הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

ב Vivo הקלטת Patch-clamp של תא שלם של נוירונים פפטידרגיים היפותלמוסיים בדגי זברה זחלים

780 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/68943

⸱

22 באוגוסט 2025

 ,  ,  , 
1School of Life Sciences, Shanghai University, 2Division of Biology and Biological Engineering, California Institute of Technology

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

מאמר זה מציג פרוטוקול לרישום in vivo של פעילות חשמלית של נוירונים פפטידרגיים היפותלמוסיים באמצעות אלקטרופיזיולוגיה של מהדק טלאי תא שלם בדגי זברה שלמים.

תקציר

ההיפותלמוס הוא אזור מוח עתיק המווסת היבטים מגוונים של פיזיולוגיה והתנהגות, כולל שינה וערות, תיאבון, הומאוסטזיס אנרגטי, חרדה, דיכאון ואינטראקציה חברתית. אוכלוסיות עצביות ספציפיות בהיפותלמוס מפעילות את השפעותיהן באמצעות שחרור נוירוטרנסמיטורים ונוירופפטידים. הקלטת מהדק תיקון של תא שלם היא גישה הכרחית לחקר התפקידים של גורמים אלה בהעברה סינפטית ובתפקוד המוח. עם זאת, זה מאתגר לגשת לנוירונים היפותלמוסיים לרישום אלקטרופיזיולוגי ביונקים שלמים בשל מיקומם עמוק בתוך המוח. כתוצאה מכך, ההבנה שלנו לגבי התכונות הפנימיות והתפקודים הפיזיולוגיים של נוירונים היפותלמוסיים מוגבלת. דג הזברה הזחלי הוא מודל חלופי שימושי לחקר נוירונים בהיפותלמוס בשל מוח החולייתנים השקוף והקטן, אך השמור היטב. כאן, אנו מציגים פרוטוקול להקלטות מהדק טלאי של תאים שלמים in vivo של נוירונים היפותלמוסיים בדג זברה זחל שלם. באמצעות השיטה הזו אנו יכולים להקליט מתאי עצב פפטידרגיים בהיפותלמוס, לבחון את התגובות של תאי העצב האלה לגירויים חושיים, ולחקור את ההשפעות שלהם על תאי עצב במורד הזרם. טכניקה ניסויית זו מספקת אפוא גישה שימושית לחקר התפקודים הפיזיולוגיים של נוירונים נוירופטידרגיים היפותלמוסיים בבעלי חיים שלמים.

מבוא

כמודל פופולרי של בעלי חוליות, דג הזברה (Danio rerio) נמצא בשימוש נרחב במחקר במדעי המוח ויש לו מספר יתרונות1. השלמת הגנים וארכיטקטורת המוח שלהם נשמרת מאוד אצל יונקים, ויש להם רפרטואר התנהגותי עשיר, מה שהופך אותם לשימושיים לחקר מנגנונים גנטיים ועצביים העומדים בבסיס התנהגויות כמו שינה, חרדה, דיכאון ואינטראקציה חברתית 2,3,4,5,6 . גודלם הקטן ועלויות התחזוקה הנמוכות הופכים אותם לאידיאליים לבדיקת תפוקה גבוהה של גנים או תרופות המיועדות לטיפול במחלות נוירו-פסיכיאטריות 7,8. לבסוף, השקיפות האופטית של דג הזברה הזחל, בשילוב עם טכניקות מיקרוסקופ מתקדמות של יריעות אור, והזמינות של מדווחים פלואורסצנטיים מרובים, הופכת אותם למתאימים במיוחד לניטור פעילות עצבית ואסטרוגליאלית ברזולוציה תאית על פני כל המוח 9,10,11.

ההיפותלמוס של דג הזברה, הממוקם עמוק במוח הגחוני, נשמר מבחינה אנטומית ומולקולרית עם ההיפותלמוס של היונקים, אך הוא קטן ב-2-3 סדרי גודל, ומספק מערכת פשוטה יותר לחקר תפקוד ההיפותלמוס12. נוירונים היפותלמוסיים יוצרים קשרים סינפטיים נרחבים עם אזורי מוח מרובים, כולל התלמוס, גזע המוח, בלוטת יותרת המוח והטלנצפלון, דרכם הם מווסתים הומאוסטזיס פיזיולוגי, איתות נוירואנדוקריני והתנהגויות אוטונומיות13,14. אפנון כזה של התנהגות ופיזיולוגיה מסתמך במידה רבה על נוירופפטידים, שהם חומצות אמינו קצרות שרשרת הפועלות על ידי קשירה לקולטנים מצומדים לחלבון G (GPCRs)15. בניגוד לשחרור נוירוטרנסמיטר מהיר של חומצות אמינו בסינפסה, נוירופפטידים עשויים להתפזר למרחקים ארוכים יותר באמצעות העברת נפח, ולתווך השפעות מווסתות איטיות על העברה סינפטית וריגוש עצבי16.

מחקרים אחרונים בדגי זברה חשפו פונקציות מגוונות של נוירופפטידים היפותלמוסיים באמצעות גישות רב תחומיות כגון הדמיית סידן במוח שלם, ריצוף RNA של תא בודד, ניתוח התנהגותי בתפוקה גבוהה ומיפוי מעגלים עצביים 4,12,17,18. טכניקות מתפתחות אלה שינו את יכולתנו לאפיין מגוון תאי בקנה מידה גדול, לגשר על מנגנונים מולקולריים עם פונקציות נוירופפטידים ברמת המעגל, ולמפות מעגלים עצביים העומדים בבסיס התנהגויות ספציפיות19,20. עם זאת, גישות אלה נותרו מוגבלות ביכולתן לפתור את הדינמיקה הפיזיולוגית המהירה והמנגנונים הסינפטיים המדויקים העומדים בבסיס תפקוד הנוירופפטיד.

טכניקת מהדק התיקון, שפותחה על ידי נהר וסקמן, נותרה תקן הזהב לחקר הפיזיולוגיה העצבית בשל הרזולוציה הזמנית שאין שני לה והדיוק הביופיזיקלי שלה, המאפשרת מדידה ישירה של תנודות פוטנציאל הממברנה, זרמים סינפטיים ודינמיקה של תעלות יונים21,22. טכניקה זו לא יסולא בפז במיוחד לחקר תאים נוירופטידרגיים, שדפוסי ההתפרצות האופייניים שלהם והשפעותיהם הנוירומודולטוריות דורשות מדידה אלקטרופיזיולוגית ישירה כדי להבין באופן מלא את תפקידיהם בהתנהגות ובהומאוסטזיס 15,16,23.

כאן, פיתחנו פרוטוקול אופטימלי המאפשר הקלטות אמינות של תאי תיקון שלמים של נוירונים פפטידרגיים היפותלמוסיים של דג זברה, למרות האתגרים הטכניים שמציב המיקום האנטומי העמוק של נוירונים אלה. מתודולוגיה זו מספקת גישה ישירה לפעילות החשמלית של תאים אלה, ומאפשרת חקירה מפורטת של תגובותיהם לגירוי חזותי ושמיעתי (איור 1). על ידי שילוב אלקטרופיזיולוגיה של מהדק טלאי עם אופטוגנטיקה, אנו יכולים לאפיין במדויק קישוריות תפקודית בין מעגלים היפותלמוסיים לנוירונים במורד הזרם (איור 2 ואיור 3), מה שמקל על חקר נוירופפטידים בהומאוסטזיס פיזיולוגי ובקרה התנהגותית. גישה זו מגשרת על פער קריטי במחקר במדעי המוח, ומאפשרת חקירה מכניסטית של תפקוד הנוירונים ההיפותלמוסיים ברמה הביופיזית, התאית והמעגלית בו זמנית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל הניסויים אושרו על ידי הוועדה לטיפול ושימוש מוסדי (IACUC) באוניברסיטת שנחאי (פרוטוקול בעלי חיים YS 2025-169) ו-IACUC במכון הטכנולוגי של קליפורניה (פרוטוקול בעלי חיים 1836). דגי הזברה בין 5 ל-7 ימים לאחר ההפריה (dpf) הוזנו ברוטיפרים ושימשו לניסויים. בשלב זה של ההתפתחות, המין אינו נקבע. דגי זברה בוגרים על רקע נקר [mitfa(w2/w2)]24 שימשו לרבייה.

1. פתרונות ומתכונים

  1. הכן מדיום E3 המכיל 5 מ"מ NaCl, 0.17 מ"מ KCl, 0.33 מ"מ CaCl2 ו-0.33 מ"מ MgSO4. התאם את התמיסה על ידי NaOH ל-pH 7.2. יש לאחסן בטמפרטורת החדר לשימוש תוך חודש אחד.
  2. הכן את התמיסה החוץ-תאית המכילה 134 מ"מ NaCl, 2.9 מ"מ KCl, 2.1 מ"מ CaCl2, 1.2 מ"מ MgCl2, 10 מ"מ HEPES ו-10 מ"מ גלוקוז. האוסמולליות של התמיסה החוץ-תאית היא ~290 mOsmol L-1. התאם את התמיסה על ידי NaOH ל-pH 7.8. יש לאחסן בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס לשימוש תוך חודש אחד.
  3. הכן את התמיסה התוך-תאית המכילה 100 מ"מ K-גלוקונאט, 10 מ"מ KCl, 2 מ"מ CaCl2, 2 מ"מ Mg-ATP, 0.3 מ"מ Na-GFP, 10 מ"מ HEPES ו-10 מ"מ EGTA. האוסמולליות של התמיסה התוך-תאית היא ~280 mOsmol L-1. התאם את התמיסה על ידי KOH ל-pH 7.4. יש לצרוך 100 מיקרוליטר מהתמיסה הפנימית לתוך צינורות מיקרופוגה ולאחסן בטמפרטורה של -20 מעלות צלזיוס לשימוש תוך שנה.
    הערה: תוספת של Mg-ATP ו-Na-GTP מומלצת להקלטות ממושכות ויציבות. יש לסנן תמיסה תוך-תאית דרך ממברנה של 0.22 מיקרומטר, המסירה חלקיקים ומזהמים מיקרוביאליים שעלולים לפגוע בהיווצרות האיטום או להוביל לסתימת פיפטות.
  4. α-בונגרוטוקסין: ממיסים 1 מ"ג של α-בונגרוטוקסין ב-1 מ"ל של מדיום E3 עד לריכוז סופי של 1 מ"ג/מ"ל. יש להוציא 20 מיקרוליטר מהתמיסה לצינורות מיקרופוגה ולאחסן בטמפרטורה של -20 מעלות צלזיוס לשימוש תוך שנה.
  5. אגרוז נקודת התכה נמוכה: ממיסים 0.75 גרם אגרוז ב-50 מ"ל של מדיום E3 בבקבוק זכוכית לריכוז סופי של 1.5%. מחממים את התערובת במיקרוגל עד שהאגרוז נמס והתמיסה נראית צלולה והומוגנית. שמור על האגרוז המומס בטמפרטורה של 42-45 מעלות צלזיוס באמבט מים לשימוש תוך חודש.

2. הכנה ונתיחה של דג הזברה

  1. הניחו דגים בוגרים זכרים ונקבות בודדים המכילים טרנסגן רצוי, למשל, דגי Tg(hcrt:RFP) 25, במיכל הזדווגות והפרידו ביניהם על ידי מפריד ברור למשך הלילה. בבוקר היום השני, הסר את המחיצה כדי לאפשר לדגים להתרבות. אסוף עוברים מופרים בתחתית המיכל והחזיר דגים בוגרים למכלים הביתיים שלהם עד שעות אחר הצהריים המוקדמות.
  2. מגדלים את העוברים בצלחת פטרי בקוטר 9 ס"מ עם מדיום E3 כולל 0.0005% מתילן כחול. מניחים את העוברים באינקובטור בטמפרטורה של 28.5 מעלות צלזיוס עם מחזורי אור וחושך של 14:10 שעות. החלף את פתרון E3 מדי יום.
    הערה: מתילן כחול במדיום E3 משמש למניעת צמיחת פטריות עד 3 ימים לאחר ההפריה (dpf), אך מוחלף במדיום E3 בלבד ב-3 dpf, מכיוון שמתילן כחול עשוי להשפיע על חילוף החומרים התאי ותפקוד המיטוכונדריה בשלבים מאוחרים יותר של ההתפתחות26.
  3. דגי זחל מסך תחת סטריאומיקרוסקופ אפי-פלואורסצנטי עם הגדלה מקסימלית (~115x) החל מסביבות 3 dpf. הניחו דגים בודדים בטיפות מים (גדולות מגודל גופם) כדי להקל על המיון. עבור דגים מעל 3 dpf, יש להרדים את הדגים באמצעות 3 מ"ל של מדיום E3 המכיל 0.01% טריקאין כדי לדכא פעילות תנועה ספונטנית. אסוף זחלים עם ביטוי פלואורופור בהיר בהיפותלמוס.
    הערה: יש ללבוש כפפות ניטריל, משקפי בטיחות וחלוק מעבדה בעת הטיפול בטריקאין. יש להשליך עודפי טריקאין כפסולת כימית על פי פרוטוקולים של בעלי חיים.
  4. לאחר ההקרנה, שטפו מיד את הטריקאין באמצעות מדיום E3, והחזירו את הזחלים הללו לאינקובטור. הוסף ~5 מ"ל של תמיסת הזנה המכילה רוטיפרים לצלחת הפטרי החל מ-5 dpf עד ליום הניסויים. החלף את תמיסת E3 והאכיל את הדגים ברוטיפרים מדי יום.
  5. בטמפרטורה של 5-7 dpf, אספו דגי זחל שנראים בריאים ומראים תנועה פעילה. מעבירים אותם לצלחת פטרי קטנה (קוטר 3.5 ס"מ) בעזרת פיפטה מזכוכית.
  6. הסר את המים סביב הדג, והוסף 20 מיקרוליטר של 1 מ"ג/מ"ל α-בונגרוטוקסין על הדג למשך ~30 שניות. לאחר מכן שטפו את התרופה על ידי הוספת ~3 מ"ל של מדיום E3 לתוך צלחת הפטרי.
    הערה: יש ללבוש כפפות ניטריל, משקפי בטיחות וחלוק מעבדה בעת הטיפול α-בונגרוטוקסין. יש להשליך עודפי α-בונגרוטוקסין כפסולת כימית על פי פרוטוקולים של בעלי חיים.
  7. מכסים את צלחת הפטרי בנייר אלומיניום כדי לשמור על הדג בחושך ולהפוך למשותק בהדרגה.
    הערה: α-bungarotoxin הוא חוסם קולטני אצטילכולין הפועל באופן ספציפי על הצומת העצבי-שרירי, ובכך משתק את הדגים מבלי להשפיע על מערכת העצבים. הדגים עדיין יכולים לחוש גירויים סביבתיים, ותפקוד המוח תקין, לאחר שיתוק 9,27.
  8. בדוק אם יש שיתוק לאחר ~15 דקות באמצעות סטריאומיקרוסקופ ובחר דג משותק שמראה פעימות לב תקינות וזרימת דם חזקה במוח ובגוף.
  9. העבירו את הדג לתא הקלטה בהתאמה אישית, שהוא צלחת פטרי 35 מ"מ עם חור בקוטר 10 מ"מ במרכז וכיסוי זכוכית בגודל 20X20 מ"מ מודבק בתחתית כדי לכסות את החור. מוציאים את המים ומוסיפים ~200 מיקרוליטר של 1.5% אגרוז נמס נמוך.
  10. מקם את צד הגב של הדג כלפי מעלה באגרוז באמצעות מלקחיים (Dumont #5). כאשר האגרוז התמצק במלואו, הוסף את התמיסה החוץ-תאית כדי לכסות את האגרוז. לוקח 5-10 דקות עד שהאגרוז מתמצק במלואו.
  11. חותכים ומסירים את האגרוז מעל ראש הדג בעזרת סכין מיקרו. לאחר מכן בצע חתך קטן בעור מעל חדר המוח בין הטקטום האופטי למוח הקטן באמצעות מיקרופיפטה מזכוכית עם פתח קצה של ~1 מיקרומטר להתקדמות הפיפטה לתוך המוח בשלב הבא.
  12. הסר פסולת רקמות או קרישי דם סביב חור החיתוך באמצעות פיפטת זכוכית שבורה.

3 הקלטת תיקון-מהדק תא שלם

  1. הכן מיקרופיפטות הקלטה עם פתח קצה של ~1 מיקרומטר והתנגדות של ~20 MΩ באמצעות נימי בורוסיליקט ביום הניסוי. אחסן מיקרופיפטות משוכות במיכל והשתמש בהן באותו יום כדי למנוע זיהום.
  2. הפעל את המחשב, מצלמת CCD, צג, מגבר, דיגיטייזר, מיקרומניפולטור ותוכנה נלווית. יש להפעיל את המגבר והדיגיטייזר לפני פתיחת התוכנה.
  3. העבירו בזהירות את הדגים למתקן אלקטרופיזיולוגי שבו יבוצע ניסוי מהדק התיקון.
  4. החדרו את הדגים בתמיסה חוץ-תאית מחומצנת ב-~2 מ"ל לדקה באמצעות משאבה פריסטלטית לשמירה על בריאות הדגים וחיוניות התאים.
  5. הזיזו את תא ההקלטה באמצעות מתרגם X-Y (בהתאמה אישית) כדי למרכז את הדג בשדה הראייה של אובייקט פי 4 תחת מיקרוסקופ זקוף.
  6. עבור למטרה של פי 60 והזז את המתרגם כדי לדמיין את אזור היפותלמוס היעד. כוונן את ניגודיות ההפרעות הדיפרנציאליות של נומרסקי (DIC) עם אור אינפרא אדום של 900 ננומטר כדי לקבל את ההדמיה הטובה ביותר של התאים.
  7. הפעל את מקור האור עירור הקרינה (למשל, נורת כספית) והשתמש בו כדי לדמיין נוירונים פלואורסצנטיים בהיפותלמוס. אתר נוירונים בריאים המראים פלואורסצנטיות בהירה וגבולות תאים ברורים, אשר לרוב מצביעים על בריאות תאית טובה ומאפשרים הקלטות אלקטרופיזיולוגיות באיכות גבוהה.
  8. מלאו לאט לאט מיקרופיפטה הקלטה בתמיסה תוך-תאית באמצעות קצה מיקרו-מעמיס עדין.
  9. הצמד את האלקטרודה לבמה הראשית של המגבר והדק את הכפתור כדי למנוע דליפת אוויר. הפעל לחץ חיובי קל (~150-200 mBar) על החלק הפנימי של המיקרופיפטה דרך הצינור המחובר למחזיק, מה שמונע כניסת מזהמים בממשק תמיסת האוויר לקצה האלקטרודה.
  10. הורד את המיקרופיפטה לתמיסת האמבטיה באמצעות מיקרומניפולטור במצב מהיר ומקם את קצה המיקרופיפטה מעל החור המנותח מתחת למטרה 4x.
  11. העבר את המיקרומניפולטור למצב איטי , ושנה את המטרה ל-60x. קדם את קצה פיפטת הזכוכית לאט דרך חור החיתוך, ולאורך החדר בין שתי ההמיספרות הטקטליות.
  12. הביאו את קצה הפיפטה בצורה אורתוגונלית לעבר תא פלואורסצנטי מטרה שנצפה באמצעות DIC וגם פלואורסצנטי. ברגע שקצה הפיפטה נוגע בקרום התא, נוצרת שקע קטן.
    הערה: כדי לדמיין רקמות עמוקות כמו ההיפותלמוס, נעשה שימוש ב-900 ננומטר IR-DIC יחד עם מסנני מקטב ומנתח המותאמים היטב ל-IR-DIC.
  13. שחרור הלחץ החיובי במהירות כאשר הקצה נוגע בתא מאפשר לתא ליצור אטימה עם הפיפטה. במקביל, הפעל לחץ שלילי קצר דרך הצינור המחובר למחזיק.
    הערה: ערך ההתנגדות בתוכנה אמור לעלות במהירות ל->-1 GΩ, מה שמצביע על כך שנוצר איטום בעל התנגדות גבוהה. כאשר תא ההיפותלמוס הפלואורסצנטי נרשם בהצלחה, צריך להיות קרום תא פלואורסצנטי בקצה המיקרופיפטה הקולטת.
  14. מהדק את התא ב-60 mV והמתן 1-2 דקות עד שקו הבסיס והתנגדות הגישה יציבים. הפעל דופק חשמלי קצר או יניקה עדינה דרך הפה כדי לקרוע את קרום התא מתחת לקצה המיקרופיפטה.
  15. פיצוי על הזרם הקיבולי וההתנגדות הטורית בתצורת תוכנה אלקטרופיזיולוגית. השלך את הנתונים אם התנגדות הסדרה גדולה מ-100 MΩ ומשתנה >-20% בהקלטות.
  16. החל דופק מתח של 1 שניות -10 mV במצב מתח כדי לנטר את התנגדות הממברנה הפנימית לפני ואחרי הניסויים. השלך את התא אם התנגדות הממברנה או פוטנציאל הממברנה משתנים מאוד.
  17. רשום תחילה במצב מהדק מתח (VC) כאשר התא מוחזק בערך שלילי. לאחר יצירת הקלטה יציבה, עבור לזרם-clamp מצב (IC) במידת הצורך.
    הערה: ייתכן שאטם הג'יגה לא יהיה יציב זמן קצר לאחר הקרע, ולכן הידוק התא ב-60 mV במצב VC למשך מספר דקות בתחילת הניסוי יכול לספק תנאים תאיים טובים יותר.
  18. עבד את ניתוח הנתונים האלקטרופיזיולוגיים וזיהוי ספייק במצב לא מקוון באמצעות MATLAB לאחר השלמת הניסוי.
  19. לאחר הניסויים, המתת חסד של דגי הזחל באמצעות 1.5% נתרן היפוכלוריט (NaClO) והשליכו אותם בהתאם לפרוטוקולים מוסדיים לטיפול בבעלי חיים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

בכתב יד זה, אנו מציגים טכניקה משופרת של הקלטת מהדק טלאי תא שלם in vivo לחקירת נוירונים היפותלמוסיים בדגי זברה שלמים, במיוחד תוך התמקדות בתאי עצב היפוקרטין (Hcrt).

כפי שמוצג באיור 1, המתודולוגיה שלנו מאפשרת הקלטות אלקטרופיזיולוגיות ישירות מתאי העצב האלה עמוק בתוך המוח בחיה שלמה (איור 1A), תוך התגברות על מגבלות של פרוסות מבחנה מסורתיות או תכשירים מוחיים מנותחים. תאי עצב Hcrt ממוקמים עמוק בתוך המוח הגחוני, עם הקרנות אקס...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

הפרוטוקול המתואר כאן מאפשר הקלטות של נוירונים פפטידרגיים בהיפותלמוס של דג הזברה, אחד מאזורי המוח העמוקים והמאתגרים ביותר מבחינה טכנית לגישה. בשל הקושי המובנה בתכשיר זה, הקלטות מוצלחות של מהדק טלאי דורשות תשומת לב קפדנית לכמה פרמטרים קריטיים, כלומר איכות הפיפטה, טכניקת הגישה, טוהר התמיסה ובריאות הרקמות. גורמים אלה קובעים ביחד את הסבירות להשיג ולשמור על רישומי חותם ג'יגה יציבים. ראשית, הדמיה ברורה של תאי המטרה וקצה הפיפטה היא קריטית לנגיעה מוצלחת בתאי פיפטה ויצירת חותם ג'יגה. זה דורש כיול ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים מצהירים שאין ניגודי אינטרסים ואין מה לחשוף.

תודות

ברצוננו להודות לד"ר דניאל וגנאר על עזרתו בתכנון מכשירים לניסויים אופטוגנטיים. עבודה זו נתמכה על ידי מענקים R35 NS122172 ו-R34 NS126800 מהמכונים הלאומיים לבריאות ל-D.A.P, ותוכנית ההיכרות עם כישרונות בחו"ל של שנחאי ל-R.Z.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מגבראקסון700 מיליארד
נימי זכוכית בורוסיליקטסאטרBF100-58-10
מצלמת CCDדג'-MTIIR-1000
מחשבים להקלטות אלקטרופיזיולוגיותDellדגם Precision 3660
דיגידאטהאקסון1440א
כלוב פאראדייבהתאמה אישית
מלקחייםפ.ס.ט.דומונט #5
אינקובטורלונרויGZP-150B
פילטר ממברנהמיליפור סיגמאSLGV004SL
מיקרו סכיןפ.ס.ט.10318-14
המטרהאולימפוסMplan 5X/0.1; UMPlanFI/IR 60X/0.9W
משאבה פריסטלטיתיותרBT100-1L
מחזיק פיפטהנארישיגהח-7לדיסקציה
פולרמכשיר סאטרעמ' 97
סטריאומיקרוסקופ להקרנה ודיסקציה פלואורסצנטיתאולימפוסSZX16
ממריץא.מ.פ.ימאסטר8
מיקרומניפולטור תלת מימדימכשיר סאטרMPC-325
מיקרוסקופ DIC אינפרא אדום זקוףאולימפוסBX51WI
שולחן מבודד רטטTMC61-541-06
צג וידאוסונספוSP-717
אמבט מיםצרפתHWS-12
מתרגם X-Yבהתאמה אישית

מקורות

  1. Bradbury, J. Small fish, big science. PLoS Biology. 2, e148(2004).
  2. Rihel, J., et al. Zebrafish behavioral profiling links drugs to biological targets and rest/wake regulation. Science. 327, 348-351 (2010).
  3. Oikonomou, G., Prober, D. A. Attacking sleep from a new angle: Contributions from zebrafish. Curr Opin Neurobiol. 44, 80-88 (2017).
  4. Lovett-Barron, M., et al. Multiple convergent hypothalamus-brainstem circuits drive defensive behavior. Nat Neurosci. 23, 959-967 (2020).
  5. Wagle, M., et al. Brain-wide perception of the emotional valence of light is regulated by distinct hypothalamic neurons. Mol Psychiatry. 27, 3777-3793 (2022).
  6. Dreosti, E., Lopes, G., Kampff, A. R., Wilson, S. W. Development of social behavior in young zebrafish. Front Neural Circuits. 9, 39(2015).
  7. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14, 721-731 (2015).
  8. Zon, L. I., Peterson, R. T. In vivo drug discovery in the zebrafish. Nat Rev Drug Discov. 4, 35-44 (2005).
  9. Ahrens, M. B., et al. Brain-wide neuronal dynamics during motor adaptation in zebrafish. Nature. 485, 471-477 (2012).
  10. Mu, Y., et al. Glia Accumulate Evidence that Actions Are Futile and Suppress Unsuccessful Behavior. Cell. 178, 27-43 (2019).
  11. Yang, E., et al. A brainstem integrator for self-location memory and positional homeostasis in zebrafish. Cell. 185, 5011-5027.e20 (2022).
  12. Machluf, Y., Gutnick, A., Levkowitz, G. Development of the zebrafish hypothalamus: Hypothalamic neuronal specification. Ann N Y Acad Sci. 1220, 93-105 (2011).
  13. Tessmar-Raible, K., et al. Conserved sensory-neurosecretory cell types in annelid and fish forebrain: Insights into hypothalamus evolution. Cell. 129, 1389-1400 (2007).
  14. Bonnavion, P., et al. Hubs and spokes of the lateral hypothalamus: Cell types, circuits, and behaviour: LHA cell types and circuits. J Physiol. 594, 6443-6462 (2016).
  15. van den Pol, A. N. Neuropeptide transmission in brain circuits. Neuron. 76, 98-115 (2012).
  16. Watts, A. G. Neuropeptides and the integration of motor responses to dehydration. Annu Rev Neurosci. 24, 357-384 (2001).
  17. Lovett-Barron, M., et al. Ancestral circuits for the coordinated modulation of brain state. Cell. 171, 1411-1423.e17 (2017).
  18. Chiu, C. N., et al. A zebrafish genetic screen identifies neuromedin U as a regulator of sleep/wake states. Neuron. 89, 842-856 (2016).
  19. Chowdhury, S., et al. Brainstem neuropeptidergic neurons link a neurohumoral axis to satiation. Cell. 188, 1563-1579 (2025).
  20. Herget, U., Ryu, S. Coexpression analysis of nine neuropeptides in the neurosecretory preoptic area of larval zebrafish. Front Neuroanat. 9, 1-11 (2015).
  21. Sakmann, B., Neher, E. Single-Channel Recording. , Springer. New York. (2009).
  22. Zhang, R., Du, J. In vivo whole-cell patch-clamp recording in the zebrafish brain. , Springer. New York. (2016).
  23. Barrios, J. P., et al. Hypothalamic dopamine neurons control sensorimotor behavior by modulating brainstem premotor nuclei in zebrafish. Curr Biol. 30, 4606-4618 (2020).
  24. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2, 183-189 (2008).
  25. Liu, J., et al. Evolutionarily conserved regulation of hypocretin neuron specification by Lhx9. Development. 142, 1113-1124 (2015).
  26. Nipu, N., et al. Methylene blue at recommended concentrations alters metabolism in early zebrafish development. Commun Biol. 8, 1-11 (2025).
  27. Du, W., et al. The locus coeruleus modulates intravenous general anesthesia of zebrafish via a cooperative mechanism. Cell Rep. 24, 3146-3155.e3 (2018).
  28. Singh, C., Oikonomou, G., Prober, D. A. Norepinephrine is required to promote wakefulness and for hypocretin-induced arousal in zebrafish. Elife. 4, 1-22 (2015).
  29. Lin, J. Y., et al. ReaChR: A red-shifted variant of channelrhodopsin enables deep transcranial optogenetic excitation. Nat Neurosci. 16, 1499-1508 (2013).
  30. Zhang, R., Wei, H., Xia, Y., Du, J. Development of light response and GABAergic excitation-to-inhibition switch in zebrafish retinal ganglion cells: Functional development of zebrafish retinal ganglion cells. J Physiol. 588, 2557-2569 (2010).
  31. Zhang, R., Du, W., Prober, D. A., Du, J. Müller Glial cells participate in retinal waves via glutamate transporters and AMPA receptors. Cell Rep. 27, 2871-2880.e2 (2019).
  32. Kole, M. H. P., Stuart, G. J. Signal processing in the axon initial segment. Neuron. 73, 235-247 (2012).
  33. Petersen, C. C. H. Whole-cell recording of neuronal membrane potential during behavior. Neuron. 95, 1266-1281 (2017).
  34. Jin, K., et al. Brain-wide cell-type-specific transcriptomic signatures of healthy ageing in mice. Nature. 638, 182-196 (2025).
  35. Scala, F., et al. Phenotypic variation of transcriptomic cell types in mouse motor cortex. Nature. 598, 144-150 (2021).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

In Vivo
צור קשר
המלצה לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

2026 © זכויות יוצרים MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.