל שכפול.

3. Arabidopsis ( Arabidopsis thaliana (L.) Heynh.) הכנת צמחים

הערה: פרוטוקול לגידול הידרופוני של Arabidopsis thaliana מפורט ב- Conn et al. (2013)9.

  1. עבור כל צמח, הסר מכסה מצינור מיקרופוגה סטנדרטי של 1.7 מ"ל עם מספריים ונקב חור בקוטר 3 מ"מ במרכז הכובע באמצעות אגרוף חור עור.
  2. אטמו זמנית את החלק העליון של המכסים עם סרט ומלאו את המכסים במדיה מותכת של הוגלנד 0.5x המכילה 0.8% אגר, ולאחר מכן הניחו לתוך המכסה של קופסת קצה שונה (מיכל הנביטה) (איור 1A).
  3. משטח לעקר זרעי Arabidopsis על ידי שטיפות רצופות באתנול 70% למשך 10 דקות, ולאחר מכן 5 דקות, ולייבש במכסה המנוע על נייר סינון סטרילי.
  4. זרעו זרעים למדיום האגר דרך החור שנאגר בחלק העליון של מכסה המיקרו-צנטריפוגה.
  5. רובד את הזרעים במדף הקצה בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס למשך 2-4 ימים.
  6. העבר את מיכל הנביטה לתא גידול בתנאי יום ארוך (16 שעות אור, 8 שעות חושך ב~150 מיקרומול/מ"רשניות של אור ו-22 מעלות צלזיוס).
  7. מלאו את מדפי הטיפים בתמיסת הוגלנד 0.5x.
    הערה: ודא שהתמיסה נוגעת באגר כדי למנוע ייבוש.
  8. מגדלים צמחים במשך 2-3 שבועות, ממלאים את התמיסה לפי הצורך (כל 3-4 ימים) כך שהאגר יישאר במגע עם התמיסה ההידרופונית.
  9. השתלו את הכובעים והשתילים לתוך פתח בקוטר 10 מ"מ שנחתך דרך מרכז מכסה צינור פלקון בנפח 50 מ"ל עם מקדחה ומסור מקדחה (איור 1B).
  10. קדחו 12 חורים לתוך מכסה פלסטיק בנפח 10 ליטר עם מקדחה בקוטר 30 מ"מ (מיכל ההתבגרות).
  11. הנח את מכסי צינור הפלקון מעל הפתחים בחלק העליון של התיק כך שהשורשים יעברו לתיק שמתחת.
  12. חבר אבני אוויר לתחתית מיכל ההתבגרות ומלא בתמיסת הוגלנד עד שהשורשים שקועים ברובם.
  13. מחזירים את הצמחים לתא הגידול וגדלים עוד 6-8 שבועות (16 שעות אור, 8 שעות חושך ב~150 מיקרומול/מ"רשניות אור ו-22 מעלות צלזיוס), עד שקוטר הרוזטות מגיע לכ-10 ס"מ.

figure-protocol-1
איור 1: מיכלים הידרופוניים לנביטה והתבגרות של Arabidopsis וכלי הטיפול 14C-AdCA. (A) מיכל הנביטה שמשמש להנבטת זרעי Arabidopsis עבור גידול הידרופוני. (B) צמחי Arabidopsis במיכל ההתבגרות מוכנים לניסויים. (C) צמח Arabidopsis עם שורשים שקועים בתמיסת 14C-AdCA במהלך הניסוי. הצלוחיות בנפח 50 מ"ל (כלי הטיפול 14C) מכוסות בדרך כלל בנייר אלומיניום (לא מוצג) במהלך החשיפה כדי למנוע צמיחת אצות. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

4. הבהלה הבלטית (Juncus balticus Willd. ) הכנת צמחים

  1. רובד זרעים בין שתי פיסות נייר סינון לחות בצלחת פטרי בחום של 4 מעלות צלזיוס למשך 1-2 שבועות.
  2. הסר את נייר הסינון העליון והנח את המנה בתא גידול בתנאי יום ארוכים (16 שעות אור, 8 שעות חושך ב-~150 מיקרומול/מ"ר2 שניות של אור ו-22 מעלות צלזיוס) למשך שבוע.
  3. השתל שתילים למדפי טיפים ששונו כמתואר עבור Arabidopsis (שלב 3.1-3.4).
  4. גדלו צמחים במשך 2-3 שבועות (16 שעות אור, 8 שעות חושך ב-~150 מיקרומול/מ"רשניות של אור ו-22 מעלות צלזיוס), או עד שהשורשים מגיעים לאורך של 3-4 ס"מ.
  5. השתלת צמחים לתוך תיק מותאם של 10 ליטר עם אבני אוויר, מילוי בתמיסת הוגלנד עד שהשורשים שקועים ברובם, וגידול במשך 6-8 שבועות נוספים (16 שעות אור, 8 שעות חושך ב~150 מיקרומול/מ"רשניות של אור ו-22 מעלות צלזיוס).

5. הכנת צמח ערבה חול (Salix Interior Rowlee)

הערה: פרוטוקול לגידול שתילי ערבת חול מתואר ב- Alberts et al. (2021)10.

  1. חותכים ייחורי גבעול בגודל 10 ס"מ (קוטר 5 מ"מ) וטובלים אותם למשך הלילה בטמפרטורת החדר ב-diH2O כדי להעניק לחות ולעורר השתרשות.
  2. העבירו את הייחורים המיובשים למיכלי הידרופוניקה מוגזים עם 10 ליטר של תמיסת הוגלנד 0.5x וגידלו במשך חודש אחד (16 שעות אור, 8 שעות חושך ב~150 מיקרומול/מ"רשניות של אור ו-22 מעלות צלזיוס) כדי לבסס צמיחת שורשים ויורה.
    הערה: רענן את תמיסת הוגלנד כל שבועיים כדי למנוע מחסור בחומרים מזינים במהלך התפתחות הצמח.

6. תיוג רדיואיזוטופים

  1. לאחר הכנת תמיסת תיוג הרדיו, אסוף כמות של 100 מיקרוליטר מהתמיסה לספירת נצנוץ נוזלי כדי לקבוע את ריכוז האיזוטופים הראשוני.
  2. מחק בעדינות את שורשי הצמח יבש והעביר את מכלול מכסה צינור הפלקון לצלוחיות ארלנמאייר של 125 מ"ל (כלי הטיפול 14C) המכילות תמיסת הוגלנד 0.5x עם 14תרכובות אורגניות המסומנות C משלב 2.4.
  3. סמן את רמת התמיסה על הבקבוק כדי להבטיח שניתן לטעון אותו עד לנפח ההתחלתי במהלך הניסוי, תוך התחשבות באידוי.
  4. עוטפים צלוחיות בנייר אלומיניום ומנערים במהירות של 40-60 סל"ד תחת אורות גידול למשך הבדיקה או עד שהצמחים המסומנים מועברים לתמיסת הוגלנד פי 0.5 ללא תווית רדיו לתקופת מרדף.
  5. מלא את הנפח בבקבוק כל 1-2 שעות לקו שנעשה בשלב 6.3 בתמיסה של הוגלנד ללא תווית הרדיו לפני איסוף 100 מיקרוליטר אליקוט. הקפד למדוד את נפח ההואגלנד שנוסף לכל בקבוק כדי להשוות את קצב האידוי מכל תמיסה. לאחר 6-8 השעות הראשונות, זמני הדגימה יכולים לעלות לכל 12-24 שעות.
    הערה: שלב זה יכול להימשך ימים במידת הצורך, אך הקפד לעקוב אחר הרדיואקטיביות במיניקוטים מדי יום עם התקדמות הניסוי.
  6. אופציונלי: לניטור הפרשות במהלך תקופת המרדף, העבירו את מכלול מכסה הצינור של הצמח והפלקון לבקבוק עם 50 מ"ל של תמיסת הוגלנד טרייה (שאינה מכילה תרכובת 14עם תווית C) והסר כמות של 100 מיקרוליטר כל שעתיים במשך 6-8 השעות הראשונות, ולאחר מכן במרווחים של 24 שעות מתחילת הניסוי.
    הערה: כדי להבחין בין הפרשה מפוזרת פסיבית ואקטיבית של התרכובת משורשי הצמח, ניתן להוסיף מעכב הובלה פעיל כגון ציקלוספורין A בריכוז של 20 מיקרומטר.
  7. מדוד את הספירות הרדיואקטיביות של כל מנה שנאספה בין שלבים 6.1-6.6 באמצעות מונה נצנוץ נוזלי.

7. הדמיית זרחן של צמחים

  1. שטפו את השורשים במשך 15 דקות בתמיסת הוגלנד 0.5x ללא תווית הרדיו כדי להסיר רדיואיזוטופ קשור באופן רופף.
  2. אסוף 100 מיקרוליטר מתמיסת השטיפה לספירת נצנוץ נוזלי.
  3. שקלו את הצמחים או את החומר הצמחי הלא עצי כדי לקבוע מסה טרייה.
  4. יבש את החומר הצמחי עם מייבש ג'ל על פיסת נייר סינון מסומן ב-50 מעלות צלזיוס בוואקום למשך שעתיים, ולאחר מכן השאיר לייבוש למשך הלילה בטמפרטורת החדר.
    הערה: לאחר הייבוש, ניתן לאחסן את הצמחים לתקופות ממושכות (4-6 חודשים) והדמיה יכולה להתרחש במועד מאוחר יותר עם ירידה מינימלית באות הרדיואקטיבי.
  5. נקה את מסך הזרחן על ידי חשיפתו לאור גבוה על מחק זרחן למשך 15 דקות.
  6. הוצא 2-10 מיקרוליטר של תמיסת תווית רדיו עם רדיואקטיביות ידועה על פיסת נייר סינון ואפשר לה להתייבש בטמפרטורת החדר למשך הלילה.
    הערה: כאן משתמשים בתקנים עם הרדיואקטיביות: 67, 33, 17, 8, 4 ו-2 Bq, אך ניתן לשנות זאת כדי להתאים לעוצמות האות מדגימות הצמח.
  7. הנח את מסך הזרחן על גבי דגימות הצמחים המיובשות והתקנים הרדיואקטיביים בחושך או במיכל אטום סגור וחשוף אותם למשך 24 שעות לפחות.
    הערה: אם התמונה חשופה פחות או יתר על המידה, התאם את זמן החשיפה בהתאם.
  8. צלם את המסכים עם מערכת הדמיית זרחן סורקת לייזר ברזולוציה של 50 מיקרומטר.
  9. נתח את עוצמות האות וההתפלגויות של תמונת הזרחן באמצעות תוכנת ImageJ11.
    1. שלבי ImageJ: פתח את התמונה על-ידי בחירה באפשרות File > Analyze > Set Measurements... בחר ערך שטח וממוצע אפור > אישור. בחרו בכלי בחירת הצורה המתאים ביותר לרקמה. לחץ וגרור על התמונה כדי להדגיש את אזור העניין. הקש Ctrl + M. העתק את הערך Area ו- Mean Gray לגיליון אלקטרוני.
  10. המר את ערכי האפור הממוצעים ל- Bq באמצעות התקנים הרדיואקטיביים בעקומה סטנדרטית.
  11. חשב את סך הפעילות ברקמת הצמח (צפיפות משולבת) באמצעות המשוואה הבאה:
    צפיפות משולבת (Bq) = (Bq ממוצע של רקמה (Bq/cm2) - רקע (Bq/cm2)) * שטח (ס"מ2)
    1. אופציונלי: המר את התמונה בגווני אפור לסולם עוצמת צבע באמצעות תוכנת ImageJ11.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

נוהל הספיגה של 14תווית C חל על מגוון מיני צמחים מעבר ל-Arabidopsis, כולל Salix interior, Elymus trachycaulus (Link), Gould ex Shinners, ומיני ביצות כגון Juncus balticus10,12. עם זאת, למטרות ייצוגיות, אנו מציגים תוצאות מאקוטיפ Arabidopsis Columbia-7 (Col-7). בעבר, הראינו כי מזהמים סביבתיים, כגון חומצות נפתניות (NAs), נקלטים ועוברים חילוף חומרים על ידי מספר מיני צמחים הגדלים בתמיסות הידרופוניות<...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פיטו-מדיציה זכתה לתשומת לב בעשורים האחרונים כשיטה פסיבית, חסכונית וידידותית לסביבה לניקוי פסולת תעשייתית ואתרים מזוהמים1. זיהוי מיני צמחים עם ספיגת מזהמים מוגברת והבנת התהליכים המולקולריים השולטים בספיגת מולקולות אורגניות יכולים לשפר את אסטרטגיות הפיטורמדיה. בניגוד לשיטות עקיפות אחרות, ניתן להשתמש באופן נרחב בטכניקת קליטת תוויות הרדיו והדמיית הזרחן המתוארת כאן כדי לעקוב אחר קליטה וטרנסלוקציה של קסנוביוטיקה מטרה ותרכובות אורגניות אנדוגניות בצמחים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים שאין ניגודי אינטרסים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבודה זו נתמכה על ידי Genome Canada באמצעות מענק פרויקט מחקר יישומי בקנה מידה גדול (LSARP) (#18207) בשותפות עם Genome Alberta ו-Genome Quebec. המימון המשותף ניתן על ידי ממשלת אלברטה באמצעות Alberta Innovates ומשרד התעסוקה, הכלכלה והמסחר.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
תערובת מלח בסיס שונה של הוגלנדמעבדות פיטו טכנולוגיותH353מכיל ברזל גופרתי
אגרביושופAGR001
MES (2-(N-מורפולינו) אתאן חומצה סולפונית)ביושופMES555
מד pHמטלר טולדופייב איזי
מתנולביושופמט302
12C-חומצה קרבוקסילית אדמנטניתסיגמא אולדריץ'106399
14C-חומצה קרבוקסילית אדמנטניתויטרקססינתזה מותאמת אישית
125 מ"ל צלוחיות ארלנמאיירVWR30623-174
צינורות פלקון 50 מ"לVWRCA21008-940
צינורות מיקרוצנטיפוגהVWR87003-294
תאי גידול צמחיםקונבירון
קופסאות טיפדיאמדDIATEC530-8376
Rubbermaid Roughneck 3 Gal ToteאמזוןB0B3345MYH
נייר סינוןVWRCA28320-020
צלחת פטריVWR11019-566
שייקר עם מחזיקי בקבוקפורמה סיינטיפיקדגם 4516
קוקטייל נצנוץמוצרי מחקר בינלאומיים111195
בקבוקוני נצנוץVWR10014-296
מונה נצנוץבקמן קולטרLS 6000ICהבקבוקונים שבהם נעשה שימוש יהיו תלויים במונה הנצנוץ שלך
מייבש ג'לביו-ראדדגם 583
מצלמת זרחן סריקת לייזרביו-ראדהדמיה מולקולרית FX

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kafle, A., et al. Phytoremediation: mechanisms, plant selection and enhancement by natural and synthetic agents. Environ Adv. 8, 100203(2022).
  2. Reis, P. C. J., et al. Microbial degradation of naphthenic acids using constructed wetland treatment systems: metabolic and genomic insights for improved bioremediation of process-affected water. FEMS Microbiol Ecol. 99 (12), fiad153(2023).
  3. Saleem, M. H., Zhu, H., Liu, L. Synergistic and sustainable impact of reducing nitrogen fertilizer on growth, yield, and quality of ramie (Boehmeria nivea L.). Plant Prod Sci. 25 (3), 289-297 (2022).
  4. Kamal, A., et al. Ball-milled synthesis of maize biochar-ZnO nanocomposite (MB-ZnO) and estimation of its photocatalytic ability against different organic and inorganic pollutants. J Saudi Chem Soc. 26 (3), 101445(2022).
  5. Abhilash, P. C., Jamil, S., Singh, N. Transgenic plants for enhanced biodegradation and phytoremediation of organic xenobiotics. Biotechnol Adv. 27 (4), 474-488 (2009).
  6. Isebrands, J. G., Richardson, J. Poplars and willows: trees for society and the environment. , CAB International and FAO. Boston, USA. (2014).
  7. Sandermann, H., Diesperger, H., Scheel, D. Metabolism of xenobiotics by plant cell cultures. Plant tissue culture and its biotechnological application. , (1977).
  8. Mendes, K. F., Martins, B. A. B., Reis, F. C., Dias, A. C. R., Tornisielo, V. L. Methodologies to study the behavior of herbicides on plants and the soil using radioisotopes. Planta Daninha. 35, e017154232(2017).
  9. Conn, S. J., et al. Protocol: optimising hydroponic growth systems for nutritional and physiological analysis of Arabidopsis thaliana and other plants. Plant Methods. 9 (1), 4(2013).
  10. Alberts, M. E., et al. Detection of naphthenic acid uptake into root and shoot tissues indicates a direct role for plants in the remediation of oil sands process-affected water. Sci Total Environ. 795, 148857(2021).
  11. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  12. Alberts, M. E., et al. The effect of rhizosphere pH on removal of naphthenic acid fraction compounds from oil sands process-affected water in a willow hydroponic system. Sci Total Environ. 948, 174720(2024).
  13. Leishman, C., et al. The effect of oil sands process-affected water and naphthenic acids on the germination and development of Arabidopsis. Chemosphere. 93 (2), 380-387 (2013).
  14. Widdup, E. E., et al. Identification of detoxification pathways in plants that are regulated in response to treatment with organic compounds isolated from oil sands process-affected water. Chemosphere. 139, 47-53 (2015).
  15. Alberts, M. E., Chua, G., Muench, D. G. Exposure to naphthenic acids and the acid extractable organic fraction from oil sands process-affected water alters the subcellular structure and dynamics of plant cells. Sci Total Environ. 651, 2830-2844 (2019).
  16. Martinière, A., et al. Uncovering pH at both sides of the root plasma membrane interface using noninvasive imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (25), 6488-6493 (2018).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

PhytoremediationPlant UptakeOrganic ContaminantsRadiolabeled CompoundsHydroponic AssayLiquid ScintillationPlant MetabolismCompound TranslocationEnvironmental Remediation
הסרטון יגיע בקרוב

מאמרים קשורים