מאמר שיטה

הקמה והערכה של מודל כבשים של פגם אוסטאוכונדרלי בעובי מלא

DOI:

10.3791/68842

⸱

14 באפריל 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Stem Cells Basic Biology, Carlos Chagas Institute, 2Hospital Israelita Albert Einstein, 3Postgraduate Program in Animal Science - School of Medicine and Life Sciences, Pontifícia Universidade Católica do Paraná, 4Knee Surgery Department at Cajuru University Hospital, Pontifícia Universidade Católica do Paraná, 5Core for Cell Technology - School of Medicine and Life Sciences, Pontifícia Universidade Católica do Paraná, 6National Institute of Science and Technology for Regenerative Medicine, INCT-REGENERA

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כאן אנו מציגים פרוטוקול משולב ליצירת נגעים אוסטאוכונדרליים מבוקרים בברכי כבשים, כדי להקים מודל ניסיוני המתאים למחקרים של התחדשות רקמות עצם וסחוס. הפרוטוקול מתאר שיטה ליצירת פגם אוסטאוכונדרלי בעובי מלא בקונדיל הירך, תוך שימוש בטכניקות שמפחיתות את ההשפעות על רווחת בעלי החיים ואת השונות בתוצאות.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הזדקנות, טראומה, נטייה גנטית ואורח חיים משפיעים על התדרדרות הסחוס בגוף האדם. לאחר הפציעה, פגיעות מתמשכות הנובעות מפעילויות יומיומיות עלולות לגרום למצבים פתולוגיים כמו אוסטיאוארתריטיס, הגורם העיקרי לנכות ולאובדן סוציו-אקונומי ברחבי העולם. המטרה העיקרית של כל המנתחים האורתופדיים המטפלים בפגיעות סחוס מפרקים הייתה להפחית את היקף הנגע מבחינה אנטומית, לתקן את פני הסחוס ולשקם את יציבות המפרק. מודלים בעלי חיים חיוניים לפיתוח תרופות טיפוליות, אך המודלים הנוכחיים לפגמים בסחוס אינם מספקים. נגעים אוסטאוכונדרליים בכבשים הם מודל חשוב לבדיקת טיפולים וחומרים ביולוגיים חדשים שיכולים לסייע בהתאוששות של סחוס ועצם בסביבות מפרקים אנושיות. מחקר זה קבע פרוטוקול יעיל להשראת ליקויים אוסטאוכונדרליים חריפים בבעלי חיים גדולים. נוצר נגע סטנדרטי בשתי הקונדילות המדיאליות של הירך. ברך אחת הוקצתה באקראי לקבלת טיפול בג'לטין-מתקרילואיל, בעוד שהברך הנגדית שימשה כמערכת ביקורת. שישה חודשים לאחר הניתוח, אזור הקונדיל הפמורלי הוסר, מפרקי הברך שנחתכו עברו דה-קלציפיקציה, הוטבעו בפרפין, ונחתכו לחלקים שהוכתמו בהמטוקסילין ואאוזין. ציונים שימשו להערכת הנגע. שיטה זו מאפשרת תצפית מקרוסקופית מיידית לאחר השראת פציעה. בנוסף, מודל זה משחזר ביעילות פגמים קליניים בסחוס, ומספק מודל חשוב לחקר הפתולוגיה שלהם ולפיתוח גישות טיפוליות חדשניות.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

סחוס חיוני לשימור היכולת המכאנית של מערכת השלד על ידי יצירת משטח ללא חיכוך בין העצמות במפרקים דיארתרודיאליים, ובכך מונעת סחיפה של פני המפרקים1. היכולת של הסחוס לבצע פונקציות מכניות תובעניות אלו תלויה במידה רבה בהרכב ובארגון הייחודיים של המטריצה החוץ-תאית שלו – במיוחד בתכולת המים הגבוהה במיוחד. המים ממלאים תפקיד מרכזי במבנה ובתפקוד הסחוס המפרקי, ומהווים כ-70-80% מהרכבם. המים הם האלמנט העיקרי האחראי לנשיאת העומס במהלך הדחיסה. יכולת הרקמה לעמוד בפני כוחות דחיסה תלויה באופן שבו המים בנויים ומוגבלים בתוך המטריצה. ארגון זה אפשרי באמצעות אינטראקציה של מים עם המקרומולקולות העיקריות של הסחוס, כגון קולגן ופרוטאוגליקנים, במיוחד אגרגטים הקשורים לחומצה היאלורונית1. אלה פועלים כמבני הכלה שמסדרים ומגבילים את תנועת המים. אינטראקציה זו מעניקה לרקמה לא רק נוקשות אלא גם עמידות ויכולת להתאושש לאחר עיוות. האינטראקציה בין מים חופשיים, מים קשורים למטריצה המקרומולקולרית מהווה את ליבת ההתנהגות הביומכאנית של הסחוס2.

למרות יכולתו המרשימה לתמוך ולהפיץ עומסים פיזיים ומכניים המגיעים למפרקים, לאחר הפציעה, לסחוס המפרקי (AC) יש פוטנציאל מוגבל לתיקון ספונטני בשל פעילות מיטוטית נמוכה של כונדרוציטים ומערכת כלי דם לקויה2. נזק למפרקים בדרך כלל קשור לאובדן הדרגתי של מולקולות וחלבונים של מטריצה חוץ-תאית (ECM), המהווים 95% מהרקמה, ומעניקים תכונות ביומכניות ל-AC3. חוסר איזון בין סינתזה לפירוק רכיבי ECM, המעבר לתהליכים קטבוליים, עלול לגרום לאוסטיאוארתריטיס (OA), מחלת מפרקים ניוונית הנפוצה ביותר בעולם. אוסטיאוארתריטיס משפיעה על כ-10-12% מהאוכלוסייה הבוגרת, גורמת לכאב, מגבילה את הניידות ומפחיתה באופן משמעותי את האוטונומיה שלהמטופלים. אוסטיאוארתריטיס נפוץ יותר באוכלוסיות מזדקנות בשל פגיעות מצטברות במפרק לאורך החיים; עם זאת, גורמי סיכון שונים נקשרו להופעת המצב הקליני, כגון מגדר, נטייה גנטית, השמנת יתרוהרגלים יומיומיים. עד כה, הגישות הטיפוליות לטיפול בדלקת מפרקים מוותית כללו ניהול קליני של תסמינים והחלפת מפרקים מלאהבמקרים החמורים ביותר. בהיעדר אסטרטגיה טיפולית חזקה, ניתנת לשחזור ואמינה לטיפול יעיל בדלקת מפרקים מוגזית, נחקרים גישות חדשניות להבנה ולטיפול בבעיות הקשורות לפגיעת סחוס מפרקים.

כדי לתקן, לשקם ולשפר את תנועת המפרקים במפרקים המפרקים, התקדמות ברפואה הרגנרטיבית הפכה לתקווה חדשה לשיקום AC 6,7 שנפגע. השימוש בכונדרוציטים אוטולוגיים בשילוב עם השתלת ECM והזרקה תוך-מפרקית של תאי גזע מייצג את המצב הנוכחי בתחום זה 8,9,10. האתגר המרכזי בגישות אלו הוא להבטיח התמיינות נכונה וסינתזת ECM פונקציונלית על ידי תאים מושתלים. כונדרוציטים אוטולוגיים נוטים ליצור סחוס פיברו או להתקדם למצב היפרטרופי, ויוצרים רקמה דיספונקציונלית חדשה שאינה משחזרת את התכונות הפיזיולוגיות של AC, מה שמוביל להחלמה לא מלאה ולעיתים להידרדרות מאוחרת11. חומרים ביולוגיים יכולים לשמש להכוונת התנהגות התאים במהלך התחדשות הרקמות, ולספק פיגום זמני לתאים להיצמד ולסנתז מטריצה חוץ-תאית חדשה, טבעית ותפקודית 12,13,14. הביוחומר האידיאלי להנדסת סחוס חייב להבטיח אינטגרציה חזקה עם הרקמות הסובבות, במיוחד עם עצם תת-כונדרלית, שכן כשל בממשק זה מסכן את התיקון לטווח ארוך. עם זאת, קשר חלש בין שכבות הסחוס לעצם של פיגומים אוסטאוכונדרליים ואינטגרציה לקויה עם רקמת המארח ממשיכים לאתגר מרכזי15. למרות שהפיגומים מנסים לחקות את הארכיטקטורה האוסטאוכונדרלית הטבעית, שחזור המיקרו-מבנה המורכב של הממשק עדיין קשה. דבר זה מחזק את חשיבות המחקר והפיתוח של פיגומים בעלי תכונות ביולוגיות שיכולות לתמוך בו-זמנית בהתחדשות סחוס ועצם תוך שמירה על יציבות הממשק16. ג'לטין, שמקורו בקולגן – רכיב מרכזי ברקמת הסחוס – בעל תכונות כמו מוטיבים של קישור תאים וביודגרדביליות, מה שמרמז על פוטנציאל שלו כחומר ביולוגי תומך בשילוב עם גורמים רגנרטיביים לטיפול בנגעים אוסטאוכונדרליים. כאשר עובר שינוי כימי עם מתאקריליק אנידריק ליצירת מתקרילואיל ג'לטין (GelMA), הוא הופך לפוטו-קרוס-קישור, ומאפשר הזרקה ופוטופולימריזציה במקום, מה שמגביר את היציבות המכנית ליישומים ברפואה רגנרטיבית17.

נגעים אוסטאוכונדרליים בעלי יכולת רגנרציה מוגבלת, מה שמייצג אתגר קליני. מחקרים פרה-קליניים המשתמשים במודלים של בעלי חיים גדולים לפציעות במפרק הברך הם חיוניים למחקר תרגומי משום שהם מאפשרים הערכה שיטתית של משתנים המשפיעים על מנגנוני המחלה והתוצאות הטיפוליות. מינים נפוצים כוללים חזירים, עזים, כלבים, סוסים וכבשים, שלכל אחד מהם יתרונות ומגבלות ייחודיים שיש לקחת בחשבון בתכנון ניסוי. יתרה מזאת, כל המינים הללו מציגים תיקון אנדוגני מוגבל של פגמים כונדרליים ואוסטאוכונדרליים, כפי שנצפה בבני אדם18. כדי להבטיח שמודלים אלו מנבאים תוצאות אנושיות, עליהם לשחזר פרמטרים רלוונטיים כגון אנטומיה, פיזיולוגיה ותכונות ביומכניות18. לשם השוואה, עובי הסחוס המפרקי האנושי בקונדילות הירך נע בין 1.8 ל-2 מ"מ19, וקוטר נגעי הסחוס הדורשים טיפול בדרך כלל הוא 10 מ"מ או יותרמ-20.

מודל החזיר מציע יתרונות למחקרי התחדשות סחוס ואוסטאוכונדרלית, שכן גודל המפרק, עובי הסחוס ודרישות נשיאת המשקל דומים מאוד לאלו שנצפו אצל בני אדם18. חלק מגזעי החזירים המיניאטוריים, כמו מיניפיג גטינגן, קלים לטיפול ומגיעים לבגרות שלדית בין גיל 18 ל-22 חודשים עד21. עובי הסחוס שלהם נע בין 1 ל-2 מ"מ, ופגמים של 6 עד 8 מ"מ יכולים להיווצר18. מאפייני העצם, כולל עובי טרבקולר, קצב התייצבות עצם וארגון סיבי קולגן, דומים לאלו של בני אדם22. עם זאת, למודל החזיר יש גם מגבלות: אפילו בגזעים מיניאטוריים, מפרק הברך (סטיפל) קטן יותר מאשר בבני אדם, מה שמגביל את יצירת פגמים ניסיוניים גדולים. יתרה מזאת, רוב המחקרים משתמשים בבעלי חיים שלדיים לא בוגרים בשל עלויות התחזוקה הנלוות, מה שעלול להעריך יתר על המידה את פוטנציאל התיקון23.

עזים מציגות אנטומיה של מפרקים, ביומכניקה ועובי סחוס בדומה לבני אדם24. הן אינן דורשות מתקנים מיוחדים, קלות לטיפול, והן יחסית זולות25. עובי סחוס העזים נע בין 0.8 ל-2.0 מ"מ, וגודל הפגם הקריטי המדווח ביותר הוא 6 מ"מ26. עם זאת, קיימת שונות משמעותית בעובי הסחוס בין גזעים, גדלים ומינים, מה שעלול להוביל לתוצאות לא עקביות27. יחס הסחוס לעצם התת-כינורית ומבנה עצם טרבקולר דומים גם הם לאלו של בני אדם28. הבגרות השלדית מתרחשת יחסית מאוחרת, בין 24 ל-36 חודשים בגיל29. מבחינה ביומכנית, ברך העז חווה לחצים במפרקים ועומסים מחזוריים כמו אצל בני אדם25, אם כי כיפוף הברך במהלך ההליכה גבוה יותר (50°-70° בעזים לעומת <30° בבני אדם), מה שמוביל לאזורי מגע מובחנים30. הבדל זה, בשילוב עם לחצים שיא גבוהים יותר, עשוי לתרום לתיקון סחוס פחות יעיל30.

מבין דגמי בעלי חיים גדולים, כלבים בולטים ביכולתם לסבול משטרי שיקום, שיתוק מפרקים ואימון להליכה על הליכון, שחייה ותרגילי נשיאת עומסמבוקרים. עובי הסחוס המפרקי נע בין 0.9 ל-1.3 מ"מ, וגודל הפגם הקריטי הוא כ-4 מ"מ, מה שמגביל את ההשוואה הישירה לדגםהאנושי 25. בגרות השלד מתרחשת בין 8.5 ל-13.7 חודשים בגיל31. אנטומית, הברך הכלבית שונה מהברך האנושית, והבדלים בביומכניקה, דפוסי העומס והבשלות בין גזעים מסבכים את הסקת התוצאות32. למרות ההבדלים האנטומיים הללו וגודל הפגם הקטן, המודל הכלבי נשאר בעל ערך למחקרים הכוללים פרוטוקולי שיקום או פתולוגיות סחוס ספונטניות הדומות לאלו שבבני אדם. עם זאת, השימוש בניסוי מוגבל על ידי שיקולים אתיים29.

מודל הסוסים הוא המודל הגדול ביותר הזמין לבעלי חיים למחקר תיקון סחוס, ומפתח באופן טבעי נגעים ודלקת אוסטיאוארתריס הקשורים לגיל או טראומה בדומה לאלו של בני אדם33. סוסים מציגים תכונות אנטומיות וביומכניות הדומות לבני אדם, כגון מפרק ברך זקוף, גודל מפרק גדול, עובי סחוס בין 2 ל-3 מ"מ קרוב יותר לברך מלאה בסחוס במהלך הליכת, וצפיפות מינרלים דומה לעצם34. בשלות השלד מתרחשת בין 24 ל-48 חודשים, וגדלי הפגמים הנבקרים בדרך כלל נעים בין 6 ל-20 מ"מ32,33. המגבלות כוללות עומס אנכי גבוה על מפרק החניקה של הסוסים במהלך תנועה, מה שחושף שתלים לכוחות גדולים יותר מאשר אצל בני אדם ומקשה על ריפוי ארוך טווח35. יתרה מזאת, עלויות הרכישה והתחזוקה גבוהות, ונדרשים מתקנים מיוחדים36.

כבשים משמשות רבות כמודל במחקרי תיקון סחוס בזכות זמינותן, אופיים השקט, סבילותן הטובה לניתוחי מפרקיםוקלות הטיפול שלהן. בגרות השלד בכבשים מושגת בדרך כלל בסביבות גיל 2-3שנים. בנוסף, הברך האוביני מדגימה דמיון אנטומי וביומכני למפרק הברך האנושי38. עובי הסחוס בקונדיל הפמורלי המדיאלי נע בין 0.7 ל-1.7 מ"מ, וצפיפות המינרלים של העצם ולחצי המגע דומים, אם כי שבר נפח העצם גבוה יותר בכבשים39. עקב עובי סחוס מופחת, פגמים מושרים לעיתים מתפשטים לעצם התת-כונדרית, מה שהופך מודל זה למתאים יותר למחקרים של פגם אוסטאוכונדרלי32. נגעים בקוטר 6 עד 8 מ"מ נוצרים בדרך כלל במקומות כמו הקונדילות הירך והטרוכלאה32. יתרה מזאת, מודל האובינים מציע יתרונות למחקרים דו-צדדיים, ומאפשר השוואה בין אתרים מטופלים לאתרים בקרה באותו בעל חיים, ובכך להפחית שונות הקשורה למארח, לשפר את העקביות והשחזור, ומפחית את מספר בעלי החיים הנדרשיםל-40. כל מודל מציג רמות שונות של דמיון לפיזיולוגיה ולביומכניקה האנושית. לכן, בחירת מודל צריכה לאזן בין רלוונטיות ביולוגית, היתכנות מעשית ושיקולים אתיים. במחקר הנוכחי, נכללו כבשים נקבות נטוליפריות בגיל 12 חודשים, שהוערכו במהלך תקופת האנסטרוס העונתית.

מחקר זה ביקש לעצב פרוטוקול יעיל ליצירת פגמים אוסטאוכונדרליים חריפים בבעלי חיים גדולים. הפרוטוקול כולל יצירת נגע אוסטאוכונדרלי בעובי מלא כדי להקים מודל המתאים למחקרי רפואה רגנרטיבית. בנוסף, יישום הידרוג'ל של GelMA נבחן כמדריך לריפוי רקמות וכשיטה פרוספקטיבית להעברת מולקולות ותאים רגנרטיביים. הפרוטוקול מפרט את ההליך הכירורגי ליצירת נגעים אוסטאוכונדרליים בסחוס מפרקי הברך של הכבש. הוא מותאם ליישומים שונים בהנדסת רקמות, כולל השראה לפציעות דומות במודלים אחרים של בעלי חיים גדולים לרפואה רגנרטיבית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחקר קיבל אישור מוועדת האתיקה למחקר וקיבל אישור לתעודת הצגה אתית מספר 6092250823/2023. במחקר הנוכחי נבחרו תשע כבשים לבנים סאפוק בגיל 12 חודשים. הפגם נוצר בשתי הקונדילות המדיאליות של כל בעל חיים. פגמים ריקים שימשו כאמצעי בקרה. כל בעל חיים עבר ברך אחת לטיפול אקראי עם GelMA והשנייה כביקורת. אסטרטגיה זו אפשרה לנו להעריך את יכולת ההתחדשות הטבעית ולהפחית את השפעת וריאציות בודדות, כגון גורמים גנטיים ובגרות שלד. החיות נעקבו במשך 6 חודשים להערכת היווצרות סחוס היאליני.

1. הליך הרדמה

  1. מנעו מהחיות מזון ומים למשך כ-24 שעות לפני הניתוח.
  2. מתן תרופות מקדימה לבעלי החיים עם מפרידין תוך-שרירית 4 מ"ג/ק"ג בשילוב מידזולם 0.3 מ"ג/ק"ג.
  3. מלא את מאייד ההרדמה יום לפני השימוש, כשהחדר ריק, ולבש כפפות מגן כדי למזער את הסיכון לחשיפה תעסוקתית.
  4. בדקו את מעגל ההרדמה לדליפות לפני כל הליך, ובצעו את כל המניפולציות באזור מאוורר היטב, בהתאם להנחיות הבטיחות הביולוגית של המוסד.
  5. לאחר 15 דקות, קנולציה לבעלי החיים עם קטטר של 18 גרם ומתן תמיסת רינגר לקטטייטד בקצב של 10 מ"ל∙ק"ג-1∙שעה.
  6. מתן הרדמה תוך-ורידית עם פרופופול 1% במינון של 4 מ"ג/ק"ג.
  7. יש להטמיע את בעלי החיים עם צינור אנדוטרכיאלי באורך 7.5-8.0 מ"מ ולשמור עליהם תחת אוורור ספונטני באמצעות מערכת נשימה מעגלית חצי סגורה המספקת חמצן ב-FiO₂ של 1.0 וקצב זרימה של 50 מ"ל/ק"ג.
  8. השתמשו בטכניקת ההרדמה התוך ורידית החלקית (PIVA), שמרו על הפרופופול כהזרקה רציפה ב-0.1 מ"ג∙ק"ג-1 דקה ל-1, וכווננו את ריכוז האיזופלוראן רק כדי להשיג מישור ניתוחי מתאים. יש לעקוב אחרי עומק ההרדמה לאורך כל ההליך.
  9. לבצע חסימות פרינוירליות של עצבי הירך והסיאטיקה, בהנחיית מוקם עצבי. יש לתת 0.2 מ"ל/ק"ג של לידוקאין 2% לכל חסימה.
    הערה: הניתוח אמור להתחיל רק לאחר שמאומת שהחיה תחת הרדמה כירורגית (ללא תגובה לצביטה חזקה של פרסה וללא גוון לסת).

2. הליך כירורגי בחיים

  1. חטא את הברך המגולחת באמצעות כלורהקסידין גלוקונאט חיטוי מקומי והנח את החיה במצב דקוביטוס גבי בחדר הניתוח.
  2. אתר את חלל המפרקים על ידי מגע בברך של בעל החיים כדי לקבוע את מיקום החתך המדויק. בצע חתך עור כפול מעוקל (מתחיל מרחוק לאפיקונדיל הירך הלטרלי ומסתיים במדיאלית ברמת הפקעת השוקית).
  3. זהה את גיד הפיקה, הפיקה, הרצועה הפיקה והחלק המדיאלי של קפסולת המפרק. חתך את הקפסולה כדי לחשוף את הקונדיל המדיאלי של הירך. היפרפלקס את הברך כדי לראות את האזור הדיסטלי ביותר בסחוס המפרקי של הקונדיל.
  4. בצע חתך כירורגי של כ-3-5 ס"מ באזור הקונדיל של בעל החיים. הסר את שכבות הרקמה שמתחת לעור כדי להגיע לקונדיל ולשמור על אזור החתך נקי כדי למנוע זיהום.
  5. איסוף נוזל סינוביאלי באמצעות מזרק ומחט. העבר חלק מהדגימה לצינור EDTA לניתוח והשתמש בחומר הנותר להכנת שקופיות מריחה.
  6. מקמו את הרטרקטרים כך שיחשפו את פני השטח של הקונדילר במלואם. ככל שהקונדיל חשוף יותר, כך יהיה קל יותר לגרום לפציעה בשלב הבא.
    הערה: בשלב זה, שימו לב לכף הרגל של החיה. כיפוף או הארכה של הברך יכולים לעזור לחשוף את הקונדיל.
  7. קדחו פגם בקוטר 8 מ"מ ועומק 5 מ"מ במרכז הקונדיל המדיאלי של הירך באמצעות מקדח אורתופדי המצויד במקד טרפין בקוטר 8 מ"מ, תוך הבטחת יישור נכון כדי למנוע ממדים או צורות לא רצויות, ולשמור על זווית 0° יחסית לאזור המרוחק ביותר של הסחוס המפרקי.
    הערה: בצע את הטרפנציה במהירות הנמוכה ביותר האפשרית, הפעלת בקרת המקדח בעדינות ושימוש בסיבוב מספיק כדי לחתוך את הסחוס והעצם התת-כונדרלית, תוך ביצוע קירור מקומי עם 0.9% NaCl בטמפרטורת החדר, אפילו במהירות נמוכה.
  8. בצע את ההוצאה הניתוחית של הפלאג האוסטאוכונדרלי באמצעות פטיש אורתופדי ואוסטאוטום.
  9. נקה את הארכת הפצע עם גזה סטרילית, וודא שהחלק הפנימי של הפצע נקי מדם ופסולת רקמה.
  10. יש להניח 200 מיקרוליטר מנוסחת GelMA הנוזלית 20% (עם v), המכילה 0.25% (עם v) ליתיום פניל-2,4,6-טרימתילבנזואילפוספינאט (LAP) כגורם הפוטו, על פנים הפציעה עד שהיא מגיעה לפני השטח.
  11. פוטוקרוסלינק, ההידרוג'ל של GelMA תחת LED בקוטר 395-405 ננומטר (הספק כולל של 9 וואט) ממוקם כ-5 ס"מ מהדגימה למשך 180 שניות. בתנאים אלו, הקרינה המוערכת על פני השטח היא ~10 mW/cm², מה שמוביל לאנרגיית חשיפה כוללת של כ-1.8 J/cm².
    הערה: השתמשו במשקפי מגן כאשר משתמשים באור אולטרה סגול.
  12. הסר בזהירות את הרטרקטרים.
  13. סגור את הנגע עם תפרים עצמאיים בשכבות הרקמה השונות כדי למנוע היווצרות סרומה. מספר התפרים הנדרש תלוי בהיקף החתך הניתוחי.
  14. הניחו תחבושת סטרילית על התפרים כדי למנוע זיהומים.

3. טיפול לאחר הניתוח

  1. יש לעקוב אחר בעלי החיים במהלך ההתאוששות מההרדמה, כולל סימנים חיוניים כגון קצב לב (70-90 פעימות לדקה), קצב נשימה (12-20 נשימות לדקה), טמפרטורת גוף (39°C עד 40.5°C), וריריות תקינות עם זמן מילוי נימי של 1-2 שניות. יש למשש באופן קבוע את העורקים בפנים ובפמורל כדי לבדוק אם הדופק מורגש בקלות.
    הערה: החלמה מהרדמה צריכה להתרחש בסביבה שקטה, נקייה, חמה ומרופדת, עם תאורה מינימלית ורמות רעש נמוכות.
  2. לבצע תחבושות באתר הניתוח באמצעות פניצילין מקומי (בנזטין פניצילין G: 1,250,000 IU; פרוקאין פניצילין G: 1,250,000 IU; דיהידרוסטרפטומיצין סולפט: 1.25 גרם; אוריאה: 2.50 גרם), פעם ביום למשך 10 ימים.
  3. ודאו שבעלי החיים נשארים במצב ארבע-רגלי מיד לאחר ההתעוררות מההרדמה, שימו משקל על הגפה המנותחת ואינם מראים סימני אי נוחות.
  4. הקלה לאחר הניתוח כללה מלוקסיקאם (0.4 מ"ג/ק"ג כל 24 שעות) וטראמדול (2 מ"ג/ק"ג כל 12 שעות) למשך 5 ימים. מנה נוספת של טרמדול ניתנה כאשר זוהו הבעות פנים הקשורות לכאב באמצעות סולם SheepGrimace 41, כלי מאומת המבוסס על יחידות פעולה ספציפיות לפנים (כולל הידוק אורביטל, תגובת פלמן, מיקום אוזניים ותנוחת ראש) להערכת כאב ומצוקה לאחר ניתוח אצל כבשים.

4. ניתוח היסטולוגיה

  1. שישה חודשים לאחר הניתוח, בצע המתת חסד. כדי להשיג הרדמה עמוקה לפני מתן חומר ההרדמה, יש לטפל בבעלי החיים בתרופה תוך-ורידית בקטמין (10 מ"ג/ק"ג) וקזילזין (1 מ"ג/ק"ג), תוך שימוש במינונים גבוהים במכוון מהמומלצים הרגילים בהליכים קליניים, כדי להבטיח התחלה מהירה של הרדמה עמוקה, כפי שנתמך בפרוטוקולי המתת חסד מקובלים. לאחר מכן, ניתן לפרופופול כדי לגרום לתרדמת הרדמה. לאחר מכן, ניתן להזריק כלוריד אשלגן ב-2 mEq/kg IV עד שמתרחשת עצירה נשימתית וקרדיווסקולרית וכל הרפלקסים המגנים נעדרים.
  2. חתך את האפיפיזה הפסלית הרחוקה להסרת אזור הקונדילות. קיבעו את מפרקי הברך המנותחים ב-10% פורמלין נייטרלי עם בופר ודקלציפיק ב-5% EDTA (אתילנדיאמינטטטראצטיק) בטמפרטורה של 34 מעלות צלזיוס, תוך החלפת תמיסת ה-EDTA כל 3 ימים.
  3. הטמיעו את החומר בפרפין וחתכו לחלקים של 4 מיקרון. הסר את הפרפין מהשקופיות על ידי השרייתן בקסילן בטמפרטורה של 65°C למשך 3 על 5 דקות. הידרציה עם 10-20 פעמים טבילה באתנול (99%, 95%, 70%) ואחריה מים דה-יוניים למשך 5 דקותו-42 דקות.
  4. לצביעת המטוקסילין ואאוזין (H&E), צבע את החלקים בהמטוקסילין האריס וצבע נגדי באאוזין, סרוק בהגדלה של 20× באמצעות מיקרוסקופ אוטומטי עם סריקת שקופיות, וניתוח באמצעות התוכנה המקושרת.
  5. הערך את הנגע לפי יוזמת ההיסטופתולוגיה של החברה הבינלאומית למחקר אוסטיאוארתריטיס (OARSI)43: ציון 0 מציין סחוס תקין; ציון של 1 משקף פרפור שטחי ללא אובדן סחוס; ציון של 2 מתאים לסדקים אנכיים שמגיעים לשכבה מיד מתחת לאזור השטחי, בליווי אובדן חלקי של הלמינה השטחית; ציון של 3 מציין סדקים אנכיים או סחיפה המתפשטים אל תוך הסחוס המסויד ופוגעים בפחות מ-25% משטח המפרקים; ציונים של 4, 5 ו-6 מייצגים סדקים אנכיים או סחיפה שמגיעים לסחוס המסויד ומערבים 25-50%, 50-75% ויותר מ-75% משטח המפרק, בהתאמה.
    הערה: במחקר זה, נגעים עם סדקים אנכיים או שחיקה המשתרעים לסחוס המסויד וכוללים יותר מ-25% משטח המפרקים קיבלו ציון של 4.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

השראת ליקוי אוסטאוכונדרלי

מחקר זה נועד לפתח פרוטוקול יעיל להשראת ליקויים אוסטאוכונדרליים חריפים בבעלי חיים גדולים. הפציעות נוצרו באופן מכני במהלך הליך כירורגי, מה שגרם לנגע בקוטר של כ-8 מ"מ ועומק של 5 מ"מ (איור 1). בהתחשב בציונים שנקבעו על ידי האגודה הבינלאומית לשיקום סחוס ושימור מפרקים, סוג זה של פציעה מייצג נגע דרגה 4, המוגדר על ידי נזק לסחוס שמגיע לעצם התת-כונדרלית.

יישור טרפיני נכון...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כדי להתגבר על אתגרים בטיפול בסחוס, כגון חוסר מספקות של התמיינות כונדרוגנית ובשלת ECM, מחקרים לא קליניים נשארים חיוניים להערכת אסטרטגיות טיפוליות. שיטות למודלים לא קליניים של רקמת סחוס פגועה דווחו בעבר באמצעות טכניקות שונות45. עם זאת, הספרות עדיין חסרה דוחות מפורטים ונהלים סטנדרטיים לגרימת פציעה אוסטאוכונדרלית חריפה בברך של בעלי חיים גדולים, מה שמוביל לשונות משמעותית בין מחקרים. הפרוטוקול המוצג כאן מתאר שיטה ניתנת לשחזור ואמינה לגרימת פגיעה מוקדית ברקמת האוסטאוכונד...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין ניגודי עניינים להצהיר עליהם.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבודה זו נתמכה על ידי קרן אראוקריה (מענק מספר PDT2020221000005). אנו מודים לכל צוות מכון קרלוס צ'אגס ולתוכנית לפיתוח טכנולוגי בכלים לבריאות-RPT-FIOCRUZ על השימוש במתקני המיקרוסקופיה ב-FIOCRUZ/PR, ליבת טכנולוגיית התאים, וחוות הניסויים של האוניברסיטה הקתולית של פאראנה. המחברים מכירים בתמיכה כספית מתוכנית החינוך למכון קרלוס צ'אגאס – פיוקרוס פאראנה. אנו מודים גם לווגנר נגיב, ממשרד התקשורת של מכון קרלוס צ'אגס, על תרומתו להפקה אודיו-ויזואלית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
חוט תפר 25 פוליגלקפרונה, מס' 2-0אתיקוןהחוט התפר לסגירת רקמות רכות כלליות שימש לתפירת קפסולת המפרק ורקמת התאית התת-עורית.
נוגדנים אנטי-&בטא;-טובוליןInvitrogenPA516863נוגדנים נגד β-tubulin, שתי תת-יחידות (&\beta;) שמרכיבות את המיקרוטובולים של שלד הציטו
מכשיר הרדמהHB hospitalarציוד הרדמה בשאיפה
אקסיו סריקה Z1צייס, מינכן, גרמניהמיקרוסקופ
בנזטין פניצילין Gאורופינואנטיביוטיקה
קטטר 18 G סולידורקטטר תוך-ורידי
ספאלקסיןוירבאקטיפול אנטימיקרוביאלי
תמיסה מימית של כלורהקסידין דיגלוקונאטRIOQUÍ MICAחומר חיטוי המשמש לחיטוי עור
צינור אנדוטרכיאלי עם אזיקים 7.5&00; 8.0 מ"מסולידורצינור אנדוטרכיאלי משופל
DAPIסיגמאD9542צבע פלואורסצנטי
מדיום הנשר המותאם של דולבקוגיבקו12100-046
מדיום תרבית תאים
דיהידרוסטרפטומיצין סולפטאורופינואנטיביוטיקה
צינור EDTAבקטון דיקינסון362788צינור איסוף
אאוסיןניאון1795צבע המשמש להמחשת מורפולוגיית התאים, צביעה  ציטופלזמה.
אתילנדיאמין טטראצטיתסיגמאE5134מקדם דה-מינרליזציה הדרגתית של רקמת העצם
סרום בקר עובריגיבקו12657-029תוספת לתרבות תאים עם גורמי גדילה
פורמליןסיגמא-אלדריץ'47608שימור מורפולוגיית רקמות
ליופיליזציה של GelMATissueLabsGLMA-LYO-1הידרוג'ל פוטוקרוסלינקבילי
האריס המטוקסילין  לבורקלין620503צבע המשמש להמחשת מורפולוגיית תאים, צביעת גרעינים.
איזופלורנוCristá ליהתחזוקת הרדמה
קטמין 10%וטנילהליך המתת חסד
הפתרון של לקטאטד רינגרפרסניוס קביטיפול בנוזלים
L-גלוטמין 200 מ"מגיבקו25030-081חומצות אמינו חיוניות לתרבות תאים
לידוקאין הידרוכלוריד Cristá ליההרדמה מקומית
ערכת חיות/חיות/ציטוטוקסיInvitrogenL3224ערכת בדיקה פלואורסצנטית להערכת כחיות התאים
מלוקסיקאםאורו פינונוגדי דלקת ומשככי כאבים לתקופה שלאחר הניתוח
מידאזולאם הידרוכלורידCristá ליהתרופות טרום-הרדמה
חוט תפר מונונילון, מס' 3-0אתיקוןתפר המשמש לסגירת העור
NaCl 0.9%קריסטליהתמיסת מלח
לוקלייזר נוירולוגיNeurolocalizador DL 250 DeltaLifeהרדמה מקומית בהנחיית נוירולוקולייזר ואלקטרוסטימולטור עצבי היקפי.
תרגיל אורתופדימקדחה אורתופדית קטנה עם קנולציה (עדינה) - מנדרל כרום - מותג Makitaמשמש לניתוחים אורתופדיים.
פטיש אורתופדי  אדלוהאמר נויפילד (10-3155)מאפיינים כלליים: אורך 20 ס"מ ומשקל 560 גרם; חומר: פלדת אל-חלד איכותית; שימוש: מומלץ לפרוצדורות טראומטולוגיה ואורתופדיה הדורשות פגיעה מבוקרת. הסמכות: למוצרים יש תעודות איכות כגון ISO (הארגון הבינלאומי לתקינה): 13485:2016, עם תקני עמידה אירופיים ונהלי ייצור טובים.
אוסטאוטום למבוטאדלואוסטאוטום למבוט (10-0749)האוסטאוטום למבוט (6 מ"מ x 17 ס"מ / 6 3/4") הוא כלי כירורגי מדויק המשמש בעיקר בניתוחים אורתופדיים ופרוצדורות נוירוכירורגיות הכוללות מניפולציה של עצם.

עם קצה ברוחב 6 מ"מ, הוא אידיאלי לחתכים עדינים, עיצוב מחדש והסרת סחוס ועצם תת-כונדרלית דחוסה.
פניצילין סטרפטומיציןגיבקו15140-122אנטיביוטיקה רחבת טווח הנפוצה בתרבית תאים
פטידין הידרוכלוריד  Cristá ליהתרופות טרום-הרדמה
כלוריד אשלגן 19.1%סמטקהליך המתת חסד
פרוקאין פניצילין Gאורופינואנטיביוטיקה
פרופופולCristá ליההשראה ותחזוקה של הרדמה
רינגר לקטטCristá ליהטיפול בנוזלים
מערכת נשימה מעגלית חצי-סגורה HB hospitalarמעגל נשימתי להרדמה
תחבושת קרפ סטריליתקרמרתחבושת קרפ סטרילית, המשמשת לכיסוי הקצוות הרחוקים של הגפיים המנותחות.
סטימופלקס D, 22 גגה x 2 אינץ'. (50 מ"מ) מחט מבודדת עם מערכת הארכה, 30 מעלות; ביוול (STIMD2250/30)בבראוןהרדמה מקומית פרינוירלית
טרמדול הידרוכלורידCristá ליההקלה בכאבים לאחר ניתוח
מקדח טרפיןמקדחת טרפין עצם, קוטר מ"מ ו-ndash; דגם: נגד זווית, מותג: Surgical WFמקדח טרפין לאיסוף עצמות 8.0 מ"מ; יוצר מפלדה כירורגית; שימש בניתוחי השתלת עצם; משמש להסרת בלוק העצם לניתוח היסטולוגי או אוטוגרפטינג.
זילזין 10%וטנילהליך המתת חסד

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wang, Q., et al. An ultrasound study of altered hydration behaviour of proteoglycan-degraded articular cartilage. BMC Musculoskelet Disord. 14, 289(2013).
  2. Cederlund, A. A., Aspden, R. M. Walking on water: revisiting the role of water in articular cartilage biomechanics in relation to tissue engineering and regenerative medicine. J R Soc Interface. 19 (193), 20220364(2022).
  3. Gahunia, H. K., Pritzker, K. P. H. Effect of exercise on articular cartilage. Orthop Clin North Am. 43 (2), 187-199 (2012).
  4. Hunter, D. J., Schofield, D., Callander, E. The individual and socioeconomic impact of osteoarthritis. Nat Rev Rheumatol. 10 (7), 437-441 (2014).
  5. Rahmati, M., Nalesso, G., Mobasheri, A., Mozafari, M. Aging and osteoarthritis: central role of the extracellular matrix. Ageing Res Rev. 40 (1), 20-30 (2017).
  6. Zhang, L., Hu, J., Athanasiou, K. A. The role of tissue engineering in articular cartilage repair and regeneration. Crit Rev Biomed Eng. 37, 1-57 (2009).
  7. Coccia, M. Cartilage tissue engineering with chondrogenic cells versus artificial joint replacement: the insurgence of new technological paradigms. Health Technol. 2, 235-247 (2012).
  8. Muhammad, H., et al. Human migratory meniscus progenitor cells are controlled via the TGF-β pathway. Stem Cell Rep. 3, 789-803 (2014).
  9. Shen, W., et al. Intra-articular injection of human meniscus stem/progenitor cells promotes meniscus regeneration and ameliorates osteoarthritis through stromal cell-derived factor-1/CXCR4-mediated homing. Stem Cells Transl Med. 3, 387-394 (2014).
  10. Gille, J., et al. Outcome of autologous matrix-induced chondrogenesis (AMIC) in cartilage knee surgery: data of the AMIC registry. Arch Orthop Trauma Surg. 133, 87-93 (2012).
  11. Richardson, S. M., et al. Mesenchymal stem cells in regenerative medicine: focus on articular cartilage and intervertebral disc regeneration. Methods. 99, 69-80 (2016).
  12. Kang, H., et al. In vivo cartilage repair using adipose-derived stem cell-loaded decellularized cartilage ECM scaffolds. J Tissue Eng Regen Med. 8, 442-453 (2012).
  13. Taylor, D. A., Sampaio, L. C., Ferdous, Z., Gobin, A. S., Taite, L. J. Decellularized matrices in regenerative medicine. Acta Biomater. 74, 74-89 (2018).
  14. Sun, Y., Yan, L., Chen, S., Pei, M. Functionality of decellularized matrix in cartilage regeneration: a comparison of tissue versus cell sources. Acta Biomater. 74, 56-73 (2018).
  15. Niu, X., Li, N., Du, Z., Li, X. Integrated gradient tissue-engineered osteochondral scaffolds: challenges, current efforts and future perspectives. Bioact Mater. 20, 574-597 (2023).
  16. Deng, C., et al. Bioactive scaffolds for regeneration of cartilage and subchondral bone interface. Theranostics. 8, 1940-1955 (2018).
  17. Armiento, A. R., Alini, M., Stoddart, M. J. Articular fibrocartilage: why does hyaline cartilage fail to repair. Adv Drug Deliv Rev. 146, (2018).
  18. Chu, C. R., Szczodry, M., Bruno, S. Animal models for cartilage regeneration and repair. Tissue Eng Part B Rev. 16, 105-115 (2010).
  19. Pane, R. V., Setiyaningsih, R., Widodo, G., Al Hajiri, A. Z. Z., Salsabil, J. R. Femoral cartilage thickness in knee osteoarthritis patients and healthy adults: an ultrasound measurement comparison. Sci World. 2023, e3942802(2023).
  20. Milano, F., Chevrier, A., De Crescenzo, G., Lavertu, M. Injectable lyophilized chitosan-thrombin-platelet-rich plasma implant to promote tissue regeneration: in vitro and ex vivo solidification properties. Polymers. 15 (13), 2919(2023).
  21. Dias, I. R., Viegas, C. A., Carvalho, P. P. Large animal models for osteochondral regeneration. Osteochondral tissue engineering. , 441-501 (2018).
  22. Fernandes, T. L., et al. Development of a novel large animal model to evaluate human dental pulp stem cells for articular cartilage treatment. Stem Cell Rev. 14, 734-743 (2018).
  23. González Vázquez, A. G., et al. Systematic comparison of biomaterials-based strategies for osteochondral and chondral repair in large animal models. Adv Healthc Mater. 10, e2100878(2021).
  24. Brehm, W., et al. Repair of superficial osteochondral defects with an autologous scaffold-free cartilage construct in a caprine model: implantation method and short-term results. Osteoarthritis Cartilage. 14, 1214-1226 (2006).
  25. Moran, C. J., et al. The benefits and limitations of animal models for translational research in cartilage repair. J Exp Orthop. 3, (2016).
  26. Getgood, A. M. J., et al. Evaluation of early-stage osteochondral defect repair using a biphasic scaffold based on a collagen-glycosaminoglycan biopolymer in a caprine model. Knee. 19, 422-430 (2012).
  27. Cook, J. L., et al. Animal models of cartilage repair. Bone Joint Res. 3, 89-94 (2014).
  28. Jackson, D. W., Lalor, P., Aberman, H. M., Simon, T. M. Spontaneous repair of full-thickness defects of articular cartilage in a goat model. J Bone Joint Surg Am. 83, 53-64 (2001).
  29. Meng, X., et al. Animal models of osteochondral defect for testing biomaterials. Biochem Res Int. 2020, 1-12 (2020).
  30. Patil, S., Steklov, N., Song, L., Bae, W. C., D'Lima, D. D. Comparative biomechanical analysis of human and caprine knee articular cartilage. Knee. 21, 119-125 (2014).
  31. Stewart, H. L., et al. A missed opportunity: a scoping review of the effect of sex and age on osteoarthritis using large animal models. Osteoarthritis Cartilage. 32, 501-513 (2024).
  32. Proffen, B. L., McElfresh, M., Fleming, B. C., Murray, M. M. A comparative anatomical study of the human knee and six animal species. Knee. 19, 493-499 (2012).
  33. McIlwraith, C. W., Frisbie, D. D., Kawcak, C. E. The horse as a model of naturally occurring osteoarthritis. Bone Joint Res. 1, 297-309 (2012).
  34. Liu, T. P., et al. Updates on mesenchymal stem cell therapies for articular cartilage regeneration in large animal models. Front Cell Dev Biol. 10, (2022).
  35. Murray, R. C., Vedi, S., Birch, H. L., Lakhani, K. H., Goodship, A. E. Subchondral bone thickness, hardness and remodelling are influenced by short-term exercise in a site-specific manner. J Orthop Res. 19, 1035-1042 (2001).
  36. Malda, J., et al. Comparative study of depth-dependent characteristics of equine and human osteochondral tissue from the medial and lateral femoral condyles. Osteoarthritis Cartilage. 20, 1147-1151 (2012).
  37. Kon, E., et al. Orderly osteochondral regeneration in a sheep model using a novel nano-composite multilayered biomaterial. J Orthop Res. 28, 116-124 (2009).
  38. Allen, M. J., Houlton, J. E. F., Adams, S. B., Rushton, N. The surgical anatomy of the stifle joint in sheep. Vet Surg. 27, 596-605 (1998).
  39. Chevrier, A., Kouao, A. S. M., Picard, G., Hurtig, M. B., Buschmann, M. D. Interspecies comparison of subchondral bone properties important for cartilage repair. J Orthop Res. 33, 63-70 (2015).
  40. Orth, P., et al. Reduction of sample size requirements by bilateral versus unilateral research designs in animal models for cartilage tissue engineering. Tissue Eng Part C Methods. 19, 885-891 (2013).
  41. Häger, C., et al. The sheep grimace scale as an indicator of post-operative distress and pain in laboratory sheep. PLOS ONE. 12, e0175839(2017).
  42. Smart, A., et al. Protocol for tissue processing and paraffin embedding of mouse brains following ex vivo MRI. STAR Protoc. 4, 102681(2023).
  43. Glasson, S. S., Chambers, M. G., van den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative: recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthritis Cartilage. 18, 17-23 (2010).
  44. Sprecher, D. J., Hostetler, D. E., Kaneene, J. B. A lameness scoring system that uses posture and gait to predict dairy cattle reproductive performance. Theriogenology. 47, 1179-1187 (1997).
  45. Hunziker, E. B. Articular cartilage repair: basic science and clinical progress. A review of the current status and prospects. Osteoarthritis Cartilage. 10, 432-463 (2002).
  46. Ahern, B. J., Parvizi, J., Boston, R., Schaer, T. P. Preclinical animal models in single-site cartilage defect testing: a systematic review. Osteoarthritis Cartilage. 17, 705-713 (2009).
  47. Maglio, M., Brogini, S., Pagani, S., Giavaresi, G., Tschon, M. Current trends in the evaluation of osteochondral lesion treatments: histology, histomorphometry and biomechanics in preclinical models. Biomed Res Int. 2019, 1-27 (2019).
  48. Bell, A. D., et al. Bone-induced chondroinduction in sheep Jamshidi biopsy defects with and without treatment by subchondral chitosan-blood implant. Cartilage. 4, 131-143 (2012).
  49. Levingstone, T. J., et al. Multi-layered collagen-based scaffolds for osteochondral defect repair in rabbits. Acta Biomater. 32, 149-160 (2016).
  50. Jia, S., et al. Multilayered scaffold with a compact interfacial layer enhances osteochondral defect repair. ACS Appl Mater Interfaces. 10, 20296-20305 (2018).
  51. Schinhan, M., Bijak, M., Unger, E., Nau, T. Electromyographic study of the popliteus muscle in the dynamic stabilization of the posterolateral corner structures of the knee. Am J Sports Med. 39, 173-179 (2011).
  52. Bernstein, A., et al. Microporous calcium phosphate ceramics as tissue engineering scaffolds for the repair of osteochondral defects: histological results. Acta Biomater. 9, 7490-7505 (2013).
  53. Crovace, A. M., et al. Evaluation of in vivo response of three biphasic scaffolds for osteochondral tissue regeneration in a sheep model. Vet Sci. 6, 90(2019).
  54. Salerno, M., et al. Biomimetic tri-layered osteochondral scaffold: study of early implant stability in a sheep model. Bone Joint Res. 14, 953-968 (2025).
  55. Lewis, J. A., et al. A bioactive supramolecular and covalent polymer scaffold for cartilage repair in a sheep model. Proc Natl Acad Sci U S A. 121, (2024).
  56. Tamaddon, M., et al. In vivo evaluation of additively manufactured multi-layered scaffold for the repair of large osteochondral defects. Bio-Des Manuf. 5, 481-496 (2022).
  57. Petrovova, E., et al. PHB/CHIT scaffold as a promising biopolymer in the treatment of osteochondral defects: an experimental animal study. Polymers. 13, 1232(2021).
  58. Saber, A. S., Bolbol, A. E., Schenk-Saber, B. A. A radiographic study of the development of the sheep carpus from birth to 18 months of age. Vet Radiol. 30, 189-192 (1989).
  59. Cambra-Moo, O., et al. Multidisciplinary characterization of long-bone cortex growth patterns through sheep ontogeny. J Struct Biol. 191, 1-9 (2015).
  60. Arens, D., et al. Seasonal changes in bone metabolism in sheep. Vet J. 174, 585-591 (2007).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Osteochondral DefectSheep ModelCartilage RegenerationJoint InjuryGelatin MethacryloylLarge Animal ModelHistological EvaluationOsteoarthritis ModelArticular CartilageSurgical Protocol

מאמרים קשורים